AB-PAS染色试剂盒操作步骤及注意事项

糖原(PAS)染色[原理]过碘酸能使细胞内乙二醇基氧化成二醛，醛基与雪夫氏溶液起反应，使无色品红结合成红色反应，沉着含糖原的细胞结构上，标本上所能显红色的糖类主要为多糖包括糖原、糖蛋白、粘多糖和糖脂等。

[试剂](1)由上海虹桥乐翔医用试剂技术有限公司提供。

(2)试剂组成:固定液4.5ml；过碘酸溶液20ml；雪夫氏溶液20mg。

(3)苏木素。

[操作](1)新鲜或陈旧血片、骨髓片于固定液内3-5分钟，水洗、晾干。

(2)滴加过碘酸于涂片上氧化10分钟，水洗、晾干。

(3)放入雪夫氏溶液中，置37度水浴箱5-10分钟。

(4)取出后流水冲洗10-20分钟，晾干、镜检。

(5)苏木素复染。

[结果观察]糖原在细胞浆内可染成红色，其判断标准随细胞不同而异。

有核红细胞判断：(-)：无红色阳性颗粒和浅红色物质。

(+)：胞浆中有少数分散红色阳性颗粒，或呈浅红色反应，比正常红细胞色深。

(++)：胞浆中有1或2个浓的红色颗粒环，或胞浆中有1一10个中等大的颗粒，或弥漫的红色物。

(+++)：胞浆中有11—20个红色中粗颗粒或染深红色。

(++++)：胞浆中红色颗粒明显增多且较粗，致密或呈紫红色物质。

淋巴细胞的判断:(-)：胞浆内无粉红色颗粒。

(+)：胞浆内有1一10个红色小颗粒或弥漫的浅红色物质。

(++)：10个以上红色颗粒。

编写：胡芙蓉制定日期：2009.01.01(+++)：胞浆中含有较多红色颗粒及小块紫红色物质。

(++++)：胞浆中含许多红色颗粒及小块紫红色物质。

[临床意义](1)用于营养性巨幼细胞贫血与红(白)血病的鉴别，前者的正常红细胞及有核红细胞常为阴性，而后者可呈强阳性反应。

(2)用于鉴别急性淋巴细胞性白血病与急性非淋巴细胞性白血病，前者的原淋巴细胞和幼稚淋巴细胞可见大块红色物质。

后者的原始阶段细胞常为阴性。

(3)高雪氏细胞呈强阳性，而尼曼匹克氏细胞呈微弱阳性。

[附注](1)雪夫氏液变红即不能再用，以免细胞出现假阳性。

血细胞PAS染色测定
一、原理：
血细胞内含有乙二醇的糖类物质（PAS）能被过碘酸氧化，形成双醛基类物质。

后者与无色品红结合，形成紫红色沉淀物，沉淀物的显色深浅与乙二醇的含量成正比。

二、试剂组成：
1、PSA固定液：1瓶×5
2、PASⅠ液：1瓶×5
3、PASⅡ液：1瓶×5
4、苏木素复染液：1瓶×5
三、操作步骤：
1、涂片滴加固定液5-8液，盖满血膜即可，5分钟，水洗待干。

2、滴加Ⅰ液10分钟，水洗待干。

3、置入Ⅱ液内室温（20-25℃左右为宜）暗处放置30分钟，然后流水冲洗数分
钟。

4、苏木素复染1-2分钟，水洗待干，镜检。

5、结果显示
阳性结果：细胞内出现红色沉淀物，定位于细胞质
阴性结果：细胞内无红色沉淀物。

四、注意事项
1、滴加Ⅰ液后水洗应充分，然后待涂片完全干燥后才能置于Ⅱ液内。

2、PASⅡ液保存不当或时间过久将会变红，并使阳性强度降低，且不能反复使
用。

3、PASⅡ液可同时放置5-8张涂片（即5-8份标本）。

五、临床意义
1、粒细胞系统自早幼粒阶段以下均可呈阳性，且随细胞分化而加强。

2、单核细胞系统可呈弥散状弱阳性伴细颗粒状。

3、淋巴细胞系统可呈块状或粗颗粒状阳性。

4、巨核细胞系统（血小板）可呈粗块状或团块状阳性。

5、红细胞系统正常情况下呈阴性，当某些疾病时可呈阳性，如：MDS、AML-Mb
时。

PAS（PeriodicAcidSchiff）染色方法PAS染色步骤结果：糖原，粘液和基底膜-红色/粉红色.,背景-蓝色。

未经淀粉酶消化的切片，糖原被PAS染成洋红色，经淀粉酶消化的切片消失。

试剂配制1.0.5%过碘酸水溶液过碘酸 2.5g蒸馏水500ml2.Schiff试剂Schiff试剂碱性复红（CI42500）6g蒸馏水1200ml1N盐酸60ml偏重亚硫酸氢钠12g用600ml蒸馏水溶解6g碱性复红，煮沸几分钟，冷却到50℃加入1N盐酸60ml，冷却到25℃加入12g偏重亚硫酸氢钠（高纯度化学试剂）。

液体放于暗处24小时。

加5～6g活性炭，摇动大约1分钟。

通过粗过滤纸过滤，液体应该清亮，如果液体有颜色重复加入活性炭。

蒸馏水加到液体到总量600ml，放入棕色瓶中冰箱内保存。

3.Mayer改良苏木精夜苏木精2g硫酸铝钾100g蒸馏水600ml碘酸钠0.4g冰醋酸20ml硫酸铝钾加入蒸馏水中稍加热，同时将苏木精溶于无水乙醇中，再将两种液混合，加入碘酸钠，充分溶解。

此液是一种进行性苏木精液，染色时一般不需要分化，但染色过深可以进行适当分化。

注意事项：关键是碘酸钠的使用量1)根据气候季节温度的改变，适当调整碘酸钠的使用量，配方中给出的量适合夏季（温度大约25℃）随着温度下降每降1℃碘酸钠的使用量增加0.01g，最多不能超过配方使用量的50%，过量的碘酸钠可是苏木精氧化，不仅有效时间短，还会出现核浆共染。

2)称量一定要准确，碘酸钠尽量使用精确度高的天平称量。

3)碘酸钠有有限期，除了注意有效期，还应注意有无潮解，质量不保险的碘酸钠最好不用，为了保险使用有效的碘酸钠。

AB-PAS染色某些细胞如胃肠的杯状细胞能分泌粘稠的分泌物，含有大量的糖称粘多糖。

中性粘液物质含有氨基己糖和游离的己糖基，酸性粘液物质也含有氨基己糖并含有各种酸根。

此方法先染阿利新蓝染酸性粘液物质为蓝色，并阻断酸性粘液物质的羧酸分子中的乙二醇被高碘酸氧化生产二醛而着红色。

只有中性粘液物质的乙二醇基被高碘酸生成二醛后与雪夫试剂中的无色品红作用生成红紫色复合物。

染色实验步骤：1、切片脱蜡至水。

2、阿利新蓝染液浸染或滴染5-10min。

稍水洗。

3、0.5%高碘酸水溶液氧化5-10min。

4、流水冲洗数分钟蒸馏水换洗两次。

5、雪夫试剂暗处浸染或滴染15~30min。

6、流水冲洗5-10min。

7、苏木素复染核1min左右，盐酸酒精分化，氨水返蓝。

8、95%酒精I 5min-95%酒精II 5min-无水乙醇I 5min-无水乙醇II 5min脱水，二甲苯透明中性树胶封固。

（一定要湿封，在组织上的二甲苯未挥发完组织变干之前封片，否则易出现黑色的结晶状物即空气结晶）。

染色结果：糖原、中性粘液物质呈红色，酸性粘液物质呈蓝色，混合性粘液物质呈蓝紫色或紫蓝色，胞核呈蓝色。

1、高碘酸溶液为透明溶液，长时间染色如果没有带入杂质的话此溶液一直是透明的，所以无法从常规的颜色辨别高碘酸的好坏，只有定期更换，根据标本的多少1~2月更换一次。

2、雪夫试剂要放入冰箱保存，临用前半小时取出恢复至室温，用后又倒回原瓶内放冰箱保存；雪夫试剂出现淡红色就不能继续使用了。

3、如果没有要求，可以不染核，要染核的话染色一定要浅。

因为酸性粘液物质着蓝色，如果核蓝色太深对比不明显。

4、一定要先染阿利新蓝后染PAS，否则蓝色着染少而浅结果不准确，原因是酸性粘液物质的羧酸分子中的乙二醇被高碘酸氧化生产二醛与雪夫试剂中的无色品红作用生成红紫色复合物后再难跟阿利新蓝结合。

AB-PAS 染色试剂盒操作步骤及注意事项AB-PAS 染色试剂盒货号:G1285有效期：6个月有效。

产品简介:糖原染色是病理学中常规的染色方法之一，McManus 在1946年最先使用高碘酸-雪夫技术显示黏蛋白，该法常用来显示糖原和其他多糖，该染色液不仅能够显示糖原，还能显示中性黏液性物质和某些酸性物质。

阿利新蓝和PAS 技术联合使用可鉴别同一组织切片中的中性黏蛋白和酸性黏蛋白。

这种技术也常用作广泛检测黏蛋白的手段。

该技术染色阴性，可明确断定该物质不是黏蛋白。

在大多数方法中，切片先经标准的阿利新蓝（pH 值为2.5）染色，在使用PAS 技术。

阿利新蓝可将唾液黏蛋白、硫黏蛋白和蛋白多糖染成蓝色。

PAS 技术可将中性黏蛋白染成深红/红紫色，同时将既含中性黏蛋白有含酸性黏蛋白的组织和细胞染成深浅不同的紫色，这是有于阿利新蓝与Schiff 试剂结合并反应。

上述染色常可出现在含有中性黏蛋白和唾液黏蛋白的小肠杯状细胞中。

阿利新蓝是类铜钛花青染料，这种阳离子染料与酸性基团结合，也即阿利新蓝与组织内含有的阴离子基团如羧基和硫酸根形成不溶性复合物。

分子中带正电荷的盐键与酸性黏蛋白多糖物质中带负电荷的酸性基团结合形成不溶性的复合物而呈蓝色，再于PAS 进行复合染色，就编号名称6×50ml 6×100ml Storage 试剂（A ）阿利新蓝染色液50ml 100ml 4℃避光试剂（B ）过碘酸溶液50ml 100ml 4℃避光试剂（C ）Schiff Reagent 50ml 100ml 4℃避光试剂（D ）苏木素染色液50ml 100ml 4℃避光试剂（E ）酸性分化液50ml 100ml RT 试剂（F ）Scott 蓝化液50ml100mlRT能显示三种不同黏液物质成分。

自备材料：1、蒸馏水2、系列乙醇操作步骤（仅供参考）1、脱蜡至水，蒸馏水水洗2min。

2、阿利新蓝染色液染色10-20min。

糖原PAS染色液使用说明1.储存条件：-保持在室温下阴凉、干燥的地方；-避免阳光直射。

2.试剂配制：-糖原PAS染色液由两部分组成：糖原PAS染色液A和糖原PAS染色液B。

两者混合后即可使用。

-将糖原PAS染色液A和糖原PAS染色液B以1:1的比例混合。

3.样本制备：-取细胞样本，例如组织切片或细胞悬液；-依据实验需求，将样本制备成厚度为3-5μm的组织切片；-如果使用细胞悬液，则需要将细胞悬液离心，将沉淀后的细胞制备成细胞块。

4.染色步骤：-取一个玻片，将制备好的组织切片或细胞块平铺在玻片上；-用去离子水或磷酸缓冲液轻轻洗涤玻片上的样本，去除杂质；-用组织纸轻轻吸去多余的水分；-用移液管将糖原PAS染色液滴在样本上，确保样本完全覆盖；-在室温下将标本浸泡于糖原PAS染色液中15-30分钟。

时间过长可能导致染色过度；-将玻片用去离子水轻轻冲洗几次，以去除未结合的染色剂；-用组织纸轻轻吸去多余的水分。

5.染色结果观察：-将制备好的玻片在显微镜下观察；-糖原呈现红色至紫色的细小颗粒，分布在细胞质中；-根据颗粒的密度和分布情况，可以初步评估细胞内糖原的积累程度。

6.染色控制：-在染色过程中，正常细胞应该在细胞质中有较少的糖原颗粒；-通过对正常对照样本进行染色，可以确定阴性对照的糖原表达水平；-阴性对照样本应不显示糖原颗粒或仅有极少量的糖原颗粒。

7.离子蓝后染色：-如果需要对细胞核进行染色，可以在糖原染色后使用离子蓝（如伊红或核快蓝）进行核染色；-样本浸泡在离子蓝染色液中5-10分钟；-将玻片用去离子水轻轻冲洗几次，然后用组织纸吸去多余的水分；-在显微镜下观察并拍摄所需的染色结果。

PAS染色试剂盒操作步骤及注意事项
货号：G1280
规格：2×50ml/2×100ml
保存：2-8℃保存，避免光照，复检期为6个月。

试剂盒组成：
高碘酸液50ml/100ml
Schiff染液50ml/100ml
产品说明：
PAS染液（Periodic Acid-Schiff stain）在组织学上，主要用来检测组织中的糖原或其他多糖物质。

高碘酸是一种氧化剂，能将多糖分子中相邻的二醇基氧化成二醛基，醛基能与希夫试剂（Schiff reagent）反应生成红色不溶性复合物。

操作说明：（仅供参考）
1、染色步骤
1)切片脱蜡至水；
2)高碘酸液处理5-10分钟；
3)流水冲洗5分钟，擦干切片上多余水分；
4)滴加Schiff染液，染色10-15分钟；
5)流水清洗5-10分钟；
6)Mayer苏木素复染；
7)分化、水洗；返蓝、水洗；
8)常规脱水，二甲苯透明；
9)中性树胶封片。

2、显微镜观察结果：糖原、中性粘液物质呈红色，细胞核呈蓝色。

注意事项：
1．为了您的安全和健康，请穿实验服并戴一次性手套操作。

2．试剂均应低温保存，临用前半小时取出恢复室温。

3．高碘酸处理温度以不高于20℃为宜，室温高时，处理时间可适当缩短。

Schiff染液染色时间可随温度调整，室温高可减少染色时间，冬季室温低，可延长至20分钟左右。

4．第一次使用本试剂时建议先取1-2个样品做预实验。

巴氏染色的操作方法及注意事项染色染色有4个步骤：1、固定；2、核染色；3、胞浆染色；4、透明。

主要达到以下要求：1、核的结构清晰；2、透明度高；3、分色恰当。

一、固定固定的目的细胞制片的迅速固定是制片过程中关键的一步，否则会影响细胞学诊断的准确性。

对于不同的标本需要不同的固定方法。

最为常用的固定方法是95％酒精作为固定液的湿固定法。

酒精作为一种脱水剂能够防止细胞内的酶捋蛋白质分解而自容，并凝固细胞内的物质如蛋白质、脂肪和糖类等，使其保持与组织生活相仿的成分，从而使细胞各部分，尤其核染色质易于着色。

对于巴氏染色来说，酒精固定最为重要的。

如果酒精浓度不足引起的固定不佳，可造成细胞的人为变化，并可导致假阳性或假阴性的诊断。

1、固定方法湿固定法：作为用95％酒精固定液固定的细胞学标本一定使用湿固定法。

制片制备完后，趁标本新鲜而又湿润时，立即放入盛有95％酒精的固定缸内。

制片在固定液内至少保持15-30min。

固定时间通常不超过1周。

这种制片染色后，颜色鲜艳，结构清晰。

如果细胞制片需要送至另一实验室或邮寄他处染色时，可以固定15min后，把制片取出后立即密封的容器中或者使用甘油防止制片干燥。

因为无论固定前或固定后的制片，如果发生干燥后都会影响染色的效果。

2、固定注意事项固定液的过滤：为了防止细胞污染，凡是使用过的固定液，必须过滤后才能再使用。

使用过长的固定液，必须用酒精相对密度计测定，酒精浓度低于90％时应该及时更换新液。

湿固定的重要性：标本再新鲜时及时固定时保证染色效果的重要因素。

如苏木素对细胞核的染色，巴氏染色中胞浆的特殊着色作用，均可因标本干燥后固定而大受影响。

制片标本的邮寄：标本再固定15min后取出，立即加甘油数滴于制片上，装入密封的小盒中。

实验室在收到标本后，先浸入95％酒精中，使甘油溶去，再进行染色。

二、核染色1、苏木素液浸染时间一般在3-5min，但是必须随气温和燃料情况而酌情改变。

夏季或放置较久的苏木素染液容易着色，时间要缩短；冬季或新配制的苏木素染液和应用已久较稀释的苏木素液不易着色，时间要延长。

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PAS染色步骤
1 石蜡切片脱蜡至水，蒸馏水冲洗，70%酒精洗。

2 浸入高碘酸酒精溶液10min（此溶液温度以17－20度为好）
3 70%酒精洗后，入还原液中1min（此溶液温度以17－20度为好）
4 70%酒精洗后，入无色盐基性品红溶液1-1.5h，冬天室温较低时，可放入37度温箱
5 流水冲洗10min，用Mayer\'s苏木素复染液复染细胞核3-5min，再用1%盐酸酒精分化
6 流水冲洗后，脱水，透明，封固。

结果：糖原、粘液蛋白呈紫红色，细胞核呈蓝色。

注意事项:
1 高碘酸酒精溶液配制后放4度冰箱备用，如果变成棕色就不能再用
2 还原液：硫代硫酸钠-1g，95％酒精-30ml，蒸馏水-20ml。

加入0.5ml 2mol/L HCL，等待完全溶解后，再加1g碘化钾。

如有少量硫的沉淀，不影响染色，可贮存于4度冰箱内。

3 各试剂配制时按顺序倒入一个棕色瓶中，瓶内尽量盛曼溶液，使其仅存少量空气。

将试剂瓶摇动2h或更长时间，然后加2g活性碳，继续摇动片刻，放室温，次日晨过滤，溶液应为无色液体，如为红色，则不能再用。

pas染色原理首先，我们需要了解一下pas染色的原理。

pas染色是指用Schiff试剂染色，然后用碘酸钾或者高碘酸盐脱色，再用碱性铅溶液或铅醋酸溶液显色的一种特殊染色方法。

它能够将细胞内的多糖类物质染成玫红色或者紫红色，而其他组织结构则呈现不同的颜色，从而可以清晰地观察到细胞内的多糖类物质分布和形态。

接下来，我们来详细介绍一下pas染色的步骤。

首先，将待染切片在60℃烘箱中干燥20分钟，然后在玻片上滴加Schiff试剂，静置15-30分钟。

接着，用蒸馏水洗净，然后在碘酸钾或者高碘酸盐中脱色。

最后，用蒸馏水洗净后，在碱性铅溶液或铅醋酸溶液中显色，最后用蒸馏水洗净，然后进行脱水、透明和封片，即可观察。

在染色过程中，需要注意一些问题。

首先是Schiff试剂的制备，如果试剂过老或者保存不当，会导致染色效果不佳。

其次是脱色的时间控制，脱色时间过长会导致染色物质流失，而脱色时间过短则会影响观察效果。

最后是显色的时间，显色时间过长会导致背景染色，影响观察结果。

pas染色主要用于观察肝脏、胰腺、肾小管、胃黏膜等组织中的糖原和粘多糖，能够清晰地显示它们的形态和分布。

在肿瘤病理学中，pas染色也常用于观察肿瘤细胞内的糖原和粘多糖，有助于对肿瘤类型和分化程度的判断。

总的来说，pas染色是一种非常重要的染色方法，它可以帮助科研人员观察细胞内多糖类物质的分布和形态，对于生物学和医学领域的研究具有重要意义。

在进行pas染色时，需要严格控制每个步骤的时间和操作，以确保染色效果的准确性和可靠性。

希望本文能够对大家对pas染色原理有所了解，谢谢阅读。

abpas染色实验原理
AB-PAS染色实验是一种通过染色来检测糖原在细胞和组织中分布和含量的方法。

该实验常用于病理学领域，特别是在肝脏病理学中，用于检测肝细胞内的糖原沉积和分布，从而评估肝脏疾病的类型和严重程度。

实验原理：AB-PAS染色实验是一种组合染色方法，由Alcian Blue和Periodic Acid-Schiff（PAS）染色组成。

Alcian Blue是一种酸性染色剂，主要用于染色酸性多糖，如硫酸肝素和酸性黏多糖。

而PAS染色则是一种选择性染色方法，用于检测组织中存在的糖原。

在AB-PAS染色实验中，细胞或组织切片首先被Alcian Blue染色剂染成蓝色，随后用Periodic Acid-Schiff溶液进行氧化，将细胞或组织中的糖原氧化为醛基。

最后，用Fuchsin染色剂染色，使氧化后的糖原变成颜色暗红色至紫色。

根据Alcian Blue和PAS染色剂的特殊性质，AB-PAS染色实验可以用于检测不同类型的糖原。

例如，肝细胞内的糖原可用AB-PAS染色进行鉴定，来帮助诊断肝脏病变。

总之，AB-PAS染色实验是一种常见的组织染色方法，可用于检测糖原在细胞和组织中的分布和含量，对于病理学研究和诊断具有重要意义。

AB-PAS染色实验报告一、实验器材及试剂1、实验器材名称厂家型号脱水机武汉俊杰电子有限公司JJ-12J包埋机武汉俊杰电子有限公司JB-P5病理切片机上海徕卡仪器有限公司RM2016冻台武汉俊杰电子有限公司JB-L5组织摊片机浙江省金华市科迪仪器设备有限公司KD-P烤箱天津市莱玻瑞仪器设备有限公司GFL-230载玻片Servicebio正置光学显微镜日本尼康NIKON ECLIPSE E100成像系统日本尼康NIKON DS-U32、主要实验试剂试剂名称厂家货号无水乙醇国药集团化学试剂有限公司100092683二甲苯国药集团化学试剂有限公司10023418AB-PAS染液套装Servicebio G1049苏木素染液servicebio G1004分化液servicebio G1005-3返蓝液servicebio G1005-4中性树胶国药集团化学试剂有限公司10004160二、实验步骤1、石蜡切片脱蜡至水：依次将切片放入二甲苯Ⅰ20min-二甲苯Ⅱ20min-无水乙醇Ⅰ5min-无水乙醇Ⅱ5min-75%酒精5min，自来水洗。

2、阿利新蓝染色：切片入阿利新蓝染液中染色5min，自来水洗2min；3、高碘酸染色：切片入高碘酸染液中15min，自来水洗，蒸馏水洗两遍；4、雪弗染色：切片入雪弗染液避光染色30min，，流水冲洗5min；5、苏木素染色：切片入苏木素染液染3-5min，自来水洗，分化液分化，自来水洗，返蓝液返蓝，流水冲洗。

6、脱水封片：切片依次入无水乙醇I 5min -无水乙醇II 5min-无水乙醇Ⅲ5min -二甲苯Ⅰ5min -二甲苯Ⅱ5min透明，中性树胶封片。

7、显微镜镜检，图像采集分析。

三、结果判读：酸性粘液物质呈蓝色，糖原，中性粘液物质呈紫红色，混合黏液物质呈紫蓝色或蓝紫色。

四、注意事项：1、染液配制的量需要根据实际情况来定，配制过多易造成浪费。

2、染液一定要避光保存，并且实验过程中的每一步操作都要求避光。

流式细胞抗体染色的操作步骤及常见问题一、实验物品准备水平离心机、流式细胞仪、流式细胞管、流式细胞缓冲液、细胞过滤器、15ml离心管、流式抗体、同型对照抗体、避光锡纸、移液器、细胞吸管、细胞计数仪等二、FC受体封闭试剂准备阻断Fc受体的试剂可用于减少非特异性免疫荧光染色。

一般标记样品细胞的荧光素偶联抗体多为单克隆抗体，少数也可能是多克隆抗体。

其基本结构都由两部分组成，即包含有特异性结合抗原位点的Fab段和相对保守的Fc段，抗体的特异性表现在Fab段。

标记时利用Fab 段的抗原结合位点与细胞上抗原分子特异性结合，从而标记并且相对量化细胞表达该抗原分子的情况。

但是，有些细胞表面表达FcR(Fc receptor,Fc受体），如巨噬细胞、树突细胞、B淋巴细胞等，FcR可以与荧光素偶联抗体的Fc段进行非特异性的结合，对结果产生一定的影响。

目前封闭方法主要有两种：（1）用市面上卖的适量的CD16/32的抗体与样品细胞充分混匀，4℃孵育10-15min。

CD16/32是一种Fc受体, 能够与IgG的Fc段结合，而荧光素偶联抗体基本上是IgG抗体，所以在标记荧光素偶联抗体前可以用CD16/32抗体封闭样品细胞，使样品细胞表面的FcR都被抗CD16/32抗体结合，从而阻止后续荧光素偶联抗体与FcR的非特异性结合。

（2）用血清全IgG抗体与样品细胞充分混匀，4℃孵育10-15min。

比如研究人的细胞时，若荧光素偶联抗体来源于小鼠，封闭采用小鼠血清全IgG抗体。

注意：无论选用哪一种方法，原则是如果流式抗体可能与样品细胞的FcR发生非特异性结合，那么在标记荧光素偶联抗体之前先用流式抗体同源的全IgG抗体或CD16/32抗体进行封闭，使样品细胞表面的FcR饱和。

三、流式对照设置流式细胞实验对照设置非常重要，常见有阴性对照和单阳对照。

（1）阴性对照设置目的是去除自发和非特异荧光干扰。

阴性对照主要包括两个部分，即:空白对照（检测样本自发荧光）和同型对照（检测样本自发荧光+非特异性荧光）。

pas染色方法
PAS（Periodic Acid-Schiff）染色方法是一种常用的组织学染色技术，主要用于检测和鉴定细胞和组织中存在的多糖、甘油脂和其他酸性物质。

以下是PAS染色的步骤：
1. 取得需要染色的组织切片或细胞制备物。

2. 将切片或细胞制备物进行固定，通常使用10%的中性缓冲福尔马林溶液进行固定处理。

3. 将固定的样品在水流中洗涤数次，以去除福尔马林残留。

4. 将样品放入0.5%的周期酸（Periodic Acid）溶液中，孵育5-10分钟，以氧化多糖。

5. 洗涤样品，使用去离子水洗涤至无色。

6. 将样品放入Schiff试剂中，孵育15-30分钟。

Schiff试剂是含有硫代硫酸钠和碱性红染料的溶液，它会与被氧化的多糖发生化学反应，形成紫红色沉淀物。

7. 再次洗涤样品，以去除未结合的Schiff试剂。

8. 可以选择进行对比染色，将样品放入含有碘酒（Lugol's iodine）的溶液中浸泡数分钟，然后洗涤。

9. 最后，将样品进行脱水、透明化和封片处理，最终在显微镜下观察和分析。

PAS染色方法常用于检测糖原、粘多糖、黏液等在组织中的存在情况，特别适用于肿瘤组织和炎症组织的研究。

1。

PAS染色法的步骤及方法
PAS染色法(Periodic Acid-Schiff stain)在组织学上，主要用来检测组织中的糖类。

过碘酸把糖类相邻两个碳上的羟基氧化成醛基，再用Schiff试剂和醛基反应使呈现紫红色。

随着医学实验技术的发展，糖原染色应用的范围更加广泛，如用以证明与鉴别细胞内空泡状的性质，心肌病变及其他心血管疾病的诊断，糖原累积病诊断和研究，糖尿病的诊断和研究，用于某些肿瘤的诊断等。

二、实验原理
PAS染色又称过碘酸雪夫染色，糖原染色。

PAS染色一般用来显示糖元和其它多糖物质。

过碘酸能使细胞内的多糖乙二醇基氧化成二醛，再与Schiff氏液的无色品红结合，红色，定位于胞浆上。

三、实验流程
1.切片脱蜡至水或水洗；
2.过碘酸氧化；
3.Schiff氏液避光染色；
4.Harris苏木精染色；
5.脱水、透明、封固；
6.拍照。

巴氏染色步骤
1．将涂片置于95%酒精固定15分钟以上。

2．水洗后，用苏木素染液3—5分钟，直到染色明显为止后用清水冲洗。

3．置于稀碳酸锂溶液1—2分钟。

使涂片返蓝后用水冲洗。

4．放入95%乙醇中脱水1分钟，水洗甩干。

5．在橘黄G6染色3分钟，水洗。

6．依次放入80%、95%、95%乙醇中各10秒、脱水。

7．水洗后放入EA36染液中染色5分钟左右，至胞浆着色鲜明为止，再水洗。

8．用95%酒精洗涤2—3次，再置于纯酒精中脱水
9．晾干或吹干后用树胶封片固定即可。

注：①一套染液可根据染色深浅情况更换，一般为3—5月更换一次
②更换染液时，苏木素及EA36染液可适量加入10ml冰醋酸，
③春冬两季及温度较低时，可适当延长染色时间。

快速染色法
苏木素色精染色液1-2min水洗晾干，苏木素分色液3s水洗晾干，苏木素返蓝液5s水洗晾干，苏木素多彩染液1-2min,水洗吹干，封片。

抗A、抗B血型定型试剂（单克隆抗体）操作规1抗A、抗B血型定型试剂（单克隆抗体）操作规程一、检测目的用于检测患者血型二、标本要求新鲜全血或5%红细胞悬液社三、试剂单克隆抗A、抗B抗体（两瓶\盒）四、测定原理：利用单克隆抗A、抗B抗体和相应的红细胞抗原发生特异性凝集反应的原理。

能和抗A抗体发生凝集反应，而不和抗B抗体反应的为A型；和抗B抗体发生凝集反应而不和抗A抗体发生反应的为B型；同时能和抗A及抗B抗体发生凝集反应为AB型；而不被抗A及抗B 抗体凝集的则为O型。

五、操作步骤（玻片法）1.标记：取一载玻片，用蜡笔画上直径2cm左右的两个圆圈，分别标记抗A、抗B。

2.抗血清：在玻片蜡笔圈内按标记所示分别滴加抗A、抗B标准抗血清各一滴。

3.红细胞：在抗A、抗B圈内加被检者全血各一滴。

用玻棒将红细胞与抗体充分混匀，摇动玻片，肉眼观察玻片蜡笔圈内有无颗粒状凝集及凝集程度，判定阴性、阳性。

阴性指视野中红细胞程均匀散布，无凝集颗粒显微镜下红细胞分散存在，无聚集靠拢现象。

阳性时红细胞出现凝集。

六、质量控制1. 分型血清质量性能符合要求，用毕后应放置冰箱保存，以免细菌污染。

2.试管、滴管和玻片必须清洁干燥，防止溶血。

3.按理IgM抗-A和抗-B与相应红细胞的反应温度以6℃为最强，但为了防止冷凝集现象的干扰，一般仍在室温内进行试验，36℃可反应减弱。

4.观察时应注意红细胞呈特异性凝集、继发性凝固以及缗钱状排列的区别。

七、干扰因素1.分型血清效价太低、亲和力不强；8 s2.受检者红细胞上抗原位点过少或抗原性减弱；3.受检者血清中缺乏应有的抗-A/抗-B抗体； `4.各种原因引起的红细胞溶解，误判为不凝集。

部分溶血时，可溶性血型物质中和了相应的抗体；5.由细菌污染或遗传因素引起多凝集或全凝集往往是正反定型不符的原因；6.血清中有意外抗体，如自身抗-I，常引起干扰；7.老年人血清中抗体水平大幅度下降；编写者：科主任签字：日期：2011年4月6日。