半纤维素水解液中抑制物对发酵生产木糖醇的影响
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发酵法生产木糖醇的原理发酵法生产木糖醇的原理是利用微生物的代谢活性将庶出物(如木质纤维素、木糖等)转化为木糖醇。
具体而言,这个过程可以分为两个主要步骤:糖酵解和木糖醇生成。
糖酵解是指将庶出物中的木糖通过微生物菌种进行分解的过程。
在糖酵解过程中,首先需要通过预处理方式将庶出物中的木糖分离出来。
一种常用的预处理方式是酸水解,即将木质纤维素热处理于酸性条件下,使之迅速分解为木糖和其他的庶出物。
这样,分离出来的木糖可以用于后续的发酵步骤。
接下来,将分离出来的木糖通过发酵过程转化为木糖醇。
发酵过程中需要使用到一种特殊的微生物菌种,常见的有木糖酵解菌和木糖醇生产菌。
木糖酵解菌可将木糖分解为木糖醛。
在酸性环境下,木糖酵解菌会将木糖内部的吡喃环打开,形成醛羰基,然后醛羰基会通过酸酶的作用转变为木糖醛。
接着,木糖醇生产菌(如阿拉伯木糖酵解菌和木糖醇菌)将木糖醛进一步还原为木糖醇。
木糖醛是能通过微生物酶的还原作用转变为木糖醇的中间物质。
发酵过程中需要注意的是微生物菌种的选择和菌种培养条件的调节。
首先需要找到合适的微生物菌种,该菌种要有良好的木糖分解能力和木糖醇生产能力。
其次,要根据菌种的特性和发酵条件进行培养,以保证菌种的生长繁殖和代谢活性的持续进行。
一般来说,发酵过程中需要控制温度、pH值、营养物质和氧气等因素,使得微生物细胞能够在适宜的环境中进行正常的生长代谢。
发酵法生产木糖醇具有以下优点。
首先,木糖醇是以生物庶出物为原料进行生产,相对于传统化学合成方法,发酵法不会产生大量的废水和废气,环保性更高。
其次,发酵法能够充分利用生物资源,将生物庶出物转化为有价值的产品。
此外,通过发酵法还能够获得高纯度的木糖醇,适用于食品、医药和化妆品等领域的生产。
总结起来,发酵法生产木糖醇的原理是利用微生物的代谢活性将庶出物中的木糖转化为木糖醇。
通过两个主要步骤:糖酵解和木糖醇生成,分离出来的木糖经过微生物菌种的作用转化为木糖醇。
这种生产方法具有环保性高、资源利用率高和产品纯度高等优点,在实际应用中具有一定的潜力。
代谢木糖生产乙醇的基因工程菌研究进展洪解放 张敏华 刘 成 邹少兰 吴经才(天津大学石油化工技术开发中心,天津,300072)摘 要 木糖广泛存在于林业及农业废弃物中,木糖发酵生产乙醇是再生资源的有效利用。
文中报道了近几年来在利用基因工程菌发酵木糖生产乙醇方面的研究进展。
重点介绍了大肠杆菌、酿酒酵母、树干毕赤酵母及运动发酵单胞菌的基因改造情况。
关键词 木糖发酵,半纤维素,乙醇,基因工程第一作者:硕士研究生。
收稿时间:2004-10-25,改回时间:2004-12-06 20世纪以来人们利用石油作为主要能源和化工原料,为人类社会的发展做出了巨大贡献。
但由于大量开采,消耗过快,石油储备日趋减少,现已面临枯竭的地步。
因此,寻找新的代用品已成为刻不容缓的战略性问题。
地球上每年植物光合作用的生物量可达1145亿t ,其中大部分为木质纤维素类。
木质纤维素是纤维素、半纤维素和木质素等聚合物的复合物,其中半纤维素约占30%。
从总量上看,纤维素、半纤维素和木质素是世界上最广泛的可再生性生物资源。
木质纤维素广泛存在于林业及农业废弃物中,利用酸解或酶解的方法将木质纤维素转化为还原性糖会产生大量的五碳糖(D 2木糖和L 2阿拉伯糖)和六碳糖(葡萄糖、半乳糖和甘露糖),其中六碳糖约占2/3,五碳糖约占1/3。
而在半纤维素的水解产物中,D 2木糖约占90%。
燃料乙醇是一种清洁便捷的可再生能源,是来自可再生资源中最有发展前景的液体燃料,被纳入许多国家的发展战略规划。
木质纤维素水解产物中的六碳糖可由传统酿酒酵母很容易地发酵成酒精,而五碳糖则不能由传统酿酒酵母发酵产生乙醇。
因此,如果能找到一种可以混合糖为原料产乙醇的工程菌,理论上可使乙醇产量提高25%,从而降低生产成本。
现有的产醇发酵菌种中有些虽然具有较强的产醇能力,但可利用碳源范围窄(如运动发酵单胞菌只能以葡萄糖、蔗糖或果糖作为发酵原料;酿酒酵母亦只能利用六碳糖,不能利用五碳糖);有些虽然可利用碳源范围较广(如大肠杆菌可同时利用五碳糖和六碳糖),但产醇能力极为有限。
纤维燃料乙醇生产中木糖发酵的研究进展曹秀华;阮奇城;林海红;胡开辉;孙淑静;祁建民【摘要】木糖是木质纤维质水解产物中含量仅次于葡萄糖的单糖,由半纤维素水解生成.研究表明,将本质纤维素原料中的木糖发酵生成乙醇,可提高纤维燃料乙醇的转化效率25%左右.天然菌种在发酵过程中具有副产物多、乙醇得率低、易污染、耐乙醇能力差等缺点,难以工业化应用.近年来许多研究者构建了可以高效代谢五碳糖和六碳糖的基因重组菌.虽然这些重组菌株在木糖转化酒精方面均显示出良好的应用前景,但仍存在诸多问题.本文介绍了近年来代谢工程改造微生物菌种发酵木糖生产酒精的研究进展,以期为利用农作物秸秆转化燃料乙醇研究提供参考依据.【期刊名称】《中国麻业科学》【年(卷),期】2010(032)003【总页数】5页(P166-169,182)【关键词】纤维燃料乙醇;木糖;发酵;代谢工程【作者】曹秀华;阮奇城;林海红;胡开辉;孙淑静;祁建民【作者单位】福建农林大学教育部作物遗传育种与综合利用重点实验室,福州,350002;福建农林大学教育部作物遗传育种与综合利用重点实验室,福州,350002;福建农林大学教育部作物遗传育种与综合利用重点实验室,福州,350002;福建农林大学教育部作物遗传育种与综合利用重点实验室,福州,350002;福建农林大学教育部作物遗传育种与综合利用重点实验室,福州,350002;福建农林大学教育部作物遗传育种与综合利用重点实验室,福州,350002【正文语种】中文【中图分类】TQ92农作物秸秆是一种具有多用途的可再生生物资源,也是地球上最丰富的有机物质之一。
我国是一个农业大国,农作物秸秆数量大、种类多、分布广,长期以来则作为主要燃料或废弃、焚烧。
严重污染了大气环境,制约了农村经济可持续性发展。
能源危机已迫在眉睫,开发可再生能源已成为我国必须面对的重要课题。
以淀粉类和糖类为原料生产燃料乙醇,考虑到粮食安全,已被叫停。
以农作物纤维素类生产燃料乙醇,适应我国国情发展方向。
生物法制备木糖醇的研究进展杨波;许韦;贾东旭;金利群【摘要】木糖醇是一种存在于自然的五碳糖醇,在医药、食品和化工等领域具有广泛应用.目前,工业上制备木糖醇的方法主要是化学加氢法,生物法制备木糖醇具有反应条件温和、环境污染小等优势,已经受到了广泛的关注.对微生物发酵法和酶催化法制备木糖醇以及制备过程中所涉及到的一些方法进行了综述,并对未来在提高木糖醇产量方面的一些着手点进行展望.【期刊名称】《发酵科技通讯》【年(卷),期】2017(046)002【总页数】6页(P113-117,120)【关键词】木糖醇;生物法;木糖还原酶【作者】杨波;许韦;贾东旭;金利群【作者单位】浙江工业大学生物工程学院,浙江杭州310014;浙江工业大学生物工程学院,浙江杭州310014;浙江工业大学生物工程学院,浙江杭州310014;浙江工业大学生物工程学院,浙江杭州310014【正文语种】中文【中图分类】TS245.8木糖醇是一种天然存在的五碳糖醇(分子式C5H12O5,相对分子质量152.15),广泛存在于草莓、李子和梨等水果中,但是含量较低[1].2004年,木糖醇被美国能源部门列为12种最重要的来源于生物质的基础化学物质之一.木糖醇广泛应用于食品、医学和化工等领域.木糖醇的甜度与蔗糖相当,但其口感清凉,且不会引起龋齿,可用于制作口香糖[2-4].木糖醇作为一种功能性甜味剂,能够参与人体的糖代谢,无需胰岛素的促进,也能透过细胞膜,为人体吸收利用.有学者通过临床研究发现静脉注射木糖醇不会引起血糖值升高,却可以刺激胰岛素的分泌[5].木糖醇具有五个羟基,因此可以代替甘油和食用油制备合成油漆的重要原料——醇酸树脂.木糖醇还可以与牙膏中的氟化物和中草药混合使用,起到预防龋齿及保护牙龈的作用.目前,木糖醇的生产方法主要有固液萃取法、化学加氢法及生物法.由于天然果蔬中的木糖醇含量较低,因此利用固液萃取法生产木糖醇困难且不经济,目前已很少被采用.化学加氢法是目前工业上制备木糖醇最常用的方法,但是这种方法需要在苛刻的条件下对纯木糖进行化学加氢,且得率仅有50%~60%[6-7].在整个制备过程中需要进行多步分离纯化,大大地增加了生产成本.而生物法具有反应条件温和、对环境无污染和无需多步分离纯化等优点,具有良好的应用前景,目前已经受到广泛的关注.生物法又可分为微生物发酵法及酶催化法:微生物发酵法主要是利用微生物在一定的条件下代谢底物生成产物的方法;酶催化法即利用木糖还原酶直接将木糖转化为木糖醇.目前的研究主要集中在微生物发酵法,通过优化发酵过程来提高木糖醇产量的方法主要可以概括为以下三点.1.1 通过优化发酵培养基提高木糖醇的产量培养基的成份对菌体的生长及代谢具有重要影响,Ling等[8]以玉米芯半纤维素水解液为底物,以Candida tropicalis HDY-02为生产菌株,利用PB实验设计法筛选出重要变量KH2PO4、酵母粉、(NH4)2SO4和MgSO4·7H2O,再通过中心组合设计法(CCD)确定重要变量的最佳水平.结果表明:酵母粉和MgSO4·7H2O对木糖醇产量影响较大,优化后的培养基成份为5 g/L (NH4)2SO4,1.3 g/LKH2PO4,4.6 g/L酵母粉和0.6 g/L MgSO4·7H2O.在该条件下,连续补料的分批发酵可产生58 g/L的木糖醇,木糖转化率为73%.辅助底物的添加可以实现菌体生长发酵过程中辅酶NAD(P)H的再生,但是不同辅助底物对于菌体代谢生成产物的促进作用是不一样的,因此,Hernández-Pérez 等[9]分别研究麦芽糖、蔗糖和纤维二糖作为辅助底物对Candida guilliermondii FTI 20037产木糖醇的影响.结果表明:补充蔗糖(10 g/L)会使木糖的吸收率(1.11 g/(L·h))、木糖醇的终质量浓度(36.11 g/L)及时空产率(0.75 g/(L·h))分别增加8.88%,12.88%和8.69%.发酵过程中,底物或产物的浓度过高会对生产菌株产生抑制作用,因此,将发酵液中的底物或产物浓度控制在合适的范围内对提高菌株的发酵性能至关重要.Kim等[10]利用Candida tropicalis ATCC 13803,研究木糖和木糖醇浓度对木糖醇产率的影响,最终发现,培养基中木糖质量浓度为100 g/L,木糖与木糖醇的总质量浓度少于200 g/L为最适条件,木糖醇的质量浓度达到187 g/L,产率为75%,时空产率为3.9 g/(L·h).细胞循环发酵也是防止底物或产物抑制的一种有效方法,由于其具备高的细胞浓度,可以缩短发酵时间,提高底物消耗速率.Kwon等[11]设计了一种带有吸入压力和空气喷射功能的浸没式膜生物反应器,以C. tropicalis KCTC 10457为菌种进行细胞循环培养.在每一批细胞发酵中,产生的平均木糖醇质量浓度及时空产率分别为180 g/L,8.5 g/(L·h).1.2 通过优化发酵条件提高木糖醇的产量初始pH、温度等发酵条件对菌体的生长代谢具有重要影响.Srivani等[12]对Candida parapsilosis NCIM-3323发酵生产木糖醇的初始pH、温度进行了优化.结果表明:在初始pH 3.5,温度30 ℃条件下,以60 g/L的木糖作为底物,木糖醇的产率及时空产率达到最优,分别为46.9%,0.7 g/(L·h).溶氧也是菌株发酵生产木糖醇的一个关键因素,由于菌株的最大生长速率与木糖醇的积累不在同一溶氧水平,因此,Li等[13]以C. tropicalis作为生产菌株,采用两步补料分批发酵的方法,通过改变通气速率将发酵分为通气阶段和微通气阶段,初始木糖质量浓度为80 g/L,培养120 h,最终获得96.5 g/L的木糖醇,产率及时空产率分别达83%,1.01 g/(L·h),分别比补料分批发酵过程提高12.16%和65.57%.1.3 通过野生菌代谢过程改造提高木糖醇的产量然而,仅仅通过传统的微生物发酵法还远远满足不了工业化需求,近几年,随着分子生物学的飞速发展,利用代谢工程的手段改造野生菌,构建更加高效制备木糖醇的工程菌已经成为了国内外学者研究的热点.木糖在微生物体内的代谢路径主要有两条:一条是木糖在木糖异构酶的作用下生成木酮糖,木酮糖在木酮糖激酶的作用下生成木酮糖-5-磷酸,最后进入磷酸戊糖途径;另一条是木糖由NAD(P)H依赖型的木糖还原酶(xylose reductase,XR)还原为木糖醇,木糖醇通过NAD+依赖型的木糖醇脱氢酶(XDH)氧化为木酮糖,最终进入磷酸戊糖途径.第一条路径主要存在于细菌当中,第二条路径一般存在于丝状真菌及酵母中.木糖的代谢路径为目前文献中所报道的通过代谢工程改造来提高木糖醇产量的方法主要可以概括为改造木糖的转运系统和改造木糖醇的代谢路径.1.3.1 改造木糖的转运系统提高木糖在微生物体内的转运速度对提高木糖醇生产效率至关重要,为了促进木糖的吸收,Zhang等[14]分别将Kluyveromyces marxianus水-甘油跨膜运输通道蛋白基因(KmFPS1),Candida intermedia葡萄糖/木糖诱导基因(CiGXF1)或葡萄糖/木糖同向转运基因(CiGXS1)导入到K. marxianus YZJ017中进行过表达.结果表明:在42 ℃条件下,带有CiGXF1基因的YZJ074利用99.55 g/L的木糖产生99.29 g/L的木糖醇,时空产率高达4.14 g/(L·h).通过重复补加未经灭菌的底物进行分批发酵,YZJ074可以产生312.05 g/L的木糖醇.为了进一步提高木糖转运蛋白的活性,Wang等[15]将来源于Meyerozyma guilliermondii的转运基因Mgt05196p导入到Saccharomyces cerevisiae进行表达,并对Mgt05196p的蛋白结构及基因序列进行分析,通过定点突变的方式确定其关键氨基酸残基.最终发现,F432A及N360S突变体能够提高Mgt05196p的木糖转运活性.1.3.2 改造木糖醇的代谢路径在丝状真菌及酵母中,木糖经木糖还原酶(XR)转化为木糖醇,但是木糖醇脱氢酶(XDH)会继续将木糖醇转化为木酮糖,这就严重阻碍了木糖醇的大量积累,因此,Ko等[16]将Candida tropical中编码木糖醇脱氢酶(XDH)的基因XYL2破坏,使木糖醇脱氢酶(XDH)的活性丧失,从而提高木糖醇的产量.结果表明:突变株BSXDH-3以50 g/L的D-木糖为底物,15 g/L的甘油为辅助底物,培养16 h,木糖醇的终质量浓度达到48.6 g/L,时空产率为3.23 g/(L·h),转化率高达98%.Mahmud等[17]通过在Aspergillus oryzae中编码木糖醇脱氢酶的xdhA基因中插入选择性标记基因pyrG,降低木糖醇脱氢酶的活性,筛选出突变菌株xdhA2-1,最终,此突变菌株可产生16.6 g/L的木糖醇,木糖醇的产率及时空产率分别为43%,0.248 g/(L·h),均高于原始菌株.酶催化法是一种新兴的方法,此过程简单、易行,是一种非常具有工业前景的木糖醇制备方法.2.1 木糖还原酶的基本特性木糖还原酶(XR)是木糖代谢过程中的关键酶,它负责将木糖转化为木糖醇,主要存在于丝状真菌和酵母中.木糖还原酶属于氧化还原酶,只有在辅酶的参与下才能起作用,就目前所发现的木糖还原酶而言,大多数均是辅酶NADPH依赖型,如来源于Candida tropicals[18],Talaromyces emersonii[19]和Pichia stipitis[20]等的木糖还原酶;少部分是辅酶NADH依赖型,如来源于Candida parapsilosis[21]的木糖还原酶;还有个别是双辅酶依赖型,如来源于Candidatenuis[22]和Candida intermedia[23]的木糖还原酶.木糖还原酶普遍存在专一性差的特点,能够将多种糖转化为相应的糖醇,这给木糖醇的分离纯化带来了很大的困难,此外,在催化木糖制备木糖醇的过程中需要额外添加价格昂贵的辅酶NAD(P)H来提供还原力,这些因素很大地制约了酶催化法的工业化发展.分子改造是提高酶专一性的一种手段,Su等[24]通过对来源于Neurospora crassa的木糖还原酶进行定点突变,获得的突变体VMCQIRTT对阿拉伯糖的活性较突变前的酶降低了73.5%,从而提高了其对木糖的专一性.Rafiqul等[25]考察了反应时间、温度、pH、木糖浓度、NADPH浓度、酶添加量以及转速等因子对来源于C. tropicalis的木糖还原酶催化木屑半纤维素水解液制备木糖醇的影响.最终,以18.8 g/L的木糖作为底物,木糖醇的产率仅为56%.为了减少辅酶NAD(P)H的添加量,构建高效的辅酶再生体系至关重要,Branco等[26]将甘蔗渣经弱酸水解获得含有18 g/L木糖和6 g/L葡萄糖的半纤维素水解液,通过来源于Candida guilliermondii FTI 20037木糖还原酶(XR)与葡萄糖脱氢酶(GDH)偶联催化含木糖的半纤维素水解液制备木糖醇,最终转化效率可达100%.Nidetzky等[27]利用来自Candida tenuis的NADH依赖型的木糖还原酶(XR)与来自Bacillus cereus的葡萄糖脱氢酶(GDH)相偶联,并通过构建动力学模型对反应过程进行优化,最终,以300 g/L的木糖作为底物,获得96%的木糖醇产率及80 g/(L·d)的时空产率.2.2 重组木糖还原酶的构建及在制备木糖醇中的应用然而,仅仅通过简单的酶催化条件的优化来制备木糖醇,其产量还无法达到理想的要求,利用基因工程的手段构建更加高效制备木糖醇的重组木糖还原酶工程菌已经受到了广泛的关注.目前,这种方法主要集中于强化木糖还原酶基因的表达.影响木糖还原酶基因表达的因素主要为还原酶的合成速度和木糖还原酶的表达宿主.2.2.1 木糖还原酶的合成速度酶的可溶性表达量大小决定了其活性的高低,酶的合成速度过快,则会导致其折叠错误,形成大量的包涵体,最终导致木糖还原酶的活性降低,为了解决这个问题,Su等[28]考察了不同启动子对来源于Neurospora crassa木糖还原酶表达的影响,最终发现,Trc启动子能够使木糖还原酶的翻译起始速率处于相对较低的水平,在相对较高的温度下诱导表达,几乎没有形成包涵体,从而很大程度上提高了木糖还原酶的活性.降低诱导温度也可以减少木糖还原酶的合成速度,但是过低的诱导温度会增加能源的消耗,同时也会使木糖还原酶的表达量降低.2.2.2 木糖还原酶的表达宿主木糖还原酶的原宿主与表达宿主的内环境不同,也不利于酶的表达.因此,Jeon等[29]将Neurospora crassa中的木糖还原酶基因(NcXR)导入到C. tropicalis中,但由于NcXR在C. tropicalis中因密码子的偏爱性不同而不能够表达.因此,将NcXR的氨基酸序列以偏好于C. tropicalis的密码子翻译为新的基因序列.最终利用经密码子优化过的重组菌株LNG2转化木糖制备木糖醇,转化率高达96%,时空产率为1.44 g/(L·h),分别比对应的亲本菌株BSXDH-3提高62%和73%.由于木糖还原酶大多来源于酵母,因此目前关于重组木糖还原酶工程菌的研究大多以酵母为宿主,Govinden等[30]从Pichia stipitis和Candida shehatae中分离的木糖还原酶基因(XYL1),在启动子ADH2和终止子PGK1的控制下克隆进YEp载体,然后通过电转的方式将其转入Saccharomyces cerevisiae Y294中.Pratter 等[31]将来自Candida tenuis的木糖还原酶基因(CtXR)导入到Saccharomyces cerevisiae中,最终,利用重组菌转化40 g/L的木糖,木糖醇的产率高达100%.酵母培养条件普通,可以大规模生产,同时具有一定的翻译后加工能力,对外源蛋白质进行一定的折叠加工和糖基化修饰,特别适用于真核基因的表达.大肠杆菌也是构建基因工程菌的常用宿主,具有繁殖速度快、基因操作简单、培养成本低和表达量高等优点,Woodyer等[32]从Neurospora crassa全基因组序列中确定出木糖还原酶基因,将其转入到Escherichia coli中进行表达,并以His6标记融合进行高收率纯化.然而由于木糖还原酶一般来源于真核生物,而大肠杆菌属于原核生物,真核生物与原核生物内环境差距较大,蛋白修饰不同,不利于木糖还原酶基因的表达.Suzuki等[33]将来自Candida tropical IFO 0618的木糖还原酶基因(xyrA)转入到E. coil中,最终将50 g/L的木糖和5 g/L的葡萄糖加入到经IPTG诱导过的细胞中,培养20 h,木糖醇的产量仅有13.3 g/L.2.3 固定化木糖还原酶在制备木糖醇中的应用固定化酶较游离酶有很多优势,如提高酶的稳定性、提高酶的重复利用性等,但是选择合适方法是固定化成功的关键.Su等[34]通过比较海藻酸钙凝胶包埋法、海藻酸/壳聚糖包埋法、壳聚糖-戊二醛交联法及聚丙烯酰胺凝胶包埋法对木糖还原酶活性的影响,选择了壳聚糖-戊二醛交联法固定化来源于Candida tropical的木糖还原酶,并比较了固定化酶与游离酶的性质,最终发现,固定化酶在反应7个批次后,残余酶活仍保持在40%,固定化酶对于木糖的亲和力及催化效率均高于游离酶.目前,大规模工业化生产木糖醇仍然还依赖于化学加氢法,生物法要想取代化学法仍然还有许多困难需要克服.笔者主要总结了目前在生物法制备木糖醇过程中提高木糖醇产量的常用方法,包括发酵过程条件的优化,通过代谢工程技术改造木糖醇生产菌株,通过基因工程手段强化木糖还原酶的表达等.尽管这些方法已经取得了很大的突破,但是生物法制备木糖醇的工业化前景依然不容乐观.接下来的研究可以从以下几方面入手:1) 通过基因挖掘的方法筛选具有较高活性的木糖还原酶,建立高效的辅酶再生体系,建立高效的高通量筛选法,通过易错PCR、定点突变和饱和突变等手段对木糖还原酶进行分子改造,提高其底物上载量,使其更能满足工业化的需求;2) 由于木糖还原酶普遍存在专一性差的特性,容易将半纤维素水解液中的阿拉伯糖转化为阿拉伯糖醇,而阿拉伯糖醇与木糖醇是同分异构体,性质极为相似,这给后续的分离纯化带来了很大的困难,因此筛选高专一性的木糖还原酶显得尤为重要,也可以通过分子改造技术提高其底物特异性;3) 由于工业上制备木糖醇均以半纤维水解液作为底物,而半纤维素水解液中存在糠醛、乙酸等杂质,对菌体的生长及木糖还原酶的活性具有很大的负面影响,因此可以通过基因工程的手段提高菌体及酶对底物及杂质的耐受性.【相关文献】[1] MURTHY G, SRIDHAR S, SHYAMSUNDER M, et al. Concentration of xylose reaction liquor by nanofiltration for the production of xylitol sugar alcohol[J]. Separation and purification technology, 2005, 44(3): 221-228.[2] 张凤清, 张丽君, 周长民. 木糖醇的特性及应用[J]. 当代化工, 2008, 37(1): 92-95.[3] 刘敏, 王伟健, 王文辉, 等. 咀嚼木糖醇口香糖对牙面菌斑原位pH值的影响[J]. 现代口腔医学杂志, 2006, 20(5): 476-478.[4] 李齐宏, 文军, 薛洋, 等. 木糖醇牙膏对菌斑抑制效果的临床试验[J]. 牙体牙髓牙周病学杂志, 2005, 15(6): 331-333.[5] 陈军华, 杨柳, 万喜英. 木糖醇对糖尿病病人血糖及胰岛素释放的影响[J]. 护理学杂志, 2002,17(8): 625-626.[6] KIM J S, PARK J B, JANG S W, et al. Enhanced xylitol production by mutant Kluyveromyces marxianus 36907-FMEL1 due to improved xylose reductase activity[J]. Applied biochemistry and biotechnology, 2015, 176(7): 1975-1984.[7] CIRINO P C, CHIN J W, INGRAM L O. Engineering Escherichia coli for xylitol production from glucose-xylose mixtures[J]. Biotechnology & bioengineering, 2006, 95(6): 1167-1176.[8] LING H Z, CHENG K K, GE J P, et al. Statistical optimization of xylitol production from corncob hemicellulose hydrolysate by Candida tropicalis HDY-02[J]. New biotechnology, 2011, 28(6): 673-678.[9] HERNNDEZ-PÉREZ, COSTA I A, SILVA D D, et al. Biochemical conversion of sugarcane straw hemicellulosic hydrolyzate supplemented with co-substrates for xylitolproduction[J]. Bioresource technology, 2016, 200: 1085-1088.[10] KIM J H, HAN K C, KOH Y H, et al. Optimization of fed-batch fermentation for xylitol production by Candida tropicalis[J]. Journal of industrial microbiology & biotechnology, 2002, 29(1): 16-19.[11] KWON S G, PARK S W, OH D K, et al. Increase of xylitol productivity by cell-recycle fermentation of Candida tropicalis using submerged membrane bioreactor[J]. Journal of bioscience & bioengineering, 2006, 101(1): 13-18.[12] SRIVANI K, SETTY Y P. Parametric optimization of xylitol production from xylose by fermentation[J]. Asia-Pacific journal of chemical engineering, 2012, 7(S3): S280-S284. [13] LI M H, MENG X M, DIAO E J, et al. Xylitol production by Candida tropicalis from corn cob hemicellulose hydrolysate in a two-stage fed-batch fermentation process[J]. Journal of chemical technology & biotechnology, 2012, 87(3): 387-392.[14] ZHANG J, ZHANG B, WANG D M, et al. Improving xylitol production at elevated temperature with engineered Kluyveromyces marxianus through over-expressing transporters[J]. Bioresource technology, 2014, 175: 642-645.[15] WANG C Q, BAO X M, LI Y W, et al. Cloning and characterization of heterologous transporters in Saccharomyces cerevisiae and identification of important amino acids for xylose utilization[J]. Metabolic engineering, 2015, 30: 79-88.[16] KO B S, KIM J, KIM J H. Production of xylitol from D-xylose by a xylitol dehydrogenase gene-disrupted mutant of Candida tropicalis[J]. Applied & environmental microbiology, 2006, 72(6): 4207-4213.[17] MAHMUD A, HATTORI K, HONGWEN C, et al. Xylitol production by NAD+-dependent xylitol dehydrogenase (xdhA)- and L-arabitol-4-dehydrogenase (ladA)-disrupted mutants of Aspergillus oryzae[J]. Journal of bioscience & bioengineering, 2013, 115(4): 353-359. [18] ZHANG F W, QIAO D R, XU H, et al. Cloning, expression, and characterization of xylose reductase with higher activity from Candida tropicalis[J]. Journal of microbiology, 2009, 47(3): 351-357.[19] FERNANDES S, TUOHY M G, MURRAY P G. Xylose reductase from the thermophilic fungus Talaromyces emersonii: cloning and heterologous expression of the native gene (Texr) and a double mutant (Texr K271R + N273D) with altered coenzyme specificity[J]. Journal of biosciences, 2009, 34(6): 881-890.[20] CHUNG Y S, KIM M D, LEE W J, et al. Stable expression of xylose reductase gene enhances xylitol production in recombinant Saccharomyces cerevisiae[J]. Enzyme & microbial technology, 2002, 30(6): 809-816.[21] LEE J K, KOO B S, KIM S Y. Cloning and characterization of the xyl1 gene, encoding an NADH-preferring xylose reductase from Candida parapsilosis ,and its functional expression in Candida tropicalis[J]. Applied and environmental microbiology, 2003, 69(10): 6179-6188.[22] SASAKI M, JOJIMA T, INUI M, et al. Xylitol production by recombinant Corynebacterium glutamicum under oxygen deprivation[J]. Applied microbiology and biotechnology, 2010, 86(4): 1057-1066.[23] NIDETZKY B, BRÜGGLER K, KRATZER R, et al. Multiple forms of xylose reductase in Candida intermedia: comparison of their functional properties using quantitative structure-activity relationships, steady-state kinetic analysis, and pH studies[J]. Journal ofagricultural & food chemistry, 2004, 51(27): 7930-7935.[24] SU B L, ZHANG Z, WU M B, et al. Construction of plasmid-free Escherichia coli for the production of arabitol-free xylitol from corncob hemicellulosic hydrolysate[J]. Scientific reports, 2016, 6: 26567.[25] RAFIQUL I S M, AKINAH A M M, ZULARISAM A W. Evaluation of sawdust hemicellulosic hydrolysate for bioproduction of xylitol by enzyme xylose reductase[J]. Food & bioproducts processing, 2015, 94: 82-89.[26] BRANCO R D F, SANTOS J C D, SILVA S S D. A novel use for sugarcane bagasse hemicellulosic fraction: xylitol enzymatic production[J]. Biomass and bioenergy, 2011,35(7): 3241-3246.[27] NIDETZKY B, NEUHAUSER W, HALTRICH D, et al. Continuous enzymatic production of xylitol with simultaneous coenzyme regeneration in a charged membrane reactor[J]. Biotechnology and bioengineering, 1996, 52(3): 387-396.[28] SU B L, WU M B, ZHANG Z, et al. Efficient production of xylitol from hemicellulosic hydrolysate using engineered Escherichia coli[J]. Metabolic engineering, 2015, 31: 112-122.[29] JEON W Y, YOON B H, KO B S, et al. Xylitol production is increased by expression of codon-optimized Neurospora crassa xylose reductase gene in Candida tropicalis[J]. Bioprocess and biosystems engineering, 2012, 35(1): 191-198.[30] GOVINDEN R, PILLAY B, ZYL W H V, et al. Xylitol production by recombinant Saccharomyces cerevisiae expressing the Pichia stipitis and Candida shehatae XYL1 genes[J]. Applied microbiology and biotechnology, 2001, 55(1): 76-80.[31] PRATTER S M, EIXELSBERGER T, NIDETZKY B. Systematic strain construction and process development: xylitol production by Saccharomyces cerevisiae expressing Candida tenuis xylose reductase in wild-type or mutant form[J]. Bioresource technology, 2015, 198: 732-738.[32] WOODYER R, SIMURDIAK M, DONK W A V D, et al. Heterologous expression, purification, and characterization of a highly active xylose reductase from Neurospora crassa[J]. Applied & environmental microbiology, 2005, 71(71): 1642-1647.[33] SUZUKI T, YOKOYAMA S I, KINOSHITA Y, et al. Expression of xyrA gene encoding for D-xylose reductase of Candida tropicalis and production of xylitol in Escherichia coli[J]. Journal of bioscience & bioengineering, 1999, 87(3): 280-284.[34] SU Y Q, LI W, ZHU W H, et al. Characterization of xylose reductase from Candida tropicalis immobilized on chitosan bead[J]. African journal of biotechnology, 2010, 9(31): 4954-4965.。
木质纤维素水解液中抑制物对酿酒酵母发酵的影响及应对措施概述木质纤维素是一种典型的生物质,微生物可将其转化为燃料乙醇。
在木质纤维素的资源化利用过程中,酿酒酵母(Saccharomyces cerevisiae)是常用菌种之一,可代谢木质纤维素水解液的主要有机质组分(糖类)产生乙醇。
研究表明多种物质影响酿酒酵母的代谢活性,降低木质纤维素的转化效率,全面了解抑制物的种类和应对措施对木质纤维素分解工艺的调控优化具有重要意义。
文章概述了木质纤维素水解液中常见的抑制物种类,不同抑制物对酿酒酵母的影响以及减少抑制物对酿酒酵母代谢过程的抑制作用的方法。
标签:木质纤维素水解液;抑制物;酿酒酵母引言我国每年产生数量庞大的固体废弃物,焚烧已成为最常见的固废处置方式,该方式不仅浪费资源,还严重影响空气质量。
报道显示微生物可将生物质转化为液态、气态的燃料,具有能耗低、转化效率高和不产生二次污染等优点,因此,以生物质材料作为原材料开发新能源已受到世界范围的关注[1]。
农作物秸秆和木材废弃物在固体废弃物中占重要地位,其主要成分是木质纤维素。
木质纤维素是一种典型的生物质,利用微生物代谢木质纤维素产生清洁能源已成为研究热点之一。
目前,酿酒酵母产乙醇被广泛应用于木质纤维素的资源化处理工艺,其具有成本低、原料丰富等优点。
在酿酒酵母利用木质纤维素发酵之前,需对木质纤维素进行预处理和糖化,此时木质纤维素中的纤维素与半纤维素等转化为可发酵糖,在纤维素与半纤维素等大分子物质的分解过程中,引入了一些小分子化合物,这些物质对发酵有抑制作用,统称为抑制物。
1 抑制物的种类及抑制作用木质纤维素水解液中的抑制物大致分为三类:弱酸类、呋喃类和酚类化合物。
弱酸类主要包括甲酸、乙酸和乙酰丙酸,弱酸会破坏细胞内外的渗透压平衡,并进入细胞内部,这部分弱酸在细胞内部进一步解离,使得细胞内环境酸化,影响细胞内部的酶促反应,最终抑制细胞的生长[2]。
呋喃类抑制物主要是糠醛和HMF,这类物质对微生物中的乙醇脱氢酶、丙酮酸脱氢酶和醛脱氢酶产生抑制,减缓酿酒酵母的生长;醛类抑制物会产生细胞内活性氧,导致DNA分解,进而阻碍RNA和蛋白质的合成[3、4]。
天然酵母对木糖利用的研究进展任佳;颜涌捷;陈明强;王君【摘要】开发能有效利用木糖的微生物是纤维素乙醇生产的关键问题之一,能发酵木糖的天然酵母得到了广泛的研究.对微生物发酵木糖的机理、天然酵母发酵木糖的特性及该领域的有关进展进行了介绍.【期刊名称】《化学与生物工程》【年(卷),期】2009(026)001【总页数】5页(P6-10)【关键词】天然酵母;木糖;发酵;乙醇【作者】任佳;颜涌捷;陈明强;王君【作者单位】华东理工大学生物质研究中心,上海,200237;华东理工大学生物质研究中心,上海,200237;安徽理工大学化工学院,安徽,淮南,232001;安徽理工大学化工学院,安徽,淮南,232001【正文语种】中文【中图分类】TQ353.2;TQ920.6在能源和环境问题日益严重的今天,纤维素制燃料乙醇工艺越来越有吸引力。
半纤维素占木质纤维素原料的30%左右,其水解产物以木糖为主,如能充分利用纤维素原料中的木糖生产乙醇,将使乙醇产量在原有的基础上增加25%,生产成本也可显著降低。
能发酵木糖的微生物分为两类,一类是基因工程微生物,主要有Saccharomyces cerevisiae(酿酒酵母)、E. coli(大肠杆菌)、Zymomonas mobilis(发酵运动单胞菌)等;另一类是天然微生物,主要是一些木糖利用酵母,研究得较多的有Pichia stipitis(树干毕赤酵母)、Candida shehatae(休哈塔假丝酵母)和Pachysolen tannophilus(嗜鞣管囊酵母)等。
一般情况下天然酵母的木糖利用效率没有基因工程微生物高[1],但其稳定的遗传性有利于提高工艺的可靠性,故仍然获得了广泛的研究。
作者在此主要介绍天然木糖利用酵母的研究现状。
1 木糖代谢途径普通酿酒酵母不能利用木糖,但能够利用它的异构体木酮糖。
对微生物来说,将木糖异构成木酮糖是代谢木糖的关键,不同微生物有不同的代谢途径[2],如图1所示。
收稿日期:20031218. 浙江大学学报(工学版)网址:/eng作者简介:方祥年(1972—),男,湖北黄梅人,讲师,博士生,从事生物工程研究.通讯联系人:夏黎明,教授,博导.E 2mail :xialm @第39卷第4期2005年4月浙 江 大 学 学 报(工学版)Journal of Zhejiang University (Engineering Science )Vol.39No.4Apr.2005半纤维素水解液中抑制物对发酵生产木糖醇的影响方祥年,黄 炜,夏黎明(浙江大学化学工程与生物工程学系,浙江杭州310027)摘 要:以木糖为底物发酵生产木糖醇,考察了葡萄糖、阿拉伯糖、果糖等半纤维素糖类对木糖醇发酵动力学行为的影响,并确定了适宜起始木糖质量浓度为100g/L.当发酵液中乙酸与糠醛的质量浓度分别超过1g/L 时,抑制作用逐渐增强,通过调节半纤维素水解液的起始p H 值从410到610,可有效减轻乙酸对发酵的抑制作用.适量的K +、Mg 2+、Na +等微量元素和H 2PO 4-离子对酵母具有较强的代谢调控作用,其中以Mg 2+的影响最为显著.无机盐质量浓度在0~4g/L 内有利于木糖醇发酵.以合成培养基为底物发酵生产木糖醇,与半纤维素水解液的发酵结果相比,两者的动力学曲线较为符合,为进一步研究木糖醇发酵动力学提供了实验依据.关键词:木糖醇;发酵;半纤维素水解液;玉米芯;糖;抑制物中图分类号:TQ353.421;TQ 92 文献标识码:A 文章编号:1008973X (2005)05054705E ffects of inhibitors in hemicellulosic hydrolysate on xylitol productionFAN G Xiang 2nian ,HUAN G Wei ,XIA Li 2ming(Department of Chemical Engineering and B ioengineering ,Zhej iang Universit y ,H angz hou 310027,China )Abstract :The influences of xylose ,glucose ,arabinose ,f ructo se and t he inhibitors from corn cob hemicellulosic hydrolysate on xylitol production by Candi da sp.were investigated.The optimum initial xylose concentration in t he cult ure media was abo ut 100g/L.The inhibitions of acetic acid and f urf ural in t he hydrolysate increased gradually when t heir concent rations exceeded 1g/L.An increase in t he initial p H value from 4.0to 6.0effectively reduced t he inhibition of acetic acid.A moderate concent ration of K +,Mg 2+(especially ),Na +and H 2PO 4-enhanced xylitol fermentation.When t he salt concent ration of 0~4g/L ,bot h t he cell growt h and t he fermentation were st rongly suppressed.Synt hetic media composed of hemicelluo sic sugars were used for xylitol fermentation.The time course of xylitol fermentation on synt hetic media was in good agreement wit h t hat o n t he hydrolysate.The result s can greatly facilitate f urt her st udy o n t he kinetics of xylitol fermentation f rom hemicellulosic hydrolysate.K ey w ords :xylitol ;fermentation ;hemicellulo sic hydrolysate ;corn cob ;sugar ;inhibitor 木糖醇是一种五碳糖醇,无致龋性,已广泛应用于食品、医药等领域.采用加氢催化纯木糖生产木糖醇的方法成本较高,并且镍催化剂会污染环境[1],而利用微生物直接发酵半纤维素水解液生产木糖醇,工艺条件温和、能耗低、环境污染小、产品质量安全可靠[1].半纤维素水解液中通常含有木糖、葡萄糖、阿拉伯糖等单糖,这些糖类对发酵生产木糖醇会产生不同程度的影响.在半纤维素酸水解过程中,所产生的一定含量的乙酸、糠醛、酚类等毒性物质可明显抑制水解液的发酵性能.同时,水解液中富含的多种金属离子与阴离子对木糖醇的代谢也存在不可忽视的作用.如何综合解决这些因素的影响,成为利用半纤维素水解液发酵生产木糖醇的重要研究内容.水解液中物系比较复杂,因而难以直接建立有效的数学模型.本文以商品木糖为底物,比较全面地探讨了上述因素对木糖醇发酵的影响,为直接生物转化半纤维素水解液的工艺优化以及发酵动力学的深入研究打下了基础.1 材料与方法1.1 玉米芯半纤维素水解液的制备将玉米芯(河北唐山产,半纤维素质量分数为36%)粉碎至粒度10~20目,按1∶10的固液比与质量分数为1.0%的硫酸混合,在107~110℃下水解3h.水解液滤去玉米芯残渣后,于50℃真空浓缩至总还原糖质量浓度为200g/L左右;接着用石灰乳中和至p H6.0,滤去CaSO4沉淀后用自来水稀释,调节总还原糖质量浓度为150g/L左右冷藏.经H PL C测定,玉米芯半纤维素水解液中主要糖类成分含木糖、葡萄糖、阿拉伯糖、果糖,其占总还原糖的质量分数分别为:81.9%、7.7%、6.5%、3.9%.1.2 菌种和培养基菌种:假丝酵母(Candi da sp.)由美国普渡大学可再生资源工程研究室赠送.菌种保藏培养基:酵母粉1.5g,胰蛋白胨2.5g,琼脂粉20g,玉米芯半纤维素水解液1000mL.液体种子培养基(g/L):D2木糖10,葡萄糖10,酵母粉1.5,胰蛋白胨2.5,p H自然.合成培养基:一定浓度和物质组成的商品木糖溶液,1mol/L的HCl调节起始p H至4.0.半纤维素水解液培养基:以半纤维素水解液为碳源代替商品木糖,起始p H为6.0.1.3 菌种培养与发酵条件液体种子培养:斜面菌种一环,接入液体种子培养基中,500mL三角瓶装液量100mL,于30℃、摇床转速210r/min下培养24h.最终细胞质量浓度约为6.5g/L(dry wt).摇瓶发酵:250mL摇瓶中发酵培养基装液量40mL,接入5mL液体种子,5mL含酵母粉30g/L、胰蛋白胨50g/L的氮源溶液,摇床转速180r/min, 30℃下发酵60h.1.4 分析方法木糖、木糖醇的测定:发酵液离心后经0.45μm 滤膜过滤,采用HPLC(Beckman Coulter)进行分析,条件为:Dikma Nucleosil5μN H210nm(250mm×4.6mm)新柱,流动相为V(乙腈)∶V(水)= 85∶15,流速1.0mL/min,柱温25℃,示差折光检测器(J ASCO Intelligent RI1530)检测.菌体干重的测定是取10mL菌悬液至预先称重的干燥离心管内,于4000r/min离心10min获得菌体,105℃下烘干至恒重后称量,减去离心管的重量即可.2 结果与讨论2.1 半纤维素糖类对发酵生产木糖醇的影响2.1.1 起始木糖浓度的影响 Nolleau等人[2]研究表明,在微好氧菌的木糖代谢过程中,在一定浓度范围内,适当提高木糖浓度有利于提高木糖还原酶的活性,但过高浓度的木糖会产生高渗透压胁迫以及底物抑制作用.表1给出了以不同起始浓度的纯木糖为底物的发酵结果,随着起始木糖浓度(ρ(起始木糖))的逐渐提高,木糖醇浓度(ρ(木糖醇))达到峰值所需的发酵时间(t)也相应增加.木糖醇得率(Y p/s)在起始木糖浓度为100~130g/L时较高,且残糖浓度(ρ(残糖))相对较低,有利于产物的后续纯化.同时,菌体生长随木糖浓度的提高逐渐受到抑制,菌体质量浓度(ρ(菌体))在起始木糖浓度达到100g/L后不再明显增长.综合衡量木糖醇得率和体积生产速率(Q p),采用起始木糖浓度为100g/L的底物浓度较为适宜.通常当水解液中起始木糖浓度为100g/L时,发酵结果较好[3].表1 起始木糖浓度对发酵生产木糖醇的影响Tab.1 Effects of initial xylose concentration on xylitol productionρ(起始木糖)/ (g・L-1)t/hρ(残糖)/(g・L-1)ρ(木糖醇)/(g・L-1)ρ(菌体)/(g・L-1)Q p/(g・L-1・h-1)Y p/s/%201207.1511.210.59635.75036034.8416.180.96869.610060 2.5676.1418.34 1.26978.213066 4.3295.3218.84 1.44475.8150728.60106.2419.00 1.47675.11809016.28120.0719.36 1.33473.323010236.04153.9619.55 1.50979.3845浙 江 大 学 学 报(工学版)第39卷2.1.2 葡萄糖对发酵的影响 葡萄糖是影响酵母发酵木糖生产木糖醇的一个重要因素.Walther 等人[4]研究表明,水解液中的葡萄糖先于木糖被消耗后,细胞得到相应程度的增殖,木糖醇才开始产生,这一延滞期用来合成木糖代谢所必需的酶.而当增大葡萄糖浓度时,酵母便通过无氧代谢产生乙醇,木糖醇的得率有所降低.葡萄糖还会抑制木糖还原酶的活力,从而导致木糖醇产量下降.由图1发酵商品木糖溶液的结果可见(ρ(起始木糖)=80g/L ,p H =4.0),随着葡萄糖浓度在一定范围的增加,抑制作用逐渐增强,当葡萄糖质量浓度超过12g/L 时,木糖醇得率降低比较明显.图1 葡萄糖对发酵的影响Fig.1 Effects of glucose concentration on xylitol produc 2tion半纤维素水解液中含有一定浓度的葡萄糖,会对发酵产生不利的影响.Leathers 等人[5]通过诱导酵母细胞的木糖代谢酶活性,分两阶段发酵以减小葡萄糖的抑制作用.但该法的实验操作相对容易造成染菌且不利于工艺放大.本实验室以固定化细胞在三相流化床中分阶段通气发酵生产木糖醇,通过改变水解液的溶氧条件,在菌体生长期内增加溶氧浓度,避免葡萄糖通过无氧呼吸产生乙醇进而抑制木糖醇的合成,从代谢调控的角度改进了发酵工艺,为克服葡萄糖的抑制作用提供了有效方案[6].2.1.3 阿拉伯糖与果糖对发酵的影响 在玉米芯半纤维素水解液中,除木糖与葡萄糖外,通常还含有阿拉伯糖和果糖.酵母在木糖代谢过程中一般先利用葡萄糖与果糖,其次再转化戊糖,阿拉伯糖后于木糖被代谢[7].如图2所示(合成培养基中ρ(起始木糖)=80g/L ,p H =4.0),果糖对木糖醇的发酵影响不显著,只是轻微促进细胞增殖.酵母细胞代谢的木糖还原酶也会还原阿拉伯糖生成阿拉伯糖醇,阿拉伯糖对发酵在一定程度上存在不利的影响,但目前关于以半纤维素水解液为底物发酵生图2 阿拉伯糖和果糖对发酵的影响Fig.2 Effects of arabinose and f ructose on xylitolproduction产木糖醇的研究中,尚无较好的解决办法,产物中一般少量的阿拉伯糖醇通过后续纯化去除.2.2 半纤维素水解液中抑制物质对发酵的影响2.2.1 乙酸和糠醛对发酵的影响 半纤维素在稀酸水解过程中,木糖降解产生糠醛,半纤维素脱乙酰基产生乙酸,木质素降解产生一定的酚类物质[8].从图3与图4(合成培养基起始木糖浓度100g/L ,p H =4.0)可知,当发酵液中乙酸与糠醛浓度超过1g/L 时,对细胞增殖、产物合成、底物消耗的抑制作用显著增强,并且糠醛的抑制作用强于乙酸;当乙酸浓度低于1g/L 时,会以解离状态存在于发酵液中,少量的乙酸可参与到木糖代谢途径中,有利于乙酰辅酶A 的合成,因此在乙酸浓度低于1g/L 时,木糖醇得率有所提高[8].在起始p H 为4.0的发酵过程中,发酵液的p H 值只从4.0缓慢下降到3.6;因此,乙酸浓度的影响是主要的.2.2.2 p H 对乙酸抑制作用的影响 乙酸对细胞存在毒害作用,能够以未解离的形式穿过细胞膜,如图3 乙酸对发酵的影响Fig.3 Effects of acetic acid concentration on xylitolproduction945第4期方祥年,等:半纤维素水解液中抑制物对发酵生产木糖醇的影响图4 糠醛对发酵的影响Fig.4 Effects of f urf ural concentration on xylitol produc2 tion果细胞外部环境的p H值较低,乙酸将主要以分子态存在,这对细胞毒害作用更为明显[9].Morita等人[10]将甘蔗渣半纤维素水解液的起始p H值从410调节到710的过程中,假丝酵母发酵生产木糖醇的得率及生产速率得到显著提高,并且在p H710时得到最大值1本实验室在用假丝酵母发酵玉米芯半纤维素水解液的前期研究中,也发现起始p H值在415~810,发酵效果较好,其中,p H610为最佳值.因此,可以考虑采用提高发酵液起始p H值促进乙酸分子解离的手段来降低这种影响.p H值对乙酸抑制作用的影响如图5所示(ρ(起始木糖)=100g/L、ρ(乙酸)=10g/L),在p H 4.0的酸性环境下,酵母对木糖的利用受到明显的抑制,发酵过程中发酵液的p H值变化很小.调节起始p H为6.0,可促使更多的分子态乙酸解离,有效降低其毒性,即使在较高浓度的乙酸情况下发酵,也能取得很好的发酵效果.直到发酵末期,发酵液的p H值才降到4.0~5.0,此时,乙酸和木糖的消耗也接近完毕,因而发酵过程中,基本不用控制p H值也能获得较好的结果.半纤维素水解液中一般含有少量的乙酸和糠图5 不同pH条件下发酵生产木糖醇时间进程曲线Fig.5 Time courses of xylitol production under different p H values 醛,目前通过真空浓缩的方法可以去除一部分;其次,调节水解液起始p H至弱酸性,也能有效改进发酵效果[10].2.3 离子对发酵的影响钙、镁、锰、钴都是酵母在发酵过程中必需的微量元素,它们激活酶促反应或参与生物合成反应.特别是Mg2+,它是酵母生长必需的,通常作为酶的激活剂,在磷酸转移酶类和许多脱羧酶的激活中发挥重要的作用;而H2PO4-有利于酵母细胞的代谢进入磷酸戊糖途径[11].图6表明(合成培养基起始木糖浓度100g/L,p H4.0),K+、Mg2+、Na+、H2PO4-等离子质量浓度会对发酵产生影响,其中以Mg2+较为显著.添加适量的离子有利于提高菌体对木糖的代谢活性,但当无机盐质量浓度超过4g/L时,细胞的渗透压增大,会产生抑制作用.以半纤维素水解液为底物发酵时,发酵液中含有较多的微量元素和其他离子,当离子质量浓度适量时,对发酵有利;当离子浓度过高或者含有对细胞有毒性的离子时,采用离子交换树脂脱毒处理,可有效改善水解液的发酵性能.图6 离子浓度对发酵的影响Fig.6 Effects of ionic concentration on xylitolproduction2.4 合成培养基与半纤维素水解液发酵的比较分别以合成培养基和半纤维素水解液为底物,发酵生产木糖醇的动力学曲线见图7,两条曲线时间进程符合较好(合成培养基组成为木糖100g/L、葡萄糖20g/L、阿拉伯糖10g/L、果糖10g/L、乙酸5g/L,p H4.0;半纤维素水解液木糖浓度100g/L, p H6.0).以合成培养基发酵时,木糖醇产量在发酵60h达到最大值,木糖醇得率为73.5%.由于水解液中存在酚类、单宁、重金属离子等毒性物质,因此残糖浓度较高,延滞期与发酵时间较长.以合成培养基为碳源的发酵,为以半纤维素水解液发酵生产木糖醇提供了一系列实验依据,并为055浙 江 大 学 学 报(工学版)第39卷图7 利用不同培养基发酵生产木糖醇动力学曲线Fig.7 Time courses of xylitol production on different cul2 ture media进一步优化工艺、实现代谢调控打下了基础.3 结 论(1)以商品木糖溶液为底物发酵生产木糖醇,确立了最适起始木糖浓度为100g/L;乙酸与糠醛的浓度超过1g/L后抑制作用显著增强,通过调节发酵液p H有效减轻乙酸的毒害作用.无机盐浓度在0~4g/L时有利于发酵,以Mg2+影响最为显著.(2)以合成培养基为底物,研究了葡萄糖、阿拉伯糖、果糖等半纤维素糖类对发酵生产木糖醇动力学行为的影响,证实了通过代谢调控优化发酵工艺的可行性.(3)由于半纤维素水解液中同时存在多种半纤维素糖类以及抑制物,它们之间又有相互作用,这些作用还要受到发酵条件的制约,作用网错综复杂.因而,本文采取的以合成培养基为底物发酵法来模拟半纤维素水解液的发酵,难以完全体现出后者发酵时的真实情况.但是,以合成培养基为底物发酵生产木糖醇,与半纤维素水解液的发酵结果相比,两条曲线时间进程的趋势较为一致,该项工作为深入研究发酵动力学提供了可靠的实验数据.参考文献(R eferences):[1]DOMIN GU EZ J M,CAO N J,GON G C S.Dilute acidhemicellulo se hydrolysates f ro m corn cobs for xylitolproduction by yeast[J].Bioresource T echno logy,1997, 61:8590.[2]NOLL EAU V,PREZIOSI2B ELLO Y L,DEL GEN ES JP,et al.Xylitol production f rom xylose by two yeast strains:sugar tolerance[J].Current Microbiology, 1993,27:191197.[3]POONAM N,DAL EL S.Production of xylitol2a sugarsubstitute[J].P rocess Biochemistry,1995,30:117124.[4]WAL T H ER T,H ENSIRISA K P,A G BL EVOR F A.The influence of aeration and hemicellulosic sugars on xylitol production by Candi da t ropicalis[J].Biore2 source T echnology,2001,76:213220.[5]L EA T H ERS T D,DIEN B S.Xylitol production f romcorn fibre hydrolysates by a two2stage fermentation process[J].Process Biochemistry,2000,35:765769.[6]黄炜,方祥年,夏黎明,固定化细胞在三相流化床中发酵生产木糖醇[J].浙江大学学报:工学版,2004,38(10):13661370.HUAN G Wei,FAN G Xiang2nian,XIA Li2ming.Xyli2 tol production by immobilized Candi da sp.cells in a three2phase fluidized2bed bioreactor[J].Journal of Zhe2 jiang U niversity:E ngineering Science,2004,38(10): 13661370.[7]PARAJóJ C,DOMíN GU EZ H,DOMíN GU EZ J M.Biotechnological production of xylitol.Part2:Opera2 tion in culture media made with commercial sugars[J].Bioresource T echnology,1998,65:203212.[8]MORITA T A,SIL VA S S.Inhibition of microbial xyli2tol production by acetic acid and its relation with fermen2 tative parameters[J].Applied Biochemistry and Biotech2 nology,2000,8486:801808.[9]PARAJóJ C,DOMíN GU EZ H,DOMíN GU EZ J M.Biotechnological production of xylitol.Part3:Opera2 tion in culture media made f rom lingnocellulose hydroly2 sates[J].Bioresource T echnology,1998,66:2540.[10]MORITA T A,SIL VA S S,FEL IPE M G A.Effectsof initial p H on biological synthesis of xylitol using xy2 lose2rich hydrolysate[J].Applied Biochemistry and Bi2 otechnology,2000,8486:751759.[11]SUSAN E.Calmodulin Concentrates at regions of cellgrowth in S accharom yces cerevisiae[J].The Journal of Cell Biology,1992,118(3):619629.155第4期方祥年,等:半纤维素水解液中抑制物对发酵生产木糖醇的影响。