动物实验报告讲解
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第1篇一、实验目的本次实验旨在探究动物的运动规律,特别是四足动物的运动特点,包括行走、奔跑、跳跃等不同运动方式的基本原理和规律。
通过观察和分析动物的运动,加深对动物生理和行为学的理解。
二、实验材料与器材1. 实验动物:家兔、小鼠、猫、狗等。
2. 实验器材:高速摄像机、运动捕捉系统、电子秤、计时器、测量尺等。
3. 实验软件:图像处理软件、数据分析软件等。
三、实验方法1. 观察法:通过肉眼观察实验动物在不同运动方式下的运动特点,如行走、奔跑、跳跃等。
2. 记录法:利用高速摄像机记录实验动物的运动过程,并进行详细记录。
3. 测量法:使用电子秤、计时器、测量尺等工具,对实验动物的运动速度、频率、距离等参数进行测量。
4. 数据分析法:利用图像处理软件和数据分析软件,对实验数据进行处理和分析。
四、实验步骤1. 实验动物的选择与准备:选择健康、无病、无伤的实验动物,并对其进行编号、称重等基础处理。
2. 实验动物的运动观察:将实验动物放置在实验室内,观察其行走、奔跑、跳跃等运动方式。
3. 运动数据的记录与测量:利用高速摄像机记录实验动物的运动过程,并使用计时器、测量尺等工具进行数据记录和测量。
4. 数据分析:将记录的数据输入计算机,利用图像处理软件和数据分析软件进行数据处理和分析。
五、实验结果与分析1. 家兔的运动规律:- 行走:家兔的行走速度约为2-3米/秒,行走过程中身体呈波浪状起伏,四肢交替向前迈步。
- 奔跑:家兔的奔跑速度约为4-5米/秒,奔跑过程中身体前倾,四肢前后交替摆动。
- 跳跃:家兔的跳跃高度约为0.5米,跳跃过程中身体后仰,四肢同时发力。
2. 小鼠的运动规律:- 行走:小鼠的行走速度约为0.5-1米/秒,行走过程中身体呈直线运动,四肢交替向前迈步。
- 奔跑:小鼠的奔跑速度约为1-2米/秒,奔跑过程中身体前倾,四肢前后交替摆动。
- 跳跃:小鼠的跳跃高度约为0.2米,跳跃过程中身体后仰,四肢同时发力。
第1篇一、实验目的通过对生活中常见动物的观察和研究,了解动物的生态习性、生理特征以及与人类生活的关系,提高对动物保护的意识。
二、实验内容1. 实验对象:家猫、家狗、麻雀、青蛙、蚂蚁等。
2. 实验方法:(1)观察法:通过肉眼观察动物的形态、行为、生活习性等。
(2)实验法:通过人工干预,观察动物在不同环境下的反应。
(3)文献查阅法:查阅相关资料,了解动物的生态习性、生理特征等。
三、实验过程1. 观察法:(1)家猫:家猫具有敏锐的听觉和视觉,善于捕捉老鼠等小动物。
在室内环境中,家猫喜欢躲在隐蔽处休息,善于攀爬。
(2)家狗:家狗是人类忠实的朋友,具有强烈的领地意识。
在户外环境中,家狗善于奔跑、捕猎,对人友善。
(3)麻雀:麻雀是一种小型鸟类,善于在树梢间跳跃、觅食。
在人类居住区,麻雀喜欢在屋檐、电线杆等地方筑巢。
(4)青蛙:青蛙是一种两栖动物,善于跳跃、游泳。
在湿地环境中,青蛙捕食昆虫,是生态系统中重要的捕食者。
(5)蚂蚁:蚂蚁是一种社会性昆虫,善于搬运食物、建造巢穴。
在野外环境中,蚂蚁具有强烈的分工合作精神。
2. 实验法:(1)将家猫放入一个陌生环境,观察其反应。
结果显示,家猫在短时间内适应了新环境,表现出好奇和探索行为。
(2)将家狗放入一个封闭空间,观察其反应。
结果显示,家狗在短时间内表现出焦虑、吠叫等行为,但很快适应了环境。
(3)将麻雀放入一个封闭空间,观察其反应。
结果显示,麻雀在短时间内表现出焦虑、鸣叫等行为,但很快适应了环境。
(4)将青蛙放入一个水盆中,观察其反应。
结果显示,青蛙在短时间内适应了水环境,表现出游泳、捕食等行为。
(5)将蚂蚁放入一个封闭空间,观察其反应。
结果显示,蚂蚁在短时间内表现出焦虑、搬运食物等行为,但很快适应了环境。
3. 文献查阅法:通过查阅相关资料,了解到以下内容:(1)家猫:家猫的祖先是野猫,经过驯化后成为人类的宠物。
家猫具有独立、自主的生活习性,善于捕捉老鼠等小动物。
(2)家狗:家狗的祖先是狼,经过驯化后成为人类的伙伴。
实验动物学实验报告(共篇)(一)引言概述:实验动物学是研究动物行为、生理和遗传的学科,通过对动物进行实验来获取科学数据和知识。
本实验报告旨在总结一系列实验结果,探讨实验动物学领域的重要问题,并对其应用前景进行展望。
正文:1. 实验动物的选择:- 考虑实验目的和动物特征选择合适的实验动物;- 常用实验动物包括小鼠、大鼠、兔子等,每种动物具有独特的优势和限制;- 实验动物品种的选择需根据实验要求和研究领域确定。
2. 实验动物的饲养与环境:- 提供适宜的饲养环境,包括饲料、水源和温度控制等;- 动物饲养条件对实验结果有重要影响,需保证实验动物的健康和福利;- 定期进行环境监测和清洁,确保实验动物处于良好的生活环境。
3. 实验动物行为测试:- 利用行为学测试评估实验动物的认知和学习能力;- 常用的行为测试方法包括自由探索、空间记忆和条件反射等;- 结合行为学数据,分析实验动物的行为模式和特征,进一步探讨动物行为学的机制。
4. 实验动物遗传学研究:- 利用遗传学方法,研究实验动物的基因表达和突变;- 应用转基因技术构建基因改造的实验动物模型;- 分析实验动物遗传变异与行为学表现的相关性,深入了解动物行为与遗传之间的关系。
5. 实验动物生理研究:- 通过生理学指标评估实验动物的生物学状态和健康状况;- 分析实验动物的生理参数变化,揭示动物的生理机制;- 在药物研究和疾病模型中应用实验动物,探索潜在的治疗策略。
总结:实验动物学是研究动物行为、生理和遗传的重要学科,通过对实验动物进行一系列实验,我们可以深入了解动物的行为模式、生理机制和遗传特征。
通过合理选择实验动物、提供适宜的饲养环境、进行行为学测试以及遗传和生理研究,我们能够推动实验动物学的发展,为人类和动物健康领域的进展提供有力支持。
第1篇一、实验背景随着城市化进程的加快,城市校园内动物种类日益丰富。
为了更好地了解校园内动物的生态习性,提高学生的生态保护意识,我们组织了一次校园动物观察实验。
本次实验旨在观察校园内动物的生活习性、行为特点以及生态环境,为后续的生态保护和校园环境建设提供参考。
二、实验目的1. 了解校园内动物种类及分布情况;2. 观察动物的生活习性、行为特点;3. 分析动物与校园生态环境的关系;4. 提高学生的生态保护意识。
三、实验材料与方法1. 实验地点:某大学校园内;2. 实验时间:2021年9月至2022年1月;3. 实验对象:校园内各类动物;4. 实验方法:(1)实地观察:在校园内进行实地观察,记录动物种类、数量、生活习性等;(2)调查问卷:向学生发放调查问卷,了解他们对校园内动物的认知和保护意识;(3)资料收集:查阅相关文献,了解校园内动物的生态习性及保护措施。
四、实验结果与分析1. 动物种类及分布情况在本次实验中,共观察到校园内动物种类15种,包括鸟类、哺乳类、爬行类、两栖类等。
其中,鸟类数量最多,分布范围最广;哺乳类和爬行类次之;两栖类数量最少,分布范围相对较小。
2. 动物生活习性及行为特点(1)鸟类:校园内鸟类以家燕、麻雀、喜鹊为主。
它们具有迁徙习性,春季迁徙至校园繁殖,秋季迁徙至南方越冬。
鸟类在校园内主要以觅食、筑巢、繁殖等活动为主。
(2)哺乳类:校园内哺乳类以松鼠、蝙蝠、老鼠为主。
它们具有夜间活动习性,白天多隐藏于树木、灌木丛中。
哺乳类在校园内主要以觅食、繁殖、休息等活动为主。
(3)爬行类:校园内爬行类以壁虎、蜥蜴为主。
它们具有适应性强、分布范围广的特点。
爬行类在校园内主要以捕食、繁殖、休息等活动为主。
(4)两栖类:校园内两栖类以青蛙、蟾蜍为主。
它们具有季节性迁徙习性,春季迁徙至校园繁殖,秋季迁徙至南方越冬。
两栖类在校园内主要以捕食、繁殖、休息等活动为主。
3. 动物与校园生态环境的关系校园内动物种类丰富,生态环境良好。
实验名称:动物心脏功能实验实验目的:1. 了解动物心脏的结构和功能。
2. 学习心脏功能实验的基本操作和数据分析方法。
3. 通过实验验证心脏功能的相关理论知识。
实验时间:2023年X月X日实验地点:动物实验室实验材料:1. 实验动物:成年家兔1只2. 实验仪器:手术显微镜、手术器械、心脏功能测定仪、生理盐水、记录纸、笔等实验方法:1. 家兔麻醉:将家兔置于手术台上,采用吸入麻醉法进行麻醉。
2. 心脏暴露:沿家兔胸部正中线切开皮肤,暴露心脏。
3. 心脏连接:将心脏功能测定仪的电极连接到心脏表面,确保连接牢固。
4. 数据采集:开启心脏功能测定仪,记录心脏搏动频率、收缩压、舒张压等数据。
5. 心脏功能实验:分别进行心脏负荷实验、心脏缺血实验和心脏药物实验,观察心脏功能的变化。
实验步骤:1. 心脏负荷实验:向家兔体内注入生理盐水,观察心脏搏动频率、收缩压、舒张压等数据的变化。
2. 心脏缺血实验:阻断家兔心脏的冠状动脉血流,观察心脏搏动频率、收缩压、舒张压等数据的变化。
3. 心脏药物实验:向家兔体内注入心脏药物,观察心脏搏动频率、收缩压、舒张压等数据的变化。
实验结果:1. 心脏负荷实验:家兔心脏搏动频率、收缩压、舒张压等数据在注入生理盐水后无明显变化。
2. 心脏缺血实验:阻断家兔心脏的冠状动脉血流后,心脏搏动频率、收缩压、舒张压等数据明显降低。
3. 心脏药物实验:注入心脏药物后,家兔心脏搏动频率、收缩压、舒张压等数据明显升高。
实验分析:1. 心脏负荷实验:生理盐水对心脏功能无显著影响,说明心脏具有较好的耐受性。
2. 心脏缺血实验:阻断冠状动脉血流后,心脏搏动频率、收缩压、舒张压等数据明显降低,说明心脏在缺血状态下功能受到损害。
3. 心脏药物实验:注入心脏药物后,心脏搏动频率、收缩压、舒张压等数据明显升高,说明心脏药物具有改善心脏功能的作用。
实验结论:1. 心脏具有较好的耐受性,在正常生理状态下能够承受一定的负荷。
第1篇实验名称:狗的生理与行为特性研究实验目的:通过对狗的生理指标、行为表现和遗传特征进行分析,探究狗的生理与行为特性,为动物行为学和生理学的研究提供数据支持。
实验时间:2023年3月1日至2023年3月31日实验地点:某高校动物实验中心实验对象:健康成年狗10只,品种包括拉布拉多、哈士奇、金毛寻回犬等。
实验方法:1. 生理指标测定:- 体重、体长、胸围、腹围等形态指标;- 血液常规指标,包括红细胞计数、血红蛋白浓度、白细胞计数等;- 肝功能、肾功能、血糖等生化指标;- 心电图、血压等生理指标。
2. 行为表现观察:- 社交行为,包括对人类的亲近程度、与其他狗的互动等;- 工作能力,如服从训练、搜救训练等;- 攻击性行为,包括对人类和动物的攻击倾向;- 情绪表现,如兴奋、恐惧、焦虑等。
3. 遗传特征分析:- 通过DNA提取和基因测序,分析狗的遗传背景;- 研究特定基因与狗的行为、生理特征之间的关系。
实验结果:1. 生理指标:- 不同品种的狗在体重、体长等形态指标上存在显著差异;- 血液常规指标、肝功能、肾功能等生化指标均在正常范围内;- 心电图、血压等生理指标表明狗的生理功能良好。
2. 行为表现:- 拉布拉多、金毛寻回犬等品种的狗表现出较高的社交能力,对人类的亲近程度较高;- 哈士奇等品种的狗在服从训练和搜救训练中表现出较高的工作能力;- 所有品种的狗均表现出一定的攻击性,但通过训练可以降低攻击倾向;- 狗的情绪表现多样,兴奋、恐惧、焦虑等情绪均可观察到。
3. 遗传特征:- 通过基因测序,发现不同品种的狗在遗传背景上存在显著差异;- 部分基因与狗的行为、生理特征存在相关性,如与社交能力、工作能力、攻击性等。
实验结论:1. 狗的生理指标和行为表现受到品种、遗传等因素的影响;2. 狗的社交能力、工作能力、攻击性等行为特征可以通过训练和遗传改良进行调控;3. 遗传特征分析为动物行为学和生理学的研究提供了新的视角。
第1篇一、实验目的1. 了解鸡的生物学特性、生理功能及生长发育规律。
2. 掌握鸡的饲养管理技术,为实验动物学教学和科研提供基础。
二、实验材料1. 实验动物:鸡(品种、年龄、性别等)2. 实验器材:温度计、湿度计、饲料、饮水器、称重器、笼具等3. 实验试剂:消毒液、营养液等三、实验方法1. 观察鸡的外部形态结构,了解其生长发育规律。
(1)观察鸡的头部、颈部、胸部、腹部、尾部等部位,记录其形态、颜色、羽毛等特征。
(2)测量鸡的体长、体重、翼长等指标,了解其生长发育规律。
2. 观察鸡的生理功能。
(1)观察鸡的呼吸、心跳、排泄等生理现象。
(2)观察鸡的采食、饮水等行为。
3. 掌握鸡的饲养管理技术。
(1)了解鸡的饲料种类、营养成分、饲养方式等。
(2)观察鸡的饲养环境,包括温度、湿度、光照等。
(3)掌握鸡的消毒、防疫、疾病防治等技术。
四、实验结果与分析1. 鸡的形态结构(1)头部:鸡的头部呈椭圆形,有喙、眼、耳等器官。
(2)颈部:鸡的颈部细长,肌肉发达,有利于采食和呼吸。
(3)胸部:鸡的胸部宽大,有发达的胸肌,有利于飞行。
(4)腹部:鸡的腹部较宽,有利于消化和生殖。
(5)尾部:鸡的尾部较短,羽毛密实,有利于保温。
2. 鸡的生理功能(1)呼吸:鸡的呼吸以肺为主,气囊辅助呼吸。
(2)心跳:鸡的心脏四腔,心跳较快,有利于血液循环。
(3)排泄:鸡的排泄器官有肾脏、输尿管、泄殖腔等。
(4)采食:鸡的喙尖利,善于啄食。
(5)饮水:鸡的饮水需求较高,需保持充足的水源。
3. 鸡的饲养管理技术(1)饲料:鸡的饲料应富含蛋白质、碳水化合物、脂肪、维生素和矿物质等。
(2)饲养环境:鸡的饲养环境应保持适宜的温度、湿度、光照等,以利于其生长发育。
(3)消毒:定期对鸡舍、饲料、饮水等消毒,预防疾病传播。
(4)防疫:定期进行疫苗接种,预防疫病发生。
(5)疾病防治:发现病鸡应及时隔离治疗,防止疫情扩散。
五、实验总结本次实验通过对鸡的形态结构、生理功能及饲养管理技术的观察,使我们对鸡的生物学特性有了更深入的了解。
第1篇实验名称:动物实验研究一、实验目的本次实验旨在通过对动物进行实验研究,探讨动物在不同环境条件下的生理和行为反应,以及不同因素对动物生理和行为的影响。
二、实验材料1. 实验动物:小鼠(体重20-25g,雄性)2. 实验设备:电子天平、温度计、湿度计、录音设备、视频采集设备、动物笼具等3. 实验试剂:生理盐水、葡萄糖、乳酸、NaOH等三、实验方法1. 实验分组:将实验动物随机分为三组,分别为对照组、实验组A和实验组B。
2. 实验环境:将实验动物放置于温度为(25±2)℃、湿度为(60±5)%的实验室环境中。
3. 实验步骤:(1)对照组:将实验动物放置于正常环境中,观察其生理和行为反应。
(2)实验组A:将实验动物放置于高温(35±2)℃、高湿(80±5)%的环境中,观察其生理和行为反应。
(3)实验组B:将实验动物放置于低温(15±2)℃、低湿(40±5)%的环境中,观察其生理和行为反应。
4. 实验数据记录:记录实验动物在不同环境条件下的生理指标(如体温、心率、呼吸频率等)和行为表现(如活动量、摄食量等)。
四、实验结果1. 对照组:实验动物在正常环境条件下,生理指标和正常值相符,行为表现正常。
2. 实验组A:实验动物在高温、高湿环境中,体温升高,心率加快,呼吸频率增加,活动量减少,摄食量降低。
3. 实验组B:实验动物在低温、低湿环境中,体温降低,心率减慢,呼吸频率减少,活动量增加,摄食量升高。
五、实验分析1. 高温、高湿环境对实验动物的影响:高温、高湿环境会导致实验动物体温升高,增加能量消耗,降低食欲,影响消化吸收,进而导致生理功能紊乱。
2. 低温、低湿环境对实验动物的影响:低温、低湿环境会导致实验动物体温降低,新陈代谢减慢,降低免疫力,增加感染风险。
3. 实验动物在不同环境条件下的生理和行为反应:实验结果表明,环境因素对动物生理和行为具有重要影响,高温、高湿和低温、低湿环境均能导致实验动物生理指标和行为的显著变化。
动物学实验报告动物学实验报告引言:动物学实验是科学研究中不可或缺的一环,通过对动物进行实验,可以深入了解动物的生理、行为、进化等方面的特征。
本报告旨在总结动物学实验的重要性以及其在科学研究中的应用。
1. 实验动物的选择实验动物的选择是动物学实验中的重要环节。
常用的实验动物包括小鼠、大鼠、猴子等。
选择实验动物时需要考虑多个因素,如动物的生命周期、生育能力、易于饲养和管理等。
此外,实验动物的基因背景也需要考虑,以确保实验结果的可靠性和可重复性。
2. 动物实验的伦理问题在进行动物学实验时,伦理问题是不可忽视的。
科学家们应该始终尊重动物的权益和福利,确保实验过程中动物不受到不必要的痛苦和折磨。
为此,科学界制定了一系列的伦理准则和规范,如最小化动物使用、使用无痛苦的实验方法等。
3. 动物学实验的应用领域动物学实验在科学研究中有着广泛的应用。
以下是几个常见的应用领域:3.1. 生理学研究通过对动物进行生理学实验,可以研究动物的生理功能和机制。
例如,通过实验可以了解动物的呼吸、消化、循环等系统是如何运作的,从而对人类的健康和疾病有所启示。
3.2. 行为学研究动物学实验在行为学研究中起着重要作用。
科学家们通过观察和实验,可以了解动物的行为模式、社会结构、学习能力等。
这些研究对于理解人类的行为和心理也具有一定的指导意义。
3.3. 进化学研究动物学实验对于进化学研究也有重要意义。
通过对不同物种的实验,可以了解它们的进化历程和适应性特征。
例如,通过对鸟类的实验可以研究鸟类的迁徙行为和导航能力,从而揭示进化的原理。
4. 动物学实验的局限性和挑战动物学实验虽然在科学研究中发挥着重要作用,但也面临一些局限性和挑战。
首先,动物与人类之间存在差异,因此实验结果不能直接推广到人类身上。
其次,动物实验往往需要大量的时间、资源和精力,且存在一定的伦理和道德争议。
结论:动物学实验在科学研究中具有不可替代的地位。
通过实验,我们可以深入了解动物的生理、行为和进化等方面的特征。
第1篇一、实验目的1. 了解蚂蚁的觅食行为特点;2. 探究蚂蚁觅食过程中的信息传递方式;3. 分析蚂蚁觅食行为对人类生活的意义。
二、实验材料1. 实验对象:蚂蚁(种类不限,数量若干)2. 实验器材:培养皿、透明胶带、食物(如糖水、肉末等)、放大镜、尺子、计时器等三、实验方法1. 观察蚂蚁觅食行为:将蚂蚁放入培养皿中,观察蚂蚁在培养皿内的活动情况,记录蚂蚁觅食行为的特点。
2. 探究蚂蚁觅食过程中的信息传递方式:在培养皿内放置食物,用透明胶带将食物与培养皿边缘粘合,防止蚂蚁爬出。
观察蚂蚁觅食过程中的行为变化,如触角、身体弯曲等,分析蚂蚁觅食过程中的信息传递方式。
3. 分析蚂蚁觅食行为对人类生活的意义:结合观察结果,分析蚂蚁觅食行为对人类生活的意义,如蚂蚁在生态平衡、土壤改良等方面的作用。
四、实验步骤1. 准备实验材料,将蚂蚁放入培养皿中;2. 观察蚂蚁在培养皿内的活动情况,记录蚂蚁觅食行为的特点;3. 在培养皿内放置食物,用透明胶带将食物与培养皿边缘粘合;4. 观察蚂蚁觅食过程中的行为变化,分析蚂蚁觅食过程中的信息传递方式;5. 分析蚂蚁觅食行为对人类生活的意义;6. 整理实验数据,撰写实验报告。
五、实验结果与分析1. 观察结果:蚂蚁在培养皿内表现出明显的觅食行为,如爬行、触角接触、身体弯曲等。
蚂蚁觅食过程中,触角起到了重要的作用,它们通过触角感知食物的气味,从而确定食物的位置。
2. 信息传递方式:在实验过程中,蚂蚁通过触角感知食物的气味,并将这一信息传递给其他蚂蚁。
当一只蚂蚁发现食物后,它会通过触角与其他蚂蚁接触,将信息传递给它们,从而引导其他蚂蚁前往食物所在地。
3. 蚂蚁觅食行为对人类生活的意义:蚂蚁在生态平衡、土壤改良等方面具有重要作用。
它们能够分解有机物质,促进土壤肥力;同时,蚂蚁还能够控制害虫,维持生态平衡。
六、实验结论1. 蚂蚁的觅食行为具有明显的特点,如触角感知、身体弯曲等;2. 蚂蚁觅食过程中的信息传递方式主要是通过触角;3. 蚂蚁觅食行为对人类生活具有重要作用,如生态平衡、土壤改良等。
动物学实验报告(范文)(一)引言概述:动物学实验报告是对特定动物或一组动物进行观察、记录和分析的科学性文档,通过实验分析动物的行为、特征和生态习性,从而更好地了解动物的生态环境和行为模式。
本报告将对一组实验中的动物进行观察和记录,并从以下五个方面进行详细阐述:动物的外部特征、生态环境、行为模式、饮食习性和繁殖方式。
一、动物的外部特征:1. 观察动物的体型、体长、体重等基本特征;2. 记录动物的体色、毛发和羽毛等外部特征;3. 探究动物的头部结构、四肢形态等特征;4. 观察动物的感觉器官如眼睛、耳朵等的形态和构造;5. 记录动物的运动能力和适应环境的特征。
二、动物的生态环境:1. 调查动物栖息地的地理位置和气候条件;2. 分析动物所处环境的地形和植被状况;3. 记录动物栖息地的海拔高度和水域特征;4. 探究动物栖息地的食物来源和天敌情况;5. 分析动物栖息地对其生活和繁殖的影响。
三、动物的行为模式:1. 观察动物的觅食行为和觅食策略;2. 记录动物的睡眠习性和活动规律;3. 探究动物的社交行为和群体组织结构;4. 观察动物的逃避和防御行为;5. 分析动物的繁殖行为和繁殖季节。
四、动物的饮食习性:1. 调查动物食性类型和摄食方式;2. 记录动物的主要食物来源和摄入量;3. 探究动物的消化系统结构和功能;4. 观察动物对不同食物的偏好和适应能力;5. 分析动物的饮食选择和食物摄入与能量需求的关系。
五、动物的繁殖方式:1. 调查动物的性别比例和交配方式;2. 记录动物的交配行为和繁殖季节;3. 探究动物的受精方式和卵胎生或胎生特征;4. 观察动物的孵化或生育过程和育儿行为;5. 分析动物的繁殖成功率和繁殖对后代生存的影响。
总结:综上所述,通过对动物的外部特征、生态环境、行为模式、饮食习性和繁殖方式进行观察和分析,我们对该组动物的生活习性和繁殖生态有了更加深入的了解。
这些信息对于保护和管理特定动物群体以及生态环境的保护具有重要的参考价值。
一、实验目的通过本次实验,了解实验动物的种类、特点及其在生物学研究中的应用,掌握实验动物的基本操作方法,提高实验技能。
二、实验原理实验动物是生物学研究的重要工具,它们在生理、遗传、发育、行为等多个领域发挥着重要作用。
实验动物的选择应考虑其组织结构、系统功能、生理特性等方面的相似性,以便更好地模拟人类生理、病理过程。
三、实验材料与仪器1. 实验动物:小白鼠、小白兔、家鸽等。
2. 仪器:解剖显微镜、手术刀、剪刀、镊子、解剖盘、酒精灯、注射器、生理盐水等。
四、实验步骤1. 观察实验动物的外观特征,如体型、颜色、毛发等。
2. 解剖小白鼠,观察其内部器官的形态和位置。
(1)解剖前,将小白鼠放入解剖盘中,用手术刀在小白鼠的腹部切开一个小口。
(2)用剪刀剪开皮肤和肌肉,暴露内脏器官。
(3)观察并记录内脏器官的形态、位置和相互关系。
3. 解剖小白兔,观察其生殖系统的结构和功能。
(1)解剖前,将小白兔放入解剖盘中,用手术刀在小白兔的腹部切开一个小口。
(2)用剪刀剪开皮肤和肌肉,暴露生殖器官。
(3)观察并记录生殖器官的形态、位置和相互关系。
4. 解剖家鸽,观察其消化系统的结构和功能。
(1)解剖前,将家鸽放入解剖盘中,用手术刀在腹部切开一个小口。
(2)用剪刀剪开皮肤和肌肉,暴露消化器官。
(3)观察并记录消化器官的形态、位置和相互关系。
五、实验结果与分析1. 实验动物外观特征:- 小白鼠:体型较小,毛色以白色为主,四肢较短。
- 小白兔:体型较大,毛色多样,四肢较长。
- 家鸽:体型适中,羽毛丰满,有喙、颈、胸、腹、尾等部位。
2. 实验动物内部器官:- 小白鼠:心脏、肝脏、脾脏、肺脏、肾脏、胃、小肠、大肠、生殖器官等。
- 小白兔:心脏、肝脏、脾脏、肺脏、肾脏、胃、小肠、大肠、生殖器官等。
- 家鸽:心脏、肝脏、脾脏、肺脏、肾脏、胃、小肠、大肠、生殖器官等。
3. 实验动物生殖系统:- 小白鼠:雌性具有卵巢、输卵管、子宫、阴道等;雄性具有睾丸、输精管、阴茎等。
一、实验目的通过本次实验,掌握动物示教的基本技能,提高观察、记录和分析动物行为的能力,同时加深对动物生物学特性的理解。
二、实验动物本次实验选取了昆明小鼠作为实验动物。
三、实验器材1. 小鼠笼2. 饲料和饮水3. 示教显微镜4. 记录本5. 镜台清洁布6. 照相机(可选)四、实验步骤1. 准备阶段(1)将小鼠笼放置在实验台上,确保环境安静、温度适宜。
(2)在显微镜下观察小鼠的形态结构,记录其特征。
(3)准备好记录本、清洁布等实验器材。
2. 示教阶段(1)将小鼠放入示教显微镜下,观察其行为。
(2)记录小鼠的行为特点,如活动范围、运动方式、饮食、睡眠等。
(3)在实验过程中,可使用照相机记录小鼠的行为。
(4)根据观察结果,分析小鼠的行为规律和生物学特性。
3. 分析阶段(1)将记录的数据进行整理和分析。
(2)结合所学知识,对小鼠的行为特点进行解释。
(3)讨论实验过程中遇到的问题,提出改进措施。
五、实验结果与分析1. 活动范围观察到小鼠在实验过程中活动范围较小,主要在笼内进行。
2. 运动方式小鼠的运动方式包括爬行、跳跃、攀爬等。
3. 饮食小鼠在实验过程中表现出明显的饮食行为,主要食用饲料。
4. 睡眠小鼠在实验过程中有短暂的睡眠现象。
六、讨论1. 小鼠的活动范围较小,可能与笼内空间有限有关。
2. 小鼠的运动方式多样,表明其具有较强的适应能力。
3. 小鼠的饮食和睡眠行为符合其生物学特性。
七、结论本次实验成功展示了动物示教的基本技能,通过观察和记录小鼠的行为,加深了对动物生物学特性的理解。
在实验过程中,需要注意观察的准确性,提高记录和分析能力。
八、注意事项1. 实验过程中,要保持环境安静,避免干扰动物行为。
2. 观察时,要尽量保持显微镜稳定,避免图像模糊。
3. 记录时,要详细、准确,便于后续分析。
4. 实验结束后,要及时清理实验器材,保持实验室整洁。
通过本次实验,我们不仅掌握了动物示教的基本技能,还加深了对动物生物学特性的理解。
第1篇一、实验目的通过对不同种类动物特性的观察和实验,了解动物的形态结构、生理特性、行为习性等方面的特点,为动物学研究和应用提供基础数据。
二、实验材料与方法1. 实验材料:(1)动物:家兔、大鼠、鸡、鱼、青蛙等。
(2)实验仪器:解剖镜、显微镜、生理盐水、注射器、酒精灯、剪刀、镊子、解剖板等。
2. 实验方法:(1)形态结构观察:观察动物的体形、体色、体型、体态、头部、四肢、尾巴等部位的特点。
(2)生理特性实验:①心率测定:用听诊器或心电图仪测定动物的心率。
②体温测定:用体温计测定动物的体温。
③呼吸频率测定:观察动物的呼吸动作,计数一定时间内呼吸次数。
(3)行为习性观察:观察动物的活动、取食、繁殖、睡眠等行为特点。
三、实验结果与分析1. 形态结构特点:(1)家兔:体形肥胖,四肢短而粗,尾巴短小,毛色多样。
(2)大鼠:体形细长,四肢细长,尾巴较长,毛色多为棕色。
(3)鸡:体形中等,羽毛丰满,喙部尖细,足有爪。
(4)鱼:体形细长,鳞片覆盖全身,生活在水中。
(5)青蛙:体形扁平,皮肤裸露,四肢细长,生活在水中或陆地。
2. 生理特性特点:(1)心率:家兔心率约为每分钟200-300次,大鼠心率约为每分钟300-500次,鸡心率约为每分钟300-500次,鱼心率约为每分钟100-200次,青蛙心率约为每分钟150-250次。
(2)体温:家兔体温约为38-39℃,大鼠体温约为37-38℃,鸡体温约为42-43℃,鱼体温约为25-30℃,青蛙体温约为20-25℃。
(3)呼吸频率:家兔呼吸频率约为每分钟40-60次,大鼠呼吸频率约为每分钟80-120次,鸡呼吸频率约为每分钟60-80次,鱼呼吸频率约为每分钟30-50次,青蛙呼吸频率约为每分钟40-60次。
3. 行为习性特点:(1)家兔:喜群居,善于跳跃,以草食为主。
(2)大鼠:喜穴居,善于挖掘,杂食性。
(3)鸡:喜集群,善于飞行,以食谷物为主。
(4)鱼:生活在水中,善于游泳,以浮游生物或底栖生物为食。
第1篇一、实验目的1. 掌握从动物组织中提取DNA的基本原理和方法。
2. 熟悉实验操作流程,包括组织处理、裂解、纯化、沉淀和溶解等步骤。
3. 学习使用酚-氯仿法提取DNA,并掌握相关试剂和仪器的使用。
二、实验原理动物组织中的DNA主要以染色体的形式存在于细胞核内。
提取DNA的目的是将DNA与蛋白质、脂类和糖类等分离,同时保持DNA分子的完整性。
本实验采用酚-氯仿法提取DNA,其原理如下:1. 使用SDS(十二烷基硫酸钠)和蛋白酶K处理组织,破坏细胞膜,使蛋白质变性并溶解。
2. 加入酚和氯仿/异戊醇,通过酚的变性作用和氯仿/异戊醇的相容性,使蛋白质和DNA分离。
3. 通过离心,将蛋白质和杂质与DNA分离。
4. 用乙醇沉淀DNA,得到纯净的DNA。
三、实验材料1. 实验动物:小鼠或鸡2. 试剂:SDS、蛋白酶K、酚、氯仿/异戊醇、乙醇、TE缓冲液、NaCl、EDTA、液氮、离心机、移液器、玻璃匀浆器、离心管、吸头等四、实验步骤1. 组织处理- 称取适量动物组织(如肝脏、肌肉等),用液氮迅速冷冻。
- 将冷冻的组织移入研钵中,加入适量的裂解缓冲液(含SDS、蛋白酶K、NaCl、EDTA等),用研钵研磨至匀浆状。
- 将匀浆移入离心管中,加入等体积的酚和氯仿/异戊醇,充分混匀。
- 4℃下静置30分钟,待蛋白质变性沉淀。
2. 离心分离- 将离心管以12,000 rpm离心10分钟,弃去上清液。
- 将沉淀中加入适量的TE缓冲液,充分混匀。
- 再次以12,000 rpm离心10分钟,弃去上清液。
3. DNA沉淀- 向沉淀中加入适量的乙醇,混匀后静置2-3分钟。
- 将沉淀移入新的离心管中,以12,000 rpm离心5分钟。
- 弃去上清液,用75%乙醇洗涤沉淀1次。
- 将沉淀干燥,加入适量的TE缓冲液溶解。
4. DNA纯化- 将溶解的DNA溶液通过0.22 μm滤膜过滤,去除杂质。
- 使用紫外分光光度计测定DNA浓度。
第1篇一、实验目的1. 了解动物在实验中的应用原理;2. 掌握动物实验的基本操作技能;3. 培养实验者的观察、分析、总结能力。
二、实验原理动物实验是医学、生物学等领域研究的重要手段。
实验者通过对动物进行观察、检测、处理等操作,研究动物生理、生化、病理等方面的变化,从而揭示生物现象和疾病机理。
本实验主要介绍动物实验的基本原理和应用。
三、实验材料1. 实验动物:小白鼠、豚鼠、家兔等;2. 实验器材:解剖显微镜、手术器械、生理记录仪、生物显微镜、离心机等;3. 实验试剂:生理盐水、消毒液、抗生素等。
四、实验方法1. 实验动物的选择与处理:根据实验目的,选择合适的实验动物。
实验动物需进行编号、称重、消毒等处理,以保证实验的准确性和安全性。
2. 实验动物的麻醉与固定:实验动物需进行麻醉,以减轻疼痛和应激反应。
麻醉方法有吸入麻醉、静脉麻醉等。
麻醉后,将动物固定在手术台上,以便进行实验操作。
3. 实验操作:根据实验目的,进行相应的实验操作。
如解剖、生理实验、病理实验等。
4. 实验数据的采集与处理:实验过程中,需准确记录实验数据。
实验数据包括生理指标、生化指标、病理指标等。
实验数据需进行统计分析,以得出结论。
5. 实验动物的复苏与护理:实验结束后,需对实验动物进行复苏和护理。
复苏方法有人工呼吸、心脏按摩等。
护理内容包括观察动物的生命体征、饮食、饮水等。
五、实验结果与分析1. 实验结果:实验过程中,观察并记录实验动物的生理、生化、病理等方面的变化。
2. 实验分析:根据实验结果,分析实验动物的生理、生化、病理等方面的变化,探讨实验原理在动物实验中的应用。
六、实验结论1. 动物实验是医学、生物学等领域研究的重要手段,具有不可替代的作用。
2. 实验者需掌握动物实验的基本原理和应用,以保证实验的准确性和安全性。
3. 实验过程中,需注意实验动物的护理,确保实验动物的生命安全。
七、实验注意事项1. 实验前,需对实验动物进行编号、称重、消毒等处理。
一、实验目的1. 了解家兔的基本生物学特性。
2. 掌握家兔实验操作的基本技能。
3. 培养实验操作的严谨性和观察分析能力。
二、实验材料1. 家兔一只(体重2.5-3.0kg)。
2. 实验器材:手术器械、生理盐水、酒精棉球、注射器、试管、试管架、显微镜、载玻片、盖玻片、滤纸等。
三、实验步骤1. 家兔麻醉与固定(1)将家兔放入实验室内,观察其活动状态,确保家兔健康。
(2)将家兔固定在手术台上,采用空气栓塞法进行麻醉。
具体操作如下:将注射器连接三通管,三通管一端连接空气栓塞器,另一端插入家兔耳静脉。
缓慢推注空气,使家兔进入麻醉状态。
(3)用酒精棉球消毒家兔皮肤,进行手术部位皮肤切开。
2. 解剖与观察(1)切开家兔皮肤,暴露出肌肉层,沿肌肉层分离出肌肉。
(2)观察肌肉层下的血管,记录血管的直径、数量等。
(3)分离肌肉层,暴露出骨骼肌纤维,用显微镜观察肌肉纤维的横纹结构。
(4)观察肌肉纤维的长度、直径等。
3. 组织切片与观察(1)取肌肉组织,进行固定、脱水、透明、浸蜡、包埋、切片等步骤。
(2)将切片放在载玻片上,滴加苏木精染色液,进行染色。
(3)用显微镜观察肌肉组织切片,观察肌肉纤维的横纹结构、细胞核、细胞质等。
4. 实验结果记录与分析(1)记录家兔的体重、性别、年龄等基本信息。
(2)记录血管的直径、数量等。
(3)记录肌肉纤维的长度、直径等。
(4)分析实验结果,探讨家兔肌肉组织的结构和功能。
四、实验结果1. 家兔体重:2.8kg,性别:雌性,年龄:6个月。
2. 血管直径:0.5-1.0mm,数量:约10条。
3. 肌肉纤维长度:10-15μm,直径:1-2μm。
4. 肌肉组织切片观察结果:肌肉纤维呈长圆柱状,横纹明显,细胞核位于纤维中央,细胞质呈红褐色。
五、实验结论1. 家兔肌肉组织具有明显的横纹结构,肌肉纤维呈长圆柱状,细胞核位于纤维中央。
2. 家兔肌肉组织具有较好的收缩性能,有利于家兔进行运动。
3. 家兔肌肉组织切片观察结果与文献报道相符。
动物观察实验报告范文(一)引言概述动物观察实验是一项重要的科学研究方法,通过对动物行为、生理、生态等方面的观察和记录,可以深入了解动物的习性和特点。
本文将以动物观察实验为主题,通过分析实验结果,探讨动物行为和生态的相关问题。
正文内容一、动物观察实验的设计1.确定实验对象:选择适合研究的动物种类,确定实验的观察对象和样本数量。
2.确定实验环境:保证实验环境稳定和一致,提供适宜的饲养条件和生活空间。
3.制定观察方案:规划实验观察时间、观察视角和观察指标,确保数据的准确性和可比性。
4.进行数据采集:运用相应的观察仪器和记录方法,采集目标动物的生理、行为等数据。
5.分析实验结果:通过数据分析和统计方法,得出实验结果,并进行科学解读。
二、动物行为与环境的关系1.食物获取行为:探讨不同动物物种的觅食行为特点和策略,分析环境对其觅食行为的影响。
2.族群行为研究:观察动物的社会行为,探讨动物在群体中的角色分工和社会秩序的形成。
3.繁殖行为观察:研究动物的交配行为和育儿行为,揭示动物繁殖与环境因素之间的关系。
4.栖息地选择研究:分析动物对不同环境的选择倾向,了解动物对于栖息地的适应策略。
5.迁徙行为研究:观察动物的迁徙行为,探讨迁徙对于动物生存和繁衍的重要性。
三、动物生理与适应能力1.耐寒能力研究:观察动物对低温环境的适应能力,如冬眠、蓄能等生理现象。
2.耐热能力研究:探究动物对高温环境的耐受能力和热应激反应。
3.水分调节研究:研究动物对水分的需求和调节机制,揭示动物在不同水源条件下的生理适应策略。
4.光线对生物钟的影响:通过观察动物的生物钟调节现象,研究光线对生物节律的影响。
5.飞行行为研究:研究动物的飞行行为和相关生理适应特点,探讨飞行对动物的身体结构和功能的影响。
四、动物生态与环境保护1.食物链研究:通过生态观察和分析,研究不同动物在食物链中的地位和相互关系。
2.生境破坏研究:观察动物栖息地被破坏后的生存情况,揭示生境破坏对动物种群的影响。
实验名称:动物行为观察与实验实验时间:2023年3月15日实验地点:XX动物园实验目的:通过观察和实验,了解不同动物的行为特征,探讨动物行为的生物学基础。
实验材料:1. 观察对象:猴子、鸽子、鱼、蛇等不同种类的动物。
2. 实验设备:摄像机、录音笔、食物诱饵、实验场所等。
实验过程:一、观察阶段1. 观察猴子:- 观察时间:上午9:00-10:00- 观察内容:猴子的社交行为、食物获取行为、玩耍行为等。
- 观察结果:猴子群体中有明显的等级制度,强壮的猴子往往占据食物资源,而年轻的猴子则跟随长辈学习生存技能。
猴子在玩耍时,表现出模仿和合作的行为。
2. 观察鸽子:- 观察时间:下午2:00-3:00- 观察内容:鸽子的领地行为、觅食行为、繁殖行为等。
- 观察结果:鸽子在领地内表现出筑巢、保护领地的行为,觅食时成群结队,繁殖季节则表现出交配和抚养后代的行为。
3. 观察鱼:- 观察时间:下午4:00-5:00- 观察内容:鱼类的社交行为、食物获取行为、迁徙行为等。
- 观察结果:鱼类在水中游动时,表现出群体行为,如跟随领导鱼、成群觅食等。
在繁殖季节,鱼类会迁徙到特定的水域进行繁殖。
4. 观察蛇:- 观察时间:晚上7:00-8:00- 观察内容:蛇的捕食行为、伪装行为、冬眠行为等。
- 观察结果:蛇在捕食时表现出隐蔽、突然袭击的行为,善于伪装自己以捕捉猎物。
在寒冷的冬季,蛇会进入冬眠状态,减少能量消耗。
二、实验阶段1. 实验一:猴子食物获取实验- 实验目的:观察猴子在食物获取过程中的行为变化。
- 实验方法:将猴子放入一个有多个食物投放点的实验场所,观察猴子如何选择食物和获取食物的过程。
- 实验结果:猴子在实验场所中,通过观察和尝试,迅速找到食物投放点,并成功获取食物。
2. 实验二:鸽子领地行为实验- 实验目的:观察鸽子在领地内的行为特征。
- 实验方法:在鸽子的领地内放置两个类似的食物投放点,观察鸽子如何选择和占领食物投放点。
实验动物学实验报告(共9篇)实验动物学实验报告实验一大、小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作,掌握大、小鼠的一般操作方法,包括大、小鼠的抓取和固定、性别鉴定、给药、采血。
二、实验动物:昆明小鼠4只(2雌2雄)、大鼠4只(2雌2雄)、灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。
三、实验步骤1、抓取和固定1.1抓取:左手抓小鼠的尾根部1.2固定:左手抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
1.3同样操作将大鼠抓取和固定2、性别鉴定:2.1抓取和固定小鼠2.2观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。
雄性:距离长,毛发密(和其他部位一样);雌性:距离短,毛发稀疏。
2.3同样鉴别方法,重复鉴别大鼠。
3. 给药3.1 灌胃法3.1.1按正确方法用左手抓取和固定小鼠,使腹部朝上,颈部拉直。
3.1.2固定后,右手持持接灌胃针的注射器吸取药液(或事先将药液吸好),将针头从口角插入口腔内,然后用灌胃针头压其头部,使口腔与食管成一直线,再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入,转动针头刺激动物吞咽,然后沿咽后壁慢慢插入食道。
3.1.3当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内,向外抽动注射器活塞,感觉有负压,此时可将药液灌入。
3.1.3用大鼠重复同样操作3.2 注射给药3.2.1皮下注射3.2.1.1用左手拇指和食指轻轻提起动物颈后肩胛间皮肤,3.2.1.2右手持注射器,使针头水平刺入皮下,针头能自由拨动无牵阻,推送药液时注射部位隆起。
拨针时,以手指捏住针刺部位3.2.1.3用大鼠重复同样操作3.2.2腹腔注射3.2.2.1以左手固定小鼠,使腹部向上,3.2.2.2右手持注射器从下腹两侧向头方刺入皮下,针头稍向前,再将注射器沿45 角斜向穿过腹肌进入腹腔,此时有落空感,回抽无回血或尿液,即可注入药液。
实验动物学实验报告学院:学号:姓名时间:实验一:小鼠实验一、实验目的1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法;2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法;3、掌握小鼠的标记方法;4、掌握小鼠的基本采血技术;5、掌握小鼠的常用给药方法;6、掌握小鼠的解剖方法,熟悉内部脏器的自然位置;二、实验材料1、实验动物:每组两只雌鼠,两只雄鼠;2、实验器械及试剂:鼠笼;小鼠固定器和小鼠固定板;眼科剪;眼科镊;解剖刀;1ml注射器;毛细玻璃管;灌胃针;苦味酸染料;葡萄糖液;2%水合氯醛;三、实验内容及方法1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起,置于鼠笼或实验台向后拉,在其向前爬行时,用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤,将鼠体置于左手心中,把后肢拉直,以无名指按住鼠尾,小指按住后腿即可。
这种在手中固定方式,能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显,雄鼠可见阴道开口和五对乳头。
幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定,近者为雌,远者为雄。
另外,雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟,而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。
3、小鼠的标记方法1)耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口,左耳为十位,右耳为个位。
2)剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠;3)染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位,注意逆着毛发生长方向刷。
4、小鼠的基本采血1)剪尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并历出鼠尾,将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟,也可用酒精棉球涂擦,使局新血管扩张。
将鼠尾擦干,再用刀片剪去1-2mm,让血液滴入盛器或直接用移液器吸取,同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后,先用棉球压迫止血并立即用6%液体火棉胶涂于尾巴伤口处,使伤口外结一层火棉胶薄膜,保护伤口。
也可采用切割尾静脉的方法采血,三根尾势脉可交替切割,并自尾尖向尾根方向切割,每次可取0.2~0.3ml血,切割后用棉球压迫止血。
这种采血方法在大鼠进行较好,可以较长的间隔时间连续取血,进行血常规检查。
2)眼眶后静脉丛取血当需中等量的血液,而又需避免动物死亡时采用此法。
用左手固定鼠,尽量捏紧头部皮肤,使头固定,并轻轻向下压迫颈部两侧,引起头部静脉血液回流困难,使眼球充分外突(示眼眶后静脉丛充血),右手持毛细玻璃管,沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。
刺入深度小鼠2~3mm。
当感到有阻力时再稍后退,保持水平位,稍加吸引,由于血压的关系,血液即流人玻璃管中。
得到所需的血量后,拨出毛细管。
若手法恰当,小鼠约可采血0.2~0.3ml。
3)心脏取血动物仰卧固定在固定板上,剪去心前区部位的被毛,用碘酒酒精消毒皮肤。
在左侧第3~4肋间,用左手食指摸到心搏处,右手取连有4~5号针头的注射器,选择心搏最强处穿刺,当针刺入心脏时,血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器。
此法要求实验者掌握以下要点:要迅速而直接插入心脏,否则,心脏将从针尖处滑脱;如第一次没刺准,将针头抽出重刺,不要在心脏周围乱探,以免损伤心、肺;要缓慢而稳定的抽吸,否则,太多的真空反而使心脏塌陷。
若不需保留动物生命时,也可麻醉后切开动物胸部,将注射器直接刺人心脏抽吸血液。
5、小鼠的常用给药方法1)经口给药:小鼠灌胃左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定,右手持灌胃针,将灌胃针插入动物口中,沿咽后壁徐徐插入食道。
动物应固定成垂直体位,针插入时应无阻力。
若感到阻力或动物挣扎时,应立即停止进针或将针拔出,以兔损伤或穿破食道以及误入气管。
一般当灌胃针插入小鼠3~4cm,常用的灌胃量小鼠为0.2~1ml;2)皮下注射给药皮下注射给药部位以颈部三角区最佳。
操作时,常规消毒注射部位皮肤,然后将皮肤提起,注射针头取一钝角角度刺入皮下,把针头轻轻向左右摆动,易摆动则表示已刺入皮下,再轻轻抽吸,如无回血,可缓慢地将药物注入皮下。
拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻,以防止药物外漏。
3)肌肉注射给药小鼠体积小,肌肉少,很少采用肌肉注射。
当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时,采用肌肉注射。
操作时1人保定小鼠,另一人用左手抓住小鼠的1条后肢,右手拿注射器。
将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4,注入药液.用药量不超过0.1ml/10g体重。
4)腹腔注射给药左左手提起并固定小鼠,使鼠腹部朝上,鼠头略低于尾部,右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺,针头刺入皮肤后进针3nm左右,接着使注射针头与皮肤呈45°角刺入腹肌,穿过腹肌进入腹膜腔,当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。
固定针头,保持针尖不动,回抽针栓,如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。
5)尾静脉注射给药鼠尾静脉有两根,左右两侧各一根。
操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中,使尾巴露出,尾部用45~50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指和小指夹住尾巴的末梢,右手持注射器,使针头与静脉平行(小于30℃),从尾下四分之一处(约距尾尖2-3厘米)处进针,此处皮薄易于刺入,先缓注少量药液,如无阻力,表示针头已进入静脉,可继续注入。
注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。
如需反复注射,应尽可能从末端开始,以后向尾根部方向移动注射。
动进入注射器。
6、小鼠的解剖将小鼠放在解剖盘上,用大头针将四肢固定在解剖盘上。
用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒。
用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开,然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开,仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官。
内部脏器观察1)肺:分左右两叶,右肺分为四叶,左肺为一整叶。
2)心脏:呈圆锥状,位于近胸骨端,心尖位于第四肋间。
3)肝:附于隔上,呈暗褐色,分5叶。
4)胃:分贲门、幽门、胃底及胃体。
5)肠:分小肠和大肠。
小肠包括回肠、空肠和十二指肠。
6)脾:脾斜卧在胃的左侧,呈暗红色,长条扁平状。
7)胰:在十二指肠附近,呈粉红色。
8)肾:右肾比左肾位置稍高,肾脏前方有肾上腺,每肾内侧各有一根输尿管,开口于膀胱背侧。
9)卵巢和子宫:卵巢形似绿豆状,粉红色,左右各一,位于肾脏下方。
小鼠为双角子宫,为Y字形。
10)睾丸:小鼠睾丸有一对,幼年时睾丸位于腹腔内,性成熟后则下降至阴囊内。
实验二:大鼠实验一、实验目的1、掌握大鼠抓取、固定的基本方法;2、掌握大鼠的雌雄鉴别方法;3、掌握大鼠的标记方法;4、掌握大鼠的基本采血技术(尾静脉采血、心脏釆血、腹主动脉采血);5、掌握大鼠的常用给药方法(灌胃、腹腔注射、尾静脉注射、皮下注射、皮内注射、麻醉);6、掌握大鼠的解剖方法,熟悉内部脏器的自然位置;二、实验材料1、实验动物:每组SD大鼠2只(1雌1雄);2、实验器械及试剂:鼠笼、大鼠固定器、大鼠固定板、1ml注射器、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、灌胃针、10%水合氯醛、生理盐水;三、实验内容及步骤1.抓取和固定右手从鼠笼将大鼠尾巴上段抓住并提起,放在鼠笼上部。
轻轻向后拉鼠尾,大鼠向前挣脱时,用左手拇指和食指抓住两耳后和劲部大部分皮肤。
其余手指及掌心夹住背部和尾部,将大鼠尾巴钩绕于小指上,将尾巴固定。
注意不要用力过大使大鼠窒息死亡。
2.性别鉴定成年雄鼠的睾丸沉降至阴囊中,故其阴囊明显,成年雌鼠可见阴道开口和乳头,幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定,雄性:距离长,毛发密(和其他部位一样),雌性:距离短,毛发稀疏。
3.给药1)灌胃: 将注射器装入药物溶液,装上灌胃针。
抓取固定大鼠后,使大鼠头部朝上,从大鼠口角一侧进针,沿咽后壁缓缓插入食道。
若感到巨大阻力或动物挣扎时,应立即停止进针或将针拔出,以免损伤或穿破食道以及误入气管。
一般当灌胃针插入大鼠4~5cm,常用的灌胃量大鼠为0.5~1ml;(若药物灌入肺中,大鼠死亡)。
2)腹腔注射:左手固定大鼠后,右手持针,45度沿腹白线两侧进针,刺入腹肌,穿过腹肌进入腹膜腔,当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感。
针头刺入皮肤后进针3nm左右,将注射针头朝上,减少与皮肤间的倾斜角度,继续进针。
固定针头,保持针尖不动,回抽针栓,如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。
3)尾静脉注射:鼠尾静脉有两根,左右两侧各一根。
操作时先将动物固定在鼠筒内,使其尾巴露出,尾部用45~50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指和小指夹住尾巴的末梢,右手持注射器,使针头与静脉平行(小于30℃),从尾上三分之一处进针,此处皮薄易于刺入,回抽出血液后,表示针头已进入静脉,可缓慢将药物注入小鼠尾静脉中。
注射完毕后用干棉球压迫尾部向注射以止血。
如需反复注射,应尽可能从末端开始,以后向尾根部方向移动注射。
(切勿从后3/1处注射,此处大鼠易发生断尾现象)。
4)皮下注射:将大鼠以俯卧位固定,将腹部皮肤去毛后,左手拇指和食指捏住腹部皮肤,右手持针沿纵轴方向刺入皮下,进针时感觉有阻力,继续刺入后突然阻力消失,判断针头可活动后注射入药液。
注射成功后可见一个小丘状隆起,经过段时间后注射入的药物可被吸收。
5)皮内注射:小鼠以俯卧位固定,将腹部皮肤去毛后,左手拇指和食指捏住腹部皮肤,右手持针沿皮肤平行方向刺入捏住的皮肤,注射药液。
若感觉注射时有阻力,注射部位局部形成光亮泛白的皮丘即为注射成功。
为避免药液流出,停留片刻后将针头拔出,用干棉球按压针孔。
4.麻醉:抓取固定大鼠后,通过腹腔注射的方式(按10%水合氯醛2ml/kg的用量)将适量的麻醉剂注射如大鼠体内,等待几分钟后观察大鼠反应。
若大鼠行动迟缓或几乎不动为麻醉成功。
若注射过量麻醉剂会造成大鼠死亡。
5.釆血1)尾静脉采血先将大鼠固定在鼠筒内,使其尾巴露出,尾部用45~50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张,并可使表皮角质软化,以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧,使静脉充盈,用中指从下面托起尾巴,以无名指和小指夹住尾巴的末梢,右手持注射器,使针头与静脉平行(小于30℃),从尾上三分之一处进针,此处皮薄易于刺入,回抽出血液后继续采集血液,每次0.1ml。
2)心脏釆血:将麻醉后的小鼠以仰卧位放置,用指腹触摸观察确定小鼠心脏的位置(为搏动为剧烈处)。
右手持注射器,左手在左侧固定心脏,针头紧贴剑突下以30度角向前刺入2.5cm左右,边进针边回抽针管,可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内。
此时固定针管及心脏的位置,继续采血。
采血完成后拔出针头,用干棉球按压住针头的位置。
(每次采血量可达2~3ml)。
3)腹主动脉采血:将大鼠麻醉固定后,用手术剪沿腹正中线剪开腹腔,将腹主动脉充分暴露后(腹主动脉与腹主静脉伴行,紧贴脊柱),右手持注射器,针尖斜面朝下,入针角度约25~30度,朝向心端方向刺入,深度以5mm左右为宜,抽吸血液,若观察到针管中血液为鲜红色即为进针成功,继续采血。