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一、实验目的1. 掌握药理实验中动物采血的方法和技巧。
2. 学习不同动物采血点的选择及其适用性。
3. 了解采血过程中的注意事项，确保实验数据的准确性。
二、实验原理药理实验中，动物采血是获取实验数据的重要环节。
通过采血，可以检测动物体内的血液指标，如血糖、血脂、血常规等，从而评估药物对动物的影响。
本实验采用小鼠作为实验动物，分别通过尾静脉采血和眼眶静脉采血两种方法获取血液样本。
三、实验材料1. 实验动物：小鼠（体重18-22g）。
2. 采血器材：采血针、注射器、试管、酒精棉球、止血带等。
3. 实验试剂：生理盐水、抗凝剂等。
四、实验方法1. 尾静脉采血- 将小鼠放入固定盒中，用止血带固定尾部。
- 将尾部毛剪去，用酒精棉球消毒。
- 观察尾静脉，选择较粗的静脉进行采血。
- 用采血针对准静脉，缓慢插入，避免损伤血管。
- 收集血液至试管中，加入适量抗凝剂。
- 采血完毕后，用酒精棉球消毒伤口，压迫止血。
2. 眼眶静脉采血- 将小鼠放入固定盒中，用止血带固定头部。
- 用酒精棉球消毒眼眶周围。
- 用拇指和食指轻轻按压眼球，使眼眶静脉暴露。
- 用采血针对准静脉，缓慢插入，避免损伤血管。
- 收集血液至试管中，加入适量抗凝剂。
- 采血完毕后，用酒精棉球消毒伤口，压迫止血。
五、实验结果1. 尾静脉采血：小鼠体重18-22g，每次采血量约0.1ml，可重复采血3-5次。
2. 眼眶静脉采血：小鼠体重18-22g，每次采血量约0.05ml，可重复采血2-3次。
六、实验讨论1. 尾静脉采血操作简便，采血量充足，适用于一般药理实验。
但反复采血可能导致小鼠尾部损伤，影响实验动物的存活率。
2. 眼眶静脉采血操作相对复杂，采血量较少，但损伤较小，适用于需要多次采血或对动物存活率要求较高的实验。
3. 采血过程中应注意以下几点：- 操作者应熟悉动物解剖结构，避免损伤血管。
- 采血针插入血管后，应缓慢抽拉，避免血液凝固。
- 采血完毕后，应及时对伤口进行消毒和压迫止血。
小鼠采血及给药方法
小鼠采血方法:
1. 选择小鼠的尾部静脉为采血点。
2.事先将小鼠置于温暖的环境中，保持鼠体温度较高，有助于
血流畅通。
3.用70%乙醇消毒小鼠尾部，待干后将尾部静脉突出。
4.使用一段带有注射器的采血针，将针尖插入静脉内，逐渐将
血吸入注射器中。
5.采取适当的采血量，通常不超过小鼠总体重的1%。
6.采血完毕后，将小鼠放回舒适的环境，并检查是否有出血或
感染。
小鼠给药方法:
1. 可以考虑口服给药：将给药物质制成溶液或混悬液，使用小鼠专用的给药针或胃管轻轻将药物注入小鼠口中。
2. 可以考虑皮下注射给药：使用一次性注射器和细针，轻轻将药物注射到小鼠的颈部、背部或腹部皮下。
3. 可以考虑静脉注射给药：将小鼠固定在注射台上，通过尾静脉或静脉突出的其他部位进行注射，使用适当大小的注射器和针头。
4. 可以考虑腹腔注射给药：将小鼠固定在注射台上，轻轻将药物注射到小鼠的腹腔内，使用适当大小的注射器和针头。
5. 必要时，可以使用气管插管或静脉插管等专业仪器辅助给药。
值得注意的是，在进行任何操作之前，应该对小鼠的器官位置、给药剂量和频率等进行仔细研究和规划，并严格遵守动物实验
伦理的相关规定。
在操作过程中要注意对小鼠的痛苦程度进行评估，并在必要时使用麻醉药物减轻疼痛。
实验一小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓拿、标记、给药(灌胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血(眶后静脉丛,摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。
二、实验动物:昆明小鼠2只(1雌1雄)三、实验步骤1、抓取与固定,标记2、去毛3、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射4、取血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法5、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉6、处死:脊椎脱臼法7、解剖:雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明)雌性:双角子宫、卵巢肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺四、实验结果1、抓取与固定标记:抓取:抓小鼠的尾根部固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇指与食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指与无名指将尾巴固定在手掌面。
并标记: 2、灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0、5ml3、注射给药:腹腔注射:从下腹部的两侧进针 ,进针时针与腹部成45°。
进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左手中指与拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0、5ml生理盐水。
注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。
4、采血从眼角内侧0、5cm处进针眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。
5、麻醉:0、5%氯胺酮腹腔麻醉:本小鼠重22g,按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功6、处死:脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死7、解剖:雄性:寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺雌性:双角子宫、卵巢 3、7、2 肾上腺:米粒大小胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状 3、7、4 ,胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明,甲状腺:紧贴环状软骨 ,另可解剖出胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏。
精选全文完整版可编辑修改第三篇动物实验的常用实验技术第一章动物实验的基本操作第一节实验动物的编号大鼠和小鼠的编号一般都用不同颜料涂染皮毛的方法来标记，常用的涂染化学品如下①涂染黄色用3～5%苦味酸溶液;②涂红色用0.5%品红溶液等。
前者最常用。
在动物固定的不同部位涂上苦味酸斑点表示不同号码。
一般习惯在左前腿上为1，腰部为2，在左后腿上为3，在头部为4，在正中为5，在尾基部位6，在右前腿为7，在右侧要不为8，在右后退上为9，不涂染鼠为10。
如果试验时动物编号超过10，可在动物同一部位上再涂染另一种涂染剂。
标记方法如图。
第二节动物的捉持和固定一、小白鼠的捉持：捉拿时可先用右手抓住并提起鼠尾，置于实验台或鼠笼上，并稍向后拉；用左手的拇指和食指抓住小鼠两耳后颈背部的皮肤，将鼠置于左手心中，拉直后肢，以无名指及小指按住鼠尾或小鼠的左后肢即可。
二、大白鼠的持：大白鼠的捉拿时，可戴上手套。
实验者可用右手捉住鼠尾，放在实验台或鼠笼上，并稍向后拉；左手掌面向鼠背，食指和中指压住鼠的头顶，拇指和无名指分别从鼠的两腋下插入，将鼠的两前肢卡住；或拽紧鼠后颈及后背皮肤即可。
三、家兔的捉持：用一手抓住家兔颈背部皮肤，将兔提起，另一手托其臀部，使兔呈坐位姿势。
第三节常用动物的给药方法一、小鼠、大鼠常用的给药方法1、灌胃（ig）：左手将动物固定后，右手持装有灌胃针头的注射器，自口角进针，沿上腭向鼠口腔的后下方插入食管。
一般的给药量小鼠为0.1～0.3ml／10g，大鼠为1～2.0ml／100g。
2、皮下注射（sc）: 常在背部皮下注射。
一手固定动物，另一只手注射给药。
一般给药量小鼠为0.1～0.20ml ／10g，大鼠为1ml／100g。
3、腹腔注射（ip）: 左手固定动物，右手持注射器，从下腹部外侧，呈45度角刺入腹腔，进针约3～5mm，一般给药量小鼠为0.1～0.3ml／10g，大鼠1～2.0ml／100g。
4、肌内注射（im）：多注射后肢股部肌肉。
实验动物给药和采血方法1.割(剪）尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并露出鼠尾。
将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。
再将尾擦干，用锐器（刀或剪刀）割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。
也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时（仅做白细胞计数或血红蛋白检查），可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部（大鼠采血需带上纱手套），应防止动物窒息。
当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。
右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈（3～4cm）硬质玻璃滴管（毛细管内径0.5-1.0mm），使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。
刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。
当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。
若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。
若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。
左右两眼轮换更好。
体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。
4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大（小）鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。
右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。
实验小鼠给药与采血方法1.实验小鼠给药方法：a.静脉注射：i.静脉注射是一种常用的给药方法，适用于需要迅速将药物输送到循环系统中的实验。
ii. 首先，选择小鼠尾静脉作为给药途径。
悬空小鼠尾部并握紧尾根，使用角度较小的针头（例如26G针头）直接注射药物。
iii. 注射前，可以先用温水或者温湿纱布预热小鼠的尾部，以增强血管的扩张和血流。
iv. 确认成功注射药物后，将小鼠放回饲养笼中，并观察其行为和健康状况。
b.口服给药：i.口服给药是一种常用的给药方法，适用于需要药物通过消化系统进行吸收的实验。
ii. 在给药前，可以在小鼠笼子的饮水中添加药物溶液，或将药物悬浮液灌注到小鼠胃部。
iii. 同时，在给药过程中，需要将小鼠固定住，可以使用实验动物颈环进行固定。
iv. 给药后，观察小鼠的饮食情况和健康状况，并适当调整药物剂量和给药方式。
2.实验小鼠采血方法：a.尾静脉采血：i.尾静脉采血是一种常用的、非常便捷的小鼠采血方法。
ii. 首先，选择小鼠尾部静脉作为采血部位。
悬空小鼠尾部并使用温湿纱布加热，以增加血管扩张和血流。
iii. 使用角度较小的针头，例如26G针头，刺入尾静脉，然后将血收集到适当的试管中。
iv. 在采血过程中，保持顺利的血流，可以使用温湿纱布加热尾部以保持血管扩张。
v.采集到所需血液样本后，用棉球或止血带对采血部位施加轻压，以避免出血和感染。
vi. 采血结束后，观察小鼠的健康状况，并给予适当的处理和护理。
b.眼窝静脉注射采血：i.眼窝静脉采血是一种比较特殊的小鼠采血方法，适用于需要大量血液样本的实验。
ii. 在采血前，可以使用温湿纱布加热小鼠眼部，以增加血管扩张和血流。
iii. 使用角度较小的针头，例如26G针头，插入眼窝静脉并拔回，将血液从针头收集到适当的试管中。
iv. 在采血过程中，保持稳定的手部和注射器位置，以避免对小鼠造成伤害。
v.采集到所需血液样本后，用棉球或止血带对采血部位施加轻压，并进行适当的处理和护理，以减少对小鼠的不适和伤害。
药理实验中对动物的给药体积与采血体积控制本文由wyj摘要翻译本文是2001年由欧洲制药工业协会联合会 (The European Federation of Pharmaceutical Industries and Associations ，EFPIA)和欧洲替代方法验证中心（European Centre for the Validation of Alternative Methods，ECV AM)联合发布的关于对动物不同途径给药或采血时所能充许的给药体积和采血体积指导原则。
动物包括小鼠、大鼠、兔、狗、猴、豚鼠，给药方法包括po、ip、im、sc、一次性iv、缓慢静注、静脉点滴等的一般给药体积、最大充许给药体积、给药速度等，采血包括各种动物的最大充许采血量和恢复时间等。
是一部实用、全面而又难得的指导原则，相信对从事药理、毒理研究者及其他动物实验工作者有一定的帮助。
下面的节选由wyj摘要翻译，原文见欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,A Good Practice Guide to the Administration of Substances and Removal of Blood, Including Routes and Volumes(2000). J. Appl. Toxicol. 21, 15–23 (2001)第一部分：动物实验中的给药体积与给药速度一、一般给药体积与速度对于各种给药途径的最大给药体积，取决实验动物种属和制剂性质。
一般推荐给药最大容积为见附表（（欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000）。
特殊给药途径每次的给药体积(英国药业会，1995）：每眼0.01 ml；⑥直肠0.5 ml/kg；⑦阴道：大鼠0.2 ml，兔1 ml；⑧吸入2 mg/L；⑨鼻：猴或犬每鼻孔0.1 ml。
表1各种给药途径的给药体积及可能的最大给药体积a（欧洲联盟欧洲制药工业协会联合会,2000）给药途径与体积 (ml/kg, except b ml/site)d动物种属Oral sc ip imiv(单次)iv(缓慢注射)小鼠10 (50) 10 (40) 20 (80) 0.05b (0.1)b 5 (25) 大鼠10 (40) 5 (10) 10 (20) 0.1b (0.2)b 5 (20) 兔10 (15) 1 (2) 5 (20) 0.25 (0.5) 2 (10)犬 5 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5)猴 5 (15) 2 (5) C (10) 0.25 (0.5) 2 c狨猴10 (15) 2 (5) C (20) 0.25 (0.5) 2.5 (10)小型猪10 (15) 1 (2) 1 (20) 0.25 (0.5) 2.5 (5)说明:a:给非水溶液后，确定再次给药时间时应考虑前次药物是否已被吸收。
