蛋白质提取的方法总汇
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去除蛋白质的好方法1.高温加热法:高温加热是去除蛋白质的一种常见方法。
蛋白质在高温下会发生变性,失去原有结构,从而使其变得不溶于溶液中。
一般情况下,将样品置于高温(通常为80-100摄氏度)下加热数分钟到数十分钟,即可使蛋白质变性,然后通过离心等方式将蛋白质沉淀下来。
2.酸碱处理法:酸碱处理是常用的蛋白质去除方法之一、酸碱处理会改变蛋白质的电荷性质,从而使其在溶液中变得不溶。
可以使用强酸(如盐酸或硝酸)或强碱(如氢氧化钠或氢氧化钾)进行处理。
将样品与酸碱溶液混合后,通过调节pH值和离心等方式将蛋白质沉淀下来。
3.有机溶剂提取法:有机溶剂提取是一种常用的去除蛋白质的方法。
有机溶剂(如甲醇、乙醇、醚类溶剂等)可以在蛋白质与水之间形成界面活性剂,从而将蛋白质从溶液中提取出来。
将样品与有机溶剂混合后,通过离心等方式将蛋白质与有机溶剂分离。
4.氯仿萃取法:氯仿萃取是一种高效的蛋白质去除方法。
氯仿是有机溶剂的一种,能够与蛋白质结合形成络合物,从而将蛋白质从溶液中去除。
将样品与氯仿混合后,通过离心等方式将蛋白质与氯仿分离。
5.薄膜过滤法:薄膜过滤是常用的一种蛋白质去除方法。
通过选择合适的膜孔径,可以将蛋白质从溶液中筛选出来。
将样品通过薄膜过滤器,蛋白质会被截留在膜上,而溶液中的其他成分会通过膜孔径被过滤掉。
6.聚合物中和法:聚合物中和是一种去除蛋白质的有效方法。
聚合物(如聚乙二醇)能够与蛋白质发生相互作用,从而使蛋白质变得不溶于溶液中。
将样品与聚合物混合后,通过离心等方式将蛋白质与聚合物分离。
除了上述方法,还有其他一些去除蛋白质的方法,如分子筛法、离子交换法、氨基酸酶处理法等。
根据具体实验需求和样本性质,选择适合的方法进行蛋白质去除。
需要注意的是,每种方法都有其适用范围和限制条件,因此在进行蛋白质去除之前,需要详细了解各种方法的原理和操作步骤,以确保实验的准确性和可行性。
分离提纯蛋白质的方法
蛋白质是营养中很重要的一类物质,它们可以参与营养的过程,也可以参与多种有机反应,因此,提纯蛋白质是很有必要的。
提纯蛋白质的方法一般有硅胶沉淀法、沉淀抽提法、膜分离法等。
一、硅胶沉淀法
硅胶沉淀法是一种常用的提纯蛋白质的方法,它可以将大分子质量,体积小的分子排除在外,只提取蛋白质,这种方法的优点是操作简单,实验时间短,并且耗材成本也较低。
操作时,将样品稀释到所需的浓度,将稀释液中加入适量的硅胶,冷却混匀,经过适当的时间,硅胶就会沉淀在液体中,沉淀物吸附在硅胶上,把沉淀后的液体收集起来,经过一定的漂洗操作,就可以得到纯的蛋白质。
二、沉淀抽提法
沉淀抽提法是一种常用的提取蛋白质的方法,它可以对样品中的蛋白质进行极限沉淀,然后通过抽提的方式分离蛋白质和其他组分。
操作时,将样品加入硫酸钾溶液,然后搅拌均匀,再添加一定量的酒精,使大分子量的蛋白质极限沉淀,抽提上层液体,将抽提的液体经过一定的处理,利用蒸馏抽提的方法,就可以提取出纯净的蛋白质。
三、膜分离法
膜分离法是一种利用滤膜的选择性孔径对物质的分离。
蛋白提取方法蛋白是生物体内一种重要的有机化合物,具有多种生物学功能。
在生物医学研究、食品工业、药物研发等领域,蛋白的提取和纯化是非常重要的工作。
本文将介绍几种常见的蛋白提取方法,希望能对相关领域的研究人员有所帮助。
1. 细胞裂解法。
细胞裂解法是一种常见的蛋白提取方法,它通过破坏细胞膜,释放细胞内的蛋白质。
通常采用机械方法(如超声波破碎、高压破碎)或化学方法(如洗涤剂裂解)来实现细胞裂解。
这种方法操作简单,提取效率较高,适用于大多数类型的细胞。
2. 亲和层析法。
亲和层析法是一种通过蛋白与特定配体之间的亲和作用来实现蛋白提取的方法。
常用的亲和层析配体包括金属离子、抗体、亲和标记物等。
通过将这些配体固定在固定相上,再将混合蛋白溶液通过柱子进行层析,从而实现对目标蛋白的选择性提取。
这种方法对蛋白的纯化效果较好,但成本较高。
3. 凝胶过滤法。
凝胶过滤法是一种通过分子大小差异实现蛋白提取的方法。
通常采用多孔性凝胶作为固定相,将混合蛋白溶液通过凝胶柱进行层析,从而实现对蛋白的分离和提取。
这种方法操作简单,对蛋白的形态和功能影响较小,适用于对蛋白分子大小要求较高的应用场景。
4. 盐析法。
盐析法是一种通过蛋白与盐溶液中离子相互作用的差异实现蛋白提取的方法。
在盐浓度逐渐增大的过程中,蛋白质的溶解度会发生变化,从而实现对蛋白的分离和提取。
这种方法操作简单,成本较低,适用于对蛋白的选择性提取要求不高的场景。
5. 超滤法。
超滤法是一种通过膜的孔径大小选择性分离蛋白的方法。
通常采用超滤膜将混合蛋白溶液进行过滤,从而实现对蛋白的提取。
这种方法操作简单,对蛋白的分离效果较好,但需要注意膜的选择和操作条件的控制。
总结。
蛋白提取是生物医学研究、食品工业、药物研发等领域中的重要工作。
本文介绍了几种常见的蛋白提取方法,包括细胞裂解法、亲和层析法、凝胶过滤法、盐析法和超滤法。
每种方法都有其特点和适用场景,研究人员可以根据具体的实验要求选择合适的方法进行蛋白提取工作。
蛋白质的十种提取方法蛋白质是构成生物体重要组成部分的大分子有机化合物,对于生物研究和工业生产具有重要意义。
目前,蛋白质的提取方法多种多样,根据不同的目的和实验要求可以选择合适的提取方法。
下面将介绍蛋白质的十种常用提取方法。
1.溶液渗透法:该方法利用溶液渗透作用,通过梯度离心或薄膜渗透,将蛋白质从混合物中分离出来。
这种方法适用于体积较小且溶解度高的蛋白质。
2.超声波破碎法:通过使用超声波的机械波作用,使得细胞膜破碎,释放出蛋白质。
这种方法操作简单,操作快速,适用于处理小体积的样品。
3.离心法:通过离心来分离混合物中的蛋白质。
根据蛋白质的分子量和比重差异,可以利用离心的力把蛋白质沉淀到离心管的底部。
这种方法适用于分离大分子量的蛋白质。
4.水解法:通过将蛋白质与水或酸性溶液共同处理,使蛋白质发生水解反应,从而分离出目标蛋白质。
这种方法对于含有多种蛋白质的混合物有效。
5.超滤法:利用超滤膜的渗透性,将蛋白质从混合物中分离出来。
根据蛋白质的分子量大小,可以选择合适孔径的超滤膜。
这种方法可以快速、高效地提取蛋白质。
6.毛细管电泳法:利用毛细管对溶液中的蛋白质进行分离。
该方法可以根据蛋白质的电荷、大小和形状来分离不同蛋白质。
这种方法操作简单、实验时间短。
7.离子交换法:利用离子交换树脂或离子交换膜,根据蛋白质的电荷特性来分离蛋白质。
这种方法可以选择不同类型和大小的离子交换树脂,以实现对不同蛋白质的选择性提取。
8.吸附法:通过特定配体与蛋白质之间的亲和作用,将蛋白质吸附到固相材料上,并通过洗脱来分离蛋白质。
这种方法可以用于高效地纯化蛋白质。
9.柱层析法:利用固定相和流动相之间的亲和力或互斥力分离蛋白质。
依据蛋白质的大小、形状和电荷特性,选择不同类型的柱层析材料,实现对蛋白质的选择性提取。
10.电泳方法:通过电场驱动蛋白质在凝胶中迁移,根据蛋白质的大小和电荷来分离蛋白质。
这种方法可以分离不同分子量和电荷的蛋白质,并可用于纯化和定量分析。
提取蛋白的方法
以下是 8 条关于提取蛋白的方法:
1. 沉淀法呀!就像那细沙在水中慢慢沉淀一样。
比如说,在做豆腐的时候,不就是通过一些物质让豆浆里的蛋白质沉淀下来嘛!这可是个很常用的法子哟!
2. 离心法呢!这不就像把东西使劲甩出去找到我们要的那个部分嘛。
你看,提取血液中的某种蛋白就经常用这个办法呀!
3. 层析法哇!这就如同在一个复杂的迷宫里准确找到我们要的宝贝蛋白。
比如说,从一堆混杂的物质里分离出特定的蛋白质,用这个准没错啦!
4. 电泳法嘿!可以想象成让蛋白们在特定的赛道上赛跑,然后我们就把目标蛋白给揪出来啦。
像检测一些蛋白的存在不就常用它嘛!
5. 亲和层析法呀!就好像蛋白们之间有独特的吸引力,我们利用这一点就能把要的蛋白抓住了呢。
比如提取和某种抗体结合的蛋白,这办法好用得很嘞!
6. 超滤法呢!类似用一个很精细的滤网把小分子筛掉留下蛋白质。
在浓缩蛋白溶液的时候不是常常会用到嘛!
7. 盐析法哇!就如同给蛋白的世界来点特别的调味,让它们乖乖地显现出来。
很多蛋白质的初步提取都离不开它呀!
8. 酸沉淀法哟!感觉像是给蛋白的环境来个小挑战,让它们沉淀下来等着我们去获取。
像从某些植物里提取蛋白就可能会用到呢!
我觉得提取蛋白的方法好多呀,每一种都有它独特的魅力和用途,关键是要根据具体情况选择最合适的那个!。
蛋白质提取的方法和原理蛋白质提取是生物化学研究中一项非常重要的工作,它是通过化学或物理方法将目标蛋白质从混合物中提取出来,并获得纯度较高的蛋白样品。
蛋白质提取的方法和原理可以根据不同的需求和样本特点而有所区别,下面我将从样品处理、细胞破碎、蛋白质分离、纯化等方面详细介绍蛋白质提取的常用方法和原理。
一、样品处理样品的类型有很多,包括动物组织、细胞、血液等,每种样品的提取方法都有一定差异。
一般来说,细胞或组织样本在提取之前需要冷冻保存,并进行快速破碎以避免蛋白质降解。
对于血液样本,需要血样离心分离血浆或红细胞,再进行提取。
二、细胞破碎细胞破碎是蛋白质提取的关键步骤,目的是破坏细胞膜和细胞器,并释放蛋白质。
常见的细胞破碎方法有机械破碎、超声波破碎和化学法。
1. 机械破碎机械破碎是最常用的细胞破碎方法之一,可以通过碾磨、研磨、切割等方式破坏细胞。
例如,将样品置于液氮中冷冻后,使用研钵和研杵进行研磨,将细胞研磨成粉末状。
2. 超声波破碎超声波破碎是利用高频高能量的超声波震荡来破碎细胞,通常是在冷冻样品和显微量水中进行。
超声波的震荡可以高效破坏细胞和细胞器,并释放蛋白质。
3. 化学法化学法通常是通过加入化学试剂来破坏细胞。
例如,使用洗涤剂(如SDS、Triton X-100)可以溶解细胞膜,释放细胞内的蛋白质。
三、蛋白质分离蛋白质提取后,需要对蛋白质进行分离,去除杂质和其他成分。
1. 离心离心是最常用的蛋白质分离方法之一,通过不同速度的离心来分离蛋白质。
一般来说,较重的细胞碎片、细胞器和沉淀物会沉积在离心管的底部,而较轻的蛋白质上清液则在上方。
2. 电泳电泳是利用电场将带电蛋白质分离的技术。
常见的电泳方法有SDS-PAGE和凝胶过滤层析等。
SDS-PAGE可以根据蛋白质的大小和电荷来分离,凝胶过滤层析则可以根据蛋白质的分子量和渗透性进行分离。
四、蛋白质纯化蛋白质分离后,还需要进行纯化以获得较高纯度的蛋白样品。
蛋白质提取的方法和原理
1、蛋白质提取方法
1.1 热处理法
热处理是一种简单而有效的蛋白质提取方法,通过高温高压或烧
焦来破坏细胞壁和细胞膜,并释放出蛋白质。
如热溶液法、微波法、
热压法等。
1.2 酸碱法
酸碱法是一种常用的蛋白质提取方法,通过改变蛋白质的电荷性质,使其带有正负电荷,从而在特定的pH下沉淀出来。
如硫酸钾法、
亚硫酸盐法、三氯乙酸法等。
1.3 有机溶剂法
有机溶剂法是一种常见的蛋白质提取方法,常用有机溶剂如甲醇、丙酮、氯仿等,通过溶解细胞膜并使蛋白质溶于有机溶剂中,经离心
分离得到蛋白质。
如甲醇法、氯仿法、醋酸纤维素膜法等。
1.4 冻融法
冻融法是一种新兴的蛋白质提取方法,通过冻结细胞后迅速回温,使细胞壁破裂并释放出蛋白质。
该方法不需要使用有机溶剂或酸碱处理,可避免蛋白质的降解和失活。
2、蛋白质提取的原理
蛋白质提取的原理是利用特定的化学物质或物理条件,破坏细胞
膜和细胞壁,从而释放出蛋白质。
蛋白质在细胞内可以存在于细胞膜、细胞壁、细胞质或细胞核中,提取蛋白质需要根据不同的生物学样品
及其组分情况采用不同的方法。
其中,热处理法是利用高温高压或烧焦等方式破坏细胞壁和细胞膜,从而释放出蛋白质;酸碱法是通过改变蛋白质的电荷性质,在特
定的pH值下使其沉淀出来;有机溶剂法是利用有机溶剂溶解细胞膜,
并使蛋白质溶于有机溶剂中;冻融法则是通过冻结细胞后迅速回温,
使细胞壁破裂并释放出蛋白质。
在蛋白质提取过程中,需要注意避免蛋白质的降解和失活,以及
尽量减少对蛋白质的污染。
蛋白质提取的方法和原理
蛋白质提取的方法和原理可以分为以下几种:
1. 物理方法:通过物理力学手段破坏细胞膜,使蛋白质释放出来。
常用的方法包括均质、超声波破碎、高压破碎等。
2. 化学方法:通过添加化学试剂,使细胞膜破裂或蛋白质发生变性,溶解于溶液中。
常用的方法包括高盐溶解法、变性试剂法、碱水解法等。
3. 生物学方法:利用生物体自身的特性来提取蛋白质。
常用的方法包括细胞裂解、亲和纯化、离心分离、电泳等。
蛋白质提取的原理主要是利用溶解蛋白质的性质,破坏细胞膜结构,使蛋白质从细胞内释放出来。
物理方法通过机械力使细胞破裂,化学方法通过添加化学试剂改变细胞环境,生物学方法通过利用生物体自身的性质来提取蛋白质。
方法一:碱溶酸沉法利用蛋白质可溶于稀碱,当pH接近等电点时沉淀析出的原理,先用碱性溶液来溶解蛋白质,分离出澄清溶液,再将溶液的pH降到蛋白质的等电点使蛋白质沉淀析出,接下来分离沉淀下来的蛋白质。
碱溶酸沉法是目前操作最成熟、应用最多的蛋白质提取方法,常用的碱是氢氧化钠溶液。
碱溶酸沉法具有操作简便、易于控制、成本低廉的优点,缺点是提取操作时间长,蛋白质提取率低,易导致蛋自质变性,对某些原料提取出的蛋白质色泽深等碱溶酸沉法提取蛋白质的影响因素包括碱液浓度、碱液用量、提取温度和提取时间等提取时需要辅助适当的搅拌,以利于蛋白质的溶出。
方法二:盐溶酸沉法盐溶酸沉法的原理是蛋白质可溶于低浓度的盐溶液中,调整溶液pH至蛋白质等电点时,蛋白质则沉淀析出。
浓度较低的中性盐溶液有促进蛋白质溶解、保护蛋白质活性的作用;浓度高则会导致蛋白质发生盐析作用。
常用的盐溶液是氯化钠溶液和六偏磷酸钠溶液。
和传统的碱溶酸沉法相比,盐溶酸沉法的蛋白质提取率较高,蛋白质变性差,但纯度低。
方法三:水酶法该方法适用于提取油脂含量较高的植物蛋白,在获得高品质油脂的同时得到高质量的蛋白质。
在高油植物种子中,油脂存在于细胞内,常与蛋白质或碳水化合物等大分子结合在一起,形成脂多糖或脂蛋白等复合体,必须将油料组织的细胞结构和油脂复合体破坏,才能提出里面的油脂和蛋白质。
水酶法以机械和酶解为手段,来降解细胞壁,分离出蛋白质。
操作时先借助研磨、粉碎等辅助操作将种子组织破碎,再采用对细胞壁以及对脂多糖、脂蛋白等复合体有降解作用的酶(如纤维素酶、半纤维素酶、蛋白酶等)来进行处理,使细胞壁断裂,脂多糖、脂蛋白等复合体破坏,从而使蛋白质和油脂容易从细胞中释放出来,再经离心处理即可将蛋白质与油脂分离,得到蛋白质[381。
水酶法的特点是可同时提取油脂和蛋白质,反应条件温和,蛋白质不易变性,提取率高;缺点是酶的成本较高,用量大。
水酶法操作的关键是酶的选择,根据原料细胞结构和化学成分选取恰当的酶,才能保证提取的高效率。
常见蛋白质提取方法大部分蛋白质都可溶于水、稀盐、稀酸或碱溶液,少数与脂类结合的蛋白质则溶于乙醇、丙酮、丁醇等有机溶剂中,因些,可采用不同溶剂提取分离和纯化蛋白质及酶。
(一)水溶液提取法稀盐和缓冲系统的水溶液对蛋白质稳定性好、溶解度大、是提取蛋白质最常用的溶剂,通常用量是原材料体积的1-5倍,提取时需要均匀的搅拌,以利于蛋白质的溶解。
提取的温度要视有效成份性质而定。
一方面,多数蛋白质的溶解度随着温度的升高而增大,因此,温度高利于溶解,缩短提取时间。
但另一方面,温度升高会使蛋白质变性失活,因此,基于这一点考虑提取蛋白质和酶时一般采用低温(5度以下)操作。
为了避免蛋白质提以过程中的降解,可加入蛋白水解酶抑制剂(如二异丙基氟磷酸,碘乙酸等)。
下面着重讨论提取液的pH值和盐浓度的选择。
1、pH值蛋白质,酶是具有等电点的两性电解质,提取液的pH值应选择在偏离等电点两侧的pH 范围内。
用稀酸或稀碱提取时,应防止过酸或过碱而引起蛋白质可解离基团发生变化,从而导致蛋白质构象的不可逆变化,一般来说,碱性蛋白质用偏酸性的提取液提取,而酸性蛋白质用偏碱性的提取液。
2、盐浓度稀浓度可促进蛋白质的溶解,称为盐溶作用。
同时稀盐溶液因盐离子与蛋白质部分结合,具有保护蛋白质不易变性的优点,因此在提取液中加入少量NaCl等中性盐,一般以0.15摩尔。
升浓度为宜。
缓冲液常采用0.02-0.05M磷酸盐和碳酸盐等渗盐溶液。
(二)有机溶剂提取法一些和脂质结合比较牢固或分子中非极性侧链较多的蛋白质和酶,不溶于水、稀盐溶液、稀酸或稀碱中,可用乙醇、丙酮和丁醇等有机溶剂,它们具的一定的亲水性,还有较强的亲脂性、是理想的提脂蛋白的提取液。
但必须在低温下操作。
丁醇提取法对提取一些与脂质结合紧密的蛋白质和酶特别优越,一是因为丁醇亲脂性强,特别是溶解磷脂的能力强;二是丁醇兼具亲水性,在溶解度范围内(度为10%,40度为6.6%)不会引起酶的变性失活。
蛋白质提取的方法总汇中国生命科学论坛Ⅰ、植物组织蛋白质提取方法(summer)1、根据样品重量(1g样品加入3.5ml提取液,可根据材料不同适当加入),准备提取液放在冰上。
2、把样品放在研钵中用液氮研磨,研磨后加入提取液中在冰上静置(3-4小时)。
3、用离心机离心8000rpm40min4℃或11100rpm20min4℃4、提取上清夜,样品制备完成。
蛋白质提取液:300ml1、1Mtris-HCl(PH8) 45ml2、甘油(Glycerol)75ml3、聚乙烯吡咯烷酮(Polyvinylpolypyrrordone)6g这种方法针对SDS-PAGE,垂直板电泳!Ⅱ、三氯醋酸—丙酮沉淀法1、在液氮中研磨叶片2、加入样品体积3倍的提取液在-20℃的条件下过夜,然后离心(4℃8000rpm以上1小时)弃上清。
3、加入等体积的冰浴丙酮(含0.07%的β-巯基乙醇),摇匀后离心(4℃8000rpm以上1小时),然后真空干燥沉淀,备用。
4、上样前加入裂解液,室温放置30分钟,使蛋白充分溶于裂解液中,然后离心(15℃8000rpm以上1小时或更长时间以没有沉淀为标准),可临时保存在4℃待用。
5、用Brandford法定量蛋白,然后可分装放入-80℃备用。
药品:提取液:含10%TCA和0.07%的β-巯基乙醇的丙酮裂解液:2.7g尿素0.2gCHAPS溶于3ml灭菌的去离子水中(终体积为5ml),使用前再加入1M的DTT65ul/ml。
这种方法针对双向电泳,杂质少,离子浓度小的特点!当然单向电泳也同样适用,只是电泳的条带会减少!Ⅲ、组织:肠黏膜(newinbio)目的:WESTERN BLOT检测凋亡相关蛋白的表达应用TRIPURE提取蛋白质步骤:1.含蛋白质上清液中加入异丙醇:(1.5ml每1mlTRIPURE用量)2.倒转混匀,置室温10min3.离心:12000 g,10min,4度,弃上清4.加入0.3M盐酸胍/95%乙醇:(2ml每1mlTRIPURE用量)5.振荡,置室温20min6.离心: 7500g,5 min,4度,弃上清7.重复0.3M盐酸胍/95%乙醇步2次8.沉淀中加入100%乙醇 2ml9.充分振荡混匀,置室温20 min10.离心: 7500g,5min,4度,弃上清吹干沉淀11.1%SDS溶解沉淀12.离心:10000g,10min,4度13.取上清-20度保存(或可直接用于WESTERN BLOT)存在的问题:加入1%SDS后沉淀不溶解,还是很大的一块,4度离心后又多了白色沉定,SDS结晶?测浓度,含量才1mg/ml左右。
解决:提蛋白试剂盒,另外组织大小适中,要碎,立即加2X BUFFER,然后煮5-10分钟,效果很好的。
Ⅳ、lysis solution:(yog)Protein extraction buffer (Camiolo buffer):100 ml= (0.075M Potassium Acetate) 0.736g(0.3M) NaCl 1.753g(0.1M) L-arginine basic salt 1.742g(0.01M) EDTA-HCl 0.292g(0.25%) Triton X-100 250. ulup to 100 ml with dH20. pH 7.4. Then 0.2 um filter.1. Freeze tissue in liquid nitrogen.2. Rinse in PBS then mince.3. Add 1 ml Camiolo extraction buffer per 100 mg of tissue.4. Homogenize for 1 minute at 4'C.5. Spin at 3,000. rpm/15 minutes/4'C.6. Remove supernatant and save in another tube.7. If necessary, dialize the supernatant against PBS with50mM/L Tris-HCl pH 7.4.Ⅴ、植物材料:水稻苗,叶鞘,根(ynibcas)1、200毫克样品置于冰上磨碎2、加lysis buffer,离心,10000rpm,4度,5min取上清3、重复离心5minlysis buffer:urea np-40 ampholine 2-me pvp-40Ⅵ、蛋白质样品制备(sigma)秧苗蛋白质样品的提取按Davermal等(1986)的方法进行。
100mg材料剪碎后加入10mgPVP-40(聚乙烯吡咯烷酮)及少量石英砂,用液氮研磨成粉,加入1.5 ml 10% 三氯乙酸(丙酮配制,含10mM即0.07%β-巯基乙醇),混匀,-20℃沉淀1小时,4℃,15000 r/min离心15 min,弃上清,沉淀复溶于1.5ml冷丙酮(含10 mMβ-巯基乙醇),再于-20℃沉淀1小时,同上离心弃上清,(有必要再用80%丙酮(含10 mMβ-巯基乙醇所得沉淀低温冷冻真空抽干。
按每mg干粉加入20μl(可调) UKS液[9.5 M尿素,5mM碳酸钾,1.25%SDS,0.5%DTT(二硫苏糖醇),2% Ampholine (Amersham Pharmacia Biotech Inc,pH3.5-10),6% Triton X-100],37℃温育30min,期间搅动几次,28度(温度低,高浓度的尿素会让溶液结冰)16000 r/min离心15 min,离心力越大时间长一点越好!上清即可上样电泳。
或者-70度保存Ⅶ、植物根中蛋白质的抽取(phenol)(1) sample, 液氮研磨(2) 装1.5 ml centrifuge 用tube(3) 加 1M KH2PO4+K2HPO4 700 ul(4) 12000 rpm, 4度, 10-15minite(5) 取上层液,蛋白质就在里面Ⅷ、SDS extraction followed by acetone precipitation – simple extraction protocol that does not require phenol. Recommended start protocol for whole tissue extractions.(hgp)1. Grind 1 g of fresh tissue to a powder with liquid nitrogen in a mortar andpestle.2. Add 5 mL of extraction media (0.175 M Tris-HCl, pH 8.8, 5% SDS, 15% glycerol,0.3 M DTT) directly to mortar and continue grinding for an additional 30 sec.3. Filter homogenate through two layers of miracloth into a 50 mL Falcon tubeat room temperature.4. Immediately add 4 volumes of ice cold 100% acetone to filtered homogenate,mix by vortexing and place at -20 C for at least one hour to precipitateproteins.5. Centrifuge at 5000 g for 15 min to collect precipitated protein, decantsupernatant.6. Gently blot residual acetone from container with Kimwipe and then washpellet in 15-20 mL of cold 80% acetone. Be sure to thoroughly break-up pelletby pipetting, vortexing or sonication.7. Repeat steps 5 and 6.8. Collect final protein precipitate by centrifugation at 5000 g for 15 minand dry pellet by inverting on Kimwipe for 15 min at 37 C.9. Resuspend final pellet in 0.5-1 mL of IEF extraction solution (8 M urea,2 M thiourea, 2% CHAPS, 2% Triton X-100, 50 mM DTT, 0.2% pH 3-10 ampholytes)by pipetting and vortexing at 25-30 C. Incubate sample for 1 h at roomtemperature with agitation. Do not heat sample under any circumstances as thiswill lead to carbamylation of proteins.10. Centrifuge for 10 min at 12000 g and use supernatant to rehydrate IPGstrips.11. If protein quantitation is necessary, precipitate protein sample with TCAor acetone prior to performing Bradford or Lowry assay as detergents andreducing agents interfere with these assays.Phenol extraction followed by methanolic ammonium acetate precipitation –an effective protocol for sample preparation from protein-poor, recalcitrant tissues such as plants (see Hurkman and Tanaka, 1986, Plant Physiology81:802-80Ⅸ、材料:细菌蛋白(puc18)用甲醇提取的,冻干后用缓冲液溶解的。