黄河入海口水体反硝化细菌多样性
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黄河入海口黄蓝原理
黄河入海口黄蓝原理是指黄河水与海水在入海口交汇时,由于密度不同而形成的黄色和蓝色两种颜色的现象。
这一现象是由于黄河水中悬浮着大量的泥沙和有机物质,使得水体呈现出黄色;而海水中则含有较少的悬浮物质,水体呈现出蓝色。
黄河入海口黄蓝原理的主要内容包括以下几个方面:
一、水体密度差异
黄河水和海水在入海口交汇时,由于黄河水中悬浮着大量的泥沙和有机物质,使得水体密度较大,而海水中则含有较少的悬浮物质,水体密度较小。
因此,两种水体在交汇时会出现密度差异,从而形成黄色和蓝色两种颜色的现象。
二、水体流速差异
黄河水和海水在入海口交汇时,由于黄河水流速较慢,而海水流速较快,因此两种水体在交汇时会出现流速差异。
这种流速差异也会影响水体的混合程度,从而进一步加强了黄色和蓝色两种颜色的对比度。
三、光线折射
黄河水和海水在入海口交汇时,由于两种水体的折射率不同,光线在两种水体中的传播速度也不同。
这种光线的折射现象也会影响水体的颜色,从而使得黄色和蓝色两种颜色更加鲜明。
总之,黄河入海口黄蓝原理是由于黄河水和海水在入海口交汇时,由于密度、流速和光线折射等因素的影响,形成了黄色和蓝色两种颜色的现象。
这一现象不仅是自然界的奇观,也是人们对自然界的认识和探索的重要内容。
黄河污染的研究报告黄河是中国第二长江河,也是中国最大的黄土河流,因此黄河水质问题一直备受关注。
下面是一份关于黄河污染的研究报告。
黄河流域是中国重要的农业、工业和人口集中区域,自然资源丰富,但长期以来,不合理的工业发展和农业生产方式导致黄河水质遭受严重污染。
本次报告主要从四个方面进行分析,包括水质现状、污染原因、影响以及治理措施。
首先,黄河的水质现状较差。
根据监测数据显示,黄河水质中主要污染物为重金属、有机物和营养物。
其中重金属污染严重,特别是汞、铅、铬等超标现象频发。
有机物主要来自工业废水和农业排放,使得水体富营养化,导致藻类大量繁殖,引发水华问题。
其次,黄河水质污染的原因主要有以下几个方面。
一是工业废水排放。
许多工业企业未能合规处理废水,或使用简单的物理和化学方法处理废水,导致排放的废水中含有大量有机物和重金属。
二是农业面源和点源污染。
农田中使用的农药和化肥以及畜禽养殖过程中产生的粪便和尿液都会在降雨时通过径流进入河流,使水体中的营养物过量聚集。
三是城市污水处理不完善。
尽管许多城市建有污水处理厂,但由于经费和技术限制,部分污水处理厂无法有效处理废水,导致城市污水排入河流。
第三,黄河水质污染对环境和人类健康造成严重影响。
水质污染影响生态系统的健康和稳定,造成物种灭绝和生物多样性降低。
此外,污染物还会通过水源地和地下水的污染,对人类饮水安全造成威胁,引发肝癌、胃肠道疾病等健康问题。
最后,针对黄河水质污染问题,需要采取一系列的治理措施。
一是加强法律法规的制定和执行,严厉打击违法排放行为。
二是加大工业废水处理和农业面源污染治理的力度,鼓励企业投资建设环保设施和采用清洁生产技术。
三是加强城市污水处理设施建设和管理,提高污水处理能力。
四是加强监测和评估工作,及时掌握水质变化情况,调整治理策略。
综上所述,黄河水质污染问题严重,对环境和人类健康造成了严重威胁。
为了保护黄河水质,需要全社会共同努力,加大污染治理力度,提高水资源利用效率,实现可持续发展。
异养硝化-好氧反硝化细菌的研究进展异养硝化-好氧反硝化细菌(ANAMMOX)是一类能够同时进行硝化和反硝化过程的微生物。
其研究的重要性在于,通过利用这些细菌,可以有效地去除废水中的氨氮和硝态氮,实现废水处理的资源化和节能减排目标。
ANAMMOX细菌最早是在1990年代末期在荷兰的集水污水处理安装中被发现的,由于其具有高效、节能等特点,被广泛应用于废水处理中。
ANAMMOX细菌在废水处理过程中通过异养硝化-好氧反硝化过程,能够将废水中的氨氮和硝态氮转化为氮气,并排出系统外,实现氮的去除和回收。
相较于传统的硝化-反硝化工艺,ANAMMOX工艺具有更高的氮转化效率和更低的能耗,被认为是一种具有广阔应用前景的废水处理技术。
在ANAMMOX细菌的研究方面,目前已经取得了一系列的进展。
首先,通过对ANAMMOX微生物群落的研究,科学家们发现了大量的ANAMMOX细菌菌株,如广泛应用的"KSU"菌株、"KUUM"菌株以及新鲜发现的"MBE-I"菌株等。
这些菌株的发现不仅丰富了ANAMMOX微生物资源库,也为后续研究提供了更多的实验材料。
其次,在ANAMMOX细菌的代谢途径方面,研究者们发现了ANAMMOX细菌独特的代谢途径和相应的酶,如异硝化酶(hydrazine dehydrogenase)和亚硝酸还原酶(nitrite reductase)。
这些酶对于ANAMMOX过程起到了关键的作用,通过它们的催化作用,ANAMMOX细菌能够高效地将氨氮和亚硝态氮转化成氮气。
此外,ANAMMOX细菌的生理与生态适应性研究也取得了丰硕的成果。
研究者们发现,ANAMMOX细菌对环境条件的适应性较强,在不同的温度、pH值和营养条件下仍能正常运行。
此外,一些研究人员还发现了一些利用ANAMMOX细菌进行废水处理的策略,如厌氧好氧串联系统和结构化填料反应器等,这些技术改进能够提高废水处理的效果。
淡水湖泊微生物硝化反硝化过程与影响因素研究杨柳燕;王楚楚;孙旭;郭丽芸;肖琳;宋晓骏【摘要】简述了参与硝化反硝化过程的微生物类型及其影响因素,指出湖泊中底栖动物提高了沉积物中氨氧化菌的丰度,加快了沉积物和上覆水反硝化过程,同时底栖动物的肠道也是反硝化场所并释放N2O.研究淡水湖泊中硝化反硝化微生物群落结构组成及多样性,阐述硝化反硝化的分子生物学机制,探索底栖动物对参与氮循环微生物群落结构与功能影响.【期刊名称】《水资源保护》【年(卷),期】2016(032)001【总页数】12页(P12-22,50)【关键词】淡水湖泊;微生物;硝化;反硝化;底栖动物【作者】杨柳燕;王楚楚;孙旭;郭丽芸;肖琳;宋晓骏【作者单位】南京大学环境学院,江苏南京210023;南京大学环境学院,江苏南京210023;南京大学环境学院,江苏南京210023;南京大学环境学院,江苏南京210023;南京大学环境学院,江苏南京210023;南京大学环境学院,江苏南京210023【正文语种】中文【中图分类】X172湖泊是陆地圈层重要组成部分。
我国湖泊众多,面积大于1.0 km2的湖泊有2 683个,大约占国土总面积的0.9%,然而我国部分湖泊富营养化问题日益严重,湖泊中大量死亡的水生生物沉降到湖底,分解耗氧,导致鱼类缺氧死亡,并产生氨、硫化物等物质,对水生态系统产生不利的影响[1]。
氮素是湖泊生态系统物质循环的重要组成部分,湖泊氮素循环在维持湖泊生态平衡中发挥重要的作用[2],因此,研究湖泊氮素微生物硝化反硝化过程及其影响因素作用具有十分重要的现实意义。
湖泊生态系统氮循环是一个开放的循环模式,发生在气-水界面、水体、水-泥界面、沉积物等介质中[3]。
氮素通过大气沉降、地表径流和生物固氮等途径输入湖泊,据推算太湖生物固氮量只占外源总氮输入量的 0.11%,大气沉降总氮为同季节径流入湖氮素负荷的18.6%,因此,通过径流外源性氮素输入是湖泊氮的主要来源[5]。
北京典型景观水体好氧反硝化菌组成特征骆坚平;刘玉娟;潘涛;李安峰【摘要】好氧反硝化菌对环境水体氮素的循环起到非常重要的作用.对北京市6个典型景观水体中好氧反硝化菌进行富集培养和分离,并开展菌株的16S rRNA基因测序和组成特征分析.结果表明,从6个水体中共富集分离得到80株好氧反硝化菌,均为变形菌门(Proteobacteria),聚类于其3个纲(α-Proteobacteria、β-Proteobacteria、γ-Proteobacteria),分属于9个属,31个物种.其中90%左右的菌株具有良好的好氧反硝化能力,是水体进行生物脱氮修复的重要微生物基础.在不同景观水体中,好氧反硝化菌表现出较为明显的分布差异性和性能差异性,除了普遍存在的假单胞菌属(Pseudomonas)和不动杆菌属(Acinetobacter)外,每个水体基本都有属于自己的特异菌属,其中重要的特异菌属包括Alishewanella、Delftia、Hydrogenophaga和Rheinheimera,这对水体修复具有指导意义.【期刊名称】《微生物学杂志》【年(卷),期】2015(035)006【总页数】6页(P21-26)【关键词】景观水体;好氧反硝化菌;组成特征【作者】骆坚平;刘玉娟;潘涛;李安峰【作者单位】北京市环境保护科学研究院,北京100037;国家城市环境污染控制工程技术研究中心,北京100037;北京市环境保护科学研究院,北京100037;国家城市环境污染控制工程技术研究中心,北京100037;北京市环境保护科学研究院,北京100037;国家城市环境污染控制工程技术研究中心,北京100037;北京市环境保护科学研究院,北京100037;国家城市环境污染控制工程技术研究中心,北京100037【正文语种】中文【中图分类】Q939.11+1;X172景观水体已成为我国城市规划建设的重要内容,但其水质现状却不容乐观,富营养化问题已严重影响了城市形象、居民生活和水生态系统安全。
反硝化细菌在污水处理作用中的研究反硝化是一种重要的污水处理过程,它能够有效地降低废水中的硝酸盐含量,并同时去除有机物。
这一过程是由一类被称为反硝化细菌的微生物所驱动的。
本文将探讨反硝化细菌在污水处理作用中的研究进展。
首先,让我们了解一下反硝化细菌的基本特性。
它们是一类厌氧微生物,通常生活在富含有机废物的环境中,如污水处理厂或农田灌溉系统中。
反硝化细菌是一类嗜氨离子的细菌,它们能够利用硝酸盐和有机物作为电子受体,并将其还原为氨氮和一氧化氮等化合物。
此过程会产生大量的氮气,从而实现硝酸盐的去除。
为了更好地利用反硝化细菌进行污水处理,研究人员通过分离和鉴定不同种类的反硝化细菌,并深入研究了它们的生理特性和代谢途径。
目前已经发现了多种反硝化细菌,如异硝酸盐还原菌、亚硝酸盐还原菌和氨氧还原菌等。
这些细菌具有不同的适应环境和代谢特性,可以根据实际需求进行选择和利用。
除了对反硝化细菌的研究外,研究人员还致力于改进反硝化过程的操作条件和工艺设计。
已有研究表明,控制温度、pH 值和DO(溶解氧)浓度等因素对反硝化细菌的活性和代谢有重要影响。
通过优化这些操作条件,可以提高反硝化细菌的阻抗力和活性,从而提高污水处理效果。
此外,一些研究还探索了利用特定菌种的技术,如厌氧微生物固定化和反硝化细菌生物膜等。
这些技术可以促进反硝化细菌的生长和代谢,并且具有抗冲击负荷和适应性较强的特点。
这些新技术的应用将进一步提高反硝化细菌在污水处理中的效果和稳定性。
另一个研究方向是利用基因工程技术改良反硝化细菌的代谢途径和特性。
通过改变细菌的基因组或引入外源基因,可以提高反硝化细菌对废水中不同污染物的降解能力。
此外,还有研究试图利用基因工程改造反硝化细菌菌株的环境适应性和生长速率等特性,以提高其在实际应用中的效益。
最后,反硝化细菌在废水处理中的应用也面临一些挑战和限制。
例如,高水温、高盐度和有毒物质等环境因素可能抑制反硝化细菌的生长和活性。
农业农村部关于进一步加强黄河流域水生生物资源养护工作的通知文章属性•【制定机关】农业农村部•【公布日期】2022.02.21•【文号】农渔发〔2022〕5号•【施行日期】2022.02.21•【效力等级】部门规范性文件•【时效性】现行有效•【主题分类】自然生态保护,渔业资源正文农业农村部关于进一步加强黄河流域水生生物资源养护工作的通知农渔发〔2022〕5号山西省、内蒙古自治区、山东省、河南省、陕西省、甘肃省、青海省、宁夏回族自治区农业农村(农牧)厅,四川省水产局:黄河是中华民族的母亲河,是中华文明的发祥地。
由于受到人类活动长期影响,黄河水生生物多样性遭到破坏,渔业资源呈现衰退趋势,水生生物资源保护工作日益成为黄河流域生态保护的短板。
为提升黄河流域水生生物多样性保护水平,促进渔业可持续发展,推动黄河流域生态保护和高质量发展,现就进一步加强黄河流域水生生物资源养护工作通知如下。
一、总体要求(一)指导思想坚持以习近平生态文明思想为指导,全面贯彻习近平总书记关于推动黄河流域生态保护和高质量发展的重要讲话精神,认真落实《黄河流域生态保护和高质量发展规划纲要》和《关于进一步加强生物多样性保护的意见》有关要求,坚持绿水青山就是金山银山的理念,补短板、重保护、促发展,完善制度体系,强化科技支撑,严格执法监管,保护渔业资源,修复水域生态环境,加强黄河流域水生生物资源养护工作,努力开创黄河渔业水域生态保护和高质量发展新局面。
(二)主要原则保护优先,自然恢复。
坚持把水生生物资源养护工作摆在推进黄河流域生态保护的突出位置,以自然恢复为主,全面加强黄河流域水生生物资源及其栖息地、渔业水域生态环境保护。
充分发挥渔业水域生态系统自我修复能力,科学开展水生生物资源增殖和水域生态修复,促进黄河水域生态系统休养生息。
统筹谋划,协同治理。
充分认识黄河流域生态系统的统一性、完整性,把水生生物资源和渔业水域生态环境保护作为流域综合治理的重要内容,全面布局、科学规划、系统保护、重点修复。
黄河上游河岸带土壤水分梯度对微生物多样性的影响黄河是中国的第二长河,发源于西藏,流经青海、甘肃、宁夏、内蒙古、山西、河南、河北七个省市,最后注入渤海。
黄河上游河岸带是黄河流域的重要生态系统,土壤水分梯度是河岸带的一种基本生态性质,对该地区的微生物多样性有很大的影响。
河岸带土壤水分梯度黄河上游河岸带是一个典型的河岸草甸土地,由于地势高低不同、水文条件不同等自然因素的影响,形成了一定的土壤水分梯度。
主要表现在:河岸线以下一段距离是河滩地,水分含量很高,而到了离河岸线约100米左右的区域,土壤水分含量就明显下降,再远离河岸线,土壤水分含量又逐渐增加。
这种分布形式可以有效地刻画该地区的微生物群落分布规律。
微生物多样性与土壤水分梯度微生物多样性是保持生态系统功能稳定性的一个关键因素。
在黄河上游河岸带中,有许多细菌、真菌、放线菌、原生动物等微生物群落。
这些微生物群落的多样性和动态变化,受到土壤水分梯度的影响。
研究表明,土壤含水量对细菌多样性具有很大的影响。
在河岸线以下一定距离范围内,土壤水分含量高,生态环境适宜,有利于土壤中细菌的繁殖和生存,细菌的种类和数量也相对较多;而到了河岸线以上一定距离范围内,土壤水分含量下降,生态环境变差,细菌的种类和数量也相应较少。
总的来说,土壤水分梯度对细菌多样性有着明显的影响。
实验结果还表明,土壤水分梯度还能对土壤真菌多样性产生显著影响。
在控制其他自然因素的前提下,土壤水分梯度越大,土壤真菌的多样性越高。
推测及后续工作由于土壤水分梯度对微生物多样性有较大影响,未来的研究可以从以下几个方面展开:1. 研究黄河上游河岸带的细菌种类和数量随土壤水分梯度变化的动态变化,为生态修复提供支持。
2. 对黄河上游河岸带真菌多样性分布规律进行更深入的研究,比较土壤水分梯度对不同种类真菌的影响,进一步探讨微生物多样性对生态系统功能的影响。
3. 综合分析气温、降雨量等自然因素与土壤水分梯度对微生物多样性的共同作用,深入了解黄河上游河岸带生态系统的变化规律,为科学而合理的生态修复提供理论依据。
《内蒙古湖泊沉积物nosZ型反硝化菌丰度和群落多样性及其环境驱动因素》篇一内蒙古湖泊沉积物中nosZ型反硝化菌丰度和群落多样性及其环境驱动因素研究一、引言内蒙古,作为我国北部辽阔的草原地区,湖泊分布广泛且其独特的自然环境孕育了丰富的微生物多样性。
在众多湖泊的沉积物中,nosZ型反硝化菌在生态系统中起着重要作用,对于了解湖泊营养循环及湖泊环境的维护具有重大意义。
本文将重点研究内蒙古湖泊沉积物中nosZ型反硝化菌的丰度和群落多样性,并对其环境驱动因素进行深入探讨。
二、研究方法本研究的湖泊采样点位于内蒙古不同地区的湖泊。
利用现代分子生物学技术和环境生态学手段,分析各湖泊沉积物中nosZ型反硝化菌的丰度及其群落结构。
我们运用了荧光定量PCR技术来测定nosZ基因的丰度,并利用高通量测序技术对nosZ型反硝化菌的群落结构进行分析。
三、结果与讨论1. nosZ型反硝化菌的丰度通过荧光定量PCR技术,我们发现内蒙古湖泊沉积物中nosZ型反硝化菌的丰度呈现出明显的区域性差异。
部分富含有机物的湖泊区域,nosZ基因的丰度较高,而在某些水质较清澈的湖泊区域,nosZ基因的丰度相对较低。
这一现象表明,湖泊的环境条件对nosZ型反硝化菌的生长和繁殖有着重要的影响。
2. 群落多样性通过对高通量测序数据的分析,我们发现内蒙古湖泊沉积物中nosZ型反硝化菌的群落多样性十分丰富。
不同的湖泊中,优势菌群存在差异,但大部分湖泊中都存在一些共同的菌种。
这一结果说明,尽管环境条件有所差异,但某些适应力强的nosZ型反硝化菌能够在不同的湖泊环境中生存和繁衍。
3. 环境驱动因素我们的研究显示,湖泊沉积物中nosZ型反硝化菌的丰度和群落多样性受到多种环境因素的影响。
其中,有机物的含量、pH值、温度和湿度等都是重要的影响因素。
高含量的有机物为nosZ型反硝化菌提供了充足的碳源和能量,从而促进了其生长和繁殖。
而pH值、温度和湿度则影响着微生物的活性,进而影响其群落结构和多样性。
黄河污染物复合作用对富营养化及生物多样性影响评估一、引言黄河作为我国重要的河流之一,承载着广大人民群众的水资源需求和生态环境保护的重任。
然而,随着经济的发展和人口的增加,黄河面临着严重的污染问题。
污染物的复合作用对黄河水体的富营养化和生物多样性产生了深远的影响。
本文将对黄河污染物复合作用对富营养化及生物多样性的影响进行评估。
二、黄河污染物的来源与复合作用黄河污染物主要来自于工业废水、农业面源污染和城市生活污水等多个方面。
这些污染物包括废水中的重金属、有机污染物以及农业面源污染物中的氮、磷等。
污染物在黄河水体中的复合作用是指多种污染物同时存在时,相互之间发生的化学反应和生物转化过程。
例如,氮和磷等富营养物质会与重金属形成络合物,进一步增加了水体中的富营养化程度。
复合作用还会导致曝气现象的减少,造成水体缺氧,进而影响生物多样性。
三、富营养化对黄河水体的影响1. 蓝藻水华的频繁发生富营养化使得水体中的氮、磷等营养物质过量累积,为蓝藻的生长提供了充足的营养来源。
蓝藻水华会导致水中溶解氧严重缺乏,对河流生态系统造成严重破坏,威胁到水生动植物的生存。
2. 营养盐流失和土壤侵蚀过度的农业面源污染导致土壤中的养分流失,进而进入水体。
这种情况在农田灌溉和雨季冲刷的时候尤为严重。
营养盐的大量输入会改变河流水体的化学性质,加剧水质污染,并对河床、岸边和洪泛平原等生物栖息地产生一定程度的破坏。
四、生物多样性降低的原因与后果1. 生物多样性降低的原因黄河水体的富营养化使得水生生态系统中的一些物种受到抑制,同时也促进了一些对营养盐敏感的物种的过度繁殖。
这种扰动对水生生物的种类和数量都带来了负面影响,导致生物多样性降低。
2. 生物多样性降低的后果生物多样性的降低意味着水生生态系统的稳定性下降,生态功能减弱,进而影响到各层次的生物群落。
水中的食物链和生态位格局发生了改变,导致一些物种的灭绝和生态系统的退化。
五、评估与应对黄河污染物复合作用1. 评估方法评估黄河污染物复合作用对富营养化及生物多样性的影响需要综合运用环境监测、水质化学分析、生物学调查和统计学方法。
长江入海口水质污染对海洋生态系统的影响研究一、引言长江是中国最长的河流,也是世界第三大河流。
作为中国重要的经济走廊,长江流域是我国最为繁荣的地区之一。
然而,随着工业化和城市化的快速发展,长江入海口水质污染问题日益突出。
此问题不仅对长江沿岸地区的生态环境造成严重威胁,也对长江入海口及其周边海洋生态系统造成了不可忽视的影响。
二、长江入海口水质污染的现状与原因1. 长江入海口水质污染的现状长江入海口区域水质污染问题已经成为一个严重的环境问题。
水质污染主要包括有机物、重金属、营养物等污染物的累积。
大量的工业废水、农业排放物和生活污水无法得到有效处理和清除,直接排入长江入海口,导致水质污染的严重恶化。
2. 长江入海口水质污染的原因长江入海口水质污染的原因多源且复杂。
一方面,工业废水和农业农村污水直接排放是主要原因之一。
长江沿岸地区工业企业和农村生活污水处理设施落后,导致大量污水直接排入水体中,无法有效处理和净化。
另一方面,农业非点源污染也是长江入海口水质污染的重要原因。
农药、化肥等农业排放物通过径流进入水体,造成水体营养过剩,引发蓝藻、赤潮等水华现象。
三、海洋生态系统受长江入海口水质污染的影响1. 海洋生物资源受损长江入海口水质污染对海洋生物资源造成严重威胁。
水污染会导致水中氧含量减少,有害物质浓度上升,直接影响海洋生物的生存和繁殖。
一些水生动植物无法忍受高浓度的毒害物质,导致大量生物死亡,破坏海洋生物多样性。
2. 水质恶化影响生态系统平衡长江入海口水质污染破坏了海洋生态系统的平衡。
水质恶化导致海洋中各种生物群落的组成和结构发生改变,一些原本生活在该区域的鱼类、贝类等物种由于无法适应恶劣的水质环境而减少或消失。
这将影响整个海洋食物链的正常运转,打破物种之间的依存关系。
3. 水生态系统服务功能下降长江入海口水质污染会削弱水生态系统对人类的服务功能。
水生态系统为人类提供了众多的生态服务,如水质净化、气候调节、鱼类捕捞等。
腐胺和尸胺暴露对黄河水和底泥中抗生素抗性基因的影响腐胺和尸胺暴露对黄河水和底泥中抗生素抗性基因的影响引言:抗生素的广泛使用使得抗生素抗性成为全球性的一大公共卫生问题。
近年来的研究表明,水环境中存在大量的抗生素抗性基因,这在很大程度上是由于抗生素的滥用和排放引起的。
腐胺和尸胺是常见的有机胺类化合物,在水体中也存在广泛的来源,如农业活动、工业废水、寄生虫活动等。
然而,腐胺和尸胺对水体中抗生素抗性基因的影响还未得到全面的了解。
本文将研究腐胺和尸胺暴露对黄河水和底泥中抗生素抗性基因的影响,并探讨其可能的机制。
一、腐胺和尸胺暴露对黄河水中抗生素抗性基因的影响1. 实验设计我们设计了一系列的实验,使用不同浓度的腐胺和尸胺处理黄河水样品,并分析处理后的水样中抗生素抗性基因的丰度和多样性。
2. 结果与讨论实验结果显示,腐胺和尸胺的暴露显著增加了黄河水中抗生素抗性基因的丰度。
随着腐胺和尸胺浓度的增加,抗生素抗性基因的丰度也呈现出逐渐增加的趋势。
进一步的分析表明,腐胺和尸胺的暴露还导致黄河水中抗生素抗性基因的多样性增加。
这可能是由于腐胺和尸胺的作用引起了细菌的基因交流和转移。
二、腐胺和尸胺暴露对黄河底泥中抗生素抗性基因的影响1. 实验设计我们收集了黄河底泥样品,并进行了与黄河水样相似的实验设计。
通过添加不同浓度的腐胺和尸胺到底泥样品中,我们评估了腐胺和尸胺暴露对底泥中抗生素抗性基因的影响。
2. 结果与讨论与黄河水样相似,腐胺和尸胺的暴露显著增加了底泥中抗生素抗性基因的丰度和多样性。
这进一步证明了腐胺和尸胺对水环境中抗生素抗性基因的影响普遍存在。
三、腐胺和尸胺引起抗生素抗性基因变化的可能机制对于腐胺和尸胺引起抗生素抗性基因变化的机制,我们推测可能包括以下几方面:1. 腐胺和尸胺的毒性作用:腐胺和尸胺可能直接或间接引起细菌的死亡,并导致具有抗生素抗性基因的细菌存活下来。
2. 基因转移促进:腐胺和尸胺的存在可能增加了细菌之间的基因交流和转移速率,进而促进了抗生素抗性基因的扩散。
兰州市黄河水及自来水中微生物的群落组装及致病相关微生物的影响因素兰州市黄河水及自来水中微生物的群落组装及致病相关微生物的影响因素引言:微生物是一类广泛存在于自然界中的微小生物体,包括细菌、真菌、病毒等。
它们在生态系统中扮演着重要角色,对环境的稳定性和功能都有影响。
然而,一些微生物与人类和动物健康密切相关,包括许多病原微生物。
因此,了解水中微生物的群落组成和致病相关微生物的影响因素对于保障公共卫生至关重要。
本文主要探讨兰州市黄河水及自来水中微生物的群落组装和致病相关微生物的影响因素。
一、兰州市黄河水微生物的群落组成黄河是我国重要的河流之一,也是兰州市主要的水源之一。
为了了解兰州市黄河水中的微生物群落组成,研究人员采集了数个不同季节和位置的水样进行研究。
结果显示,黄河水中微生物群落组成丰富多样,包括细菌、真菌等不同类群。
其中,细菌类群丰度最高,占据了主导地位。
同时,研究发现水样的季节和位置等因素对微生物群落结构有显著影响。
二、兰州市自来水中微生物的群落组成自来水是供给兰州市民生活的重要水源,对自来水中微生物的监测也十分重要。
研究人员通过对兰州市自来水中微生物的群落组成进行分析,发现自来水中微生物的多样性相对较低。
细菌类群依然是主要组成部分,但相对于黄河水而言,自来水中的微生物丰度更低。
这可能是由于水处理过程中的消毒等措施导致微生物的减少。
此外,自来水中的微生物群落组成还受到水源、水处理工艺等因素的影响。
三、致病相关微生物的影响因素水中的病原微生物对人类健康构成潜在威胁。
在兰州市的黄河水和自来水中,也存在着一些致病相关微生物。
这些微生物可以通过人群直接或间接接触水源而进入人体,引发疾病。
但在水中微生物的群落组成中,存在着一些因素能够影响致病相关微生物的数量和种类。
这些因素包括水源的污染程度、水体温度、水体中的营养物质含量等。
研究表明,当水体受到严重的污染或水质较差时,病原微生物的含量也会相对较高。
结论:总体而言,兰州市黄河水及自来水中的微生物群落组成丰富多样,但自来水中的微生物丰度相对较低。
长江口海域夏季沉积物反硝化细菌数量及反硝化作用李佳霖;白洁;高会旺;王晓东;于江华;张桂玲【期刊名称】《中国环境科学》【年(卷),期】2009(029)007【摘要】选择长江口邻近海域8个站位,采用乙炔抑制法进行现场模拟培养,研究了夏季表层沉积物中反硝化细菌数量及反硝化作用.结果表明,该海域反硝化细菌数量为3.9×105~110.0×105个/g,盐度、溶解氧是反硝化细荫数量的主要影响因子;反硝化速率为101.3~731.9μmol/(m2-h),与反硝化细菌数量的相关系数为0.950.反硝化速率,同时受环境中盐度、溶解氧和氨氮含量的显著影响;研究海区内反硝化作用产生的氮通量约为8.19×105kg/d,约为相应海区初级生产消耗无机氮量的1/3.【总页数】6页(P756-761)【作者】李佳霖;白洁;高会旺;王晓东;于江华;张桂玲【作者单位】中国海洋大学环境科学与工程学院,海洋环境与生态教育部重点实验室,山东青岛266100;中国海洋大学环境科学与工程学院,海洋环境与生态教育部重点实验室,山东青岛 266100;中国海洋大学化学化工学院,山东青岛266100;中国海洋大学化学化工学院,山东青岛 266100【正文语种】中文【中图分类】X131.2【相关文献】1.长江口及邻近海域夏季表层沉积物中重金属等的分布、来源与沉积物环境质量[J], 何松琴;宋金明;李学刚;刘志刚2.黄海北部海域沉积物反硝化细菌数量及反硝化速率的季节变化 [J], 晨曦;于江华;王晓东;赵阳国;王纯杰3.辽河口沉积物反硝化细菌数量及多样性的研究 [J], 樊景凤;陈佳莹;陈立广;关道明4.洱海沉积物中反硝化细菌的分离与反硝化作用研究 [J], 奎一平;张文;林丽佳;倪兆林;申元英5.纳米氧化锌和菲对长江口附近海域沉积物反硝化作用及功能菌群落结构的影响[J], 任朝萌;白洁;李辉;孙鹏飞;晨曦因版权原因,仅展示原文概要,查看原文内容请购买。
黄河入海口水体细菌群落多样性及分布特征位光山;张嘉炜;李明聪;高峥【期刊名称】《生物技术通报》【年(卷),期】2017(33)10【摘要】黄河入海口地处黄河、渤海湾与莱州湾交汇处,地理位置独特,微生物资源丰富,但关于该地区水体细菌群落的研究非常有限.以环境独特的黄河口为切入点,运用16S rDNA克隆文库法,旨在研究黄河口水体细菌群落多样性及分布特征.结果显示,从4个不同样点共得到11个门、18个纲、39个科、53个属的细菌.优势类群为变形菌门(α-、β-和γ-变形菌纲)、放线菌门、拟杆菌门和蓝细菌门.功能注释显示黄河口水体细菌主要参与碳、氮、硫等元素循环.基于物种组成或群落功能的聚类分析均可根据采样点聚为明显的两个分支——A、B和C、D.斯皮尔曼相关性分析(Spearman correlation analysis)及冗余分析(Redundancy analysis)表明环境因子(溶解氧、盐度及氮营养盐)对水体细菌群落结构及功能有显著影响.研究表明,黄河入海口水体细菌群落结构受黄河及环境因子影响呈现出不同的空间分布特征.本研究期望为初步掌握黄河河口及其邻近海域水体细菌多样性状况提供一定的参考,对进一步改善该区域河流和海洋环境提供数据支持,以及有助于该区域微生物资源的开发及水体生态系统的保护.%The Yellow River estuary,located in the confluence of Yellow River,Bohai Bay and Laizhou Bay,has unique geography and abundant microbial resources. However,the researches on bacterial community in this area were very limited. Here we used 16S rDNA clone libraries to explore the diversity and the characteristics of spatial distribution pattern of bacterial community in the unique estuarineecosystem. The results demonstrated that different 16S rDNA clone libraries were constructed for 4 different water samples,and totally,we detected the bacteria in Yellow River estuary in 11 phyla,18 classes,39 families and 53 genera. The dominant bacteria were attributed in Proteobacteria(α-,β-,and γ-proteobacteria),Actinobacteria,Bacteroidetes and Cyanobacteria. Functional annotation results showed that aquatic bacteria played key roles in the cycling of carbon,nitrogen and sulfur elements. Species- or function-based cluster analyses indicated that samples could be divided into two different branches,A,B andC,D,respectively. Spearman correlation analysis and redundancy analysis(RDA)demonstrated that environmental factors(dissolved oxygen,salinity,and nitrogen nutrients)had significant effects on the structures and functions of aquatic bacterial community. The study shows that both the Yellow River and environmental factors drive the structure of bacterial community into varied spatial distribution patterns along the estuary. This study is a preliminary glimpse of bacterial diversity in the Yellow River estuary and adjacent seawater. It also provides data supports for further improvement in the rivers and marine environment of this area,and is beneficial to the microbial resource development and ecological protection of this water area.【总页数】10页(P199-208)【作者】位光山;张嘉炜;李明聪;高峥【作者单位】山东农业大学生命科学学院,泰安 271000;山东农业大学生命科学学院,泰安 271000;山东农业大学生命科学学院,泰安 271000;山东农业大学生命科学学院,泰安 271000;山东农业大学作物生物学国家重点实验室,泰安 271000【正文语种】中文【相关文献】1.珠江入海口水体中多氯联苯的分布特征及其来源分析 [J], 管玉峰;岳强;涂秀云;吴宏海2.黄河入海口将建水体纪念碑 [J], ;3.黄河入海口沉积物中有机氯农药的垂直分布特征 [J], 笪春年;刘桂建;柳后启;巫杨;袁自娇4.三亚河入海口和外海水体悬浮物分布特征的比较 [J], 车志伟;周永召;车志胜5.黄河入海口表层沉积物中多环芳烃(PAHs)分布特征及来源 [J], 曹正梅;郎印海;薛荔栋;刘爱霞因版权原因,仅展示原文概要,查看原文内容请购买。
保护我们共同的家园例题解析【例题】污水含有大量的有机物和无机含氮化合物,这些过量的含氮化合物会造成水体污染,危害水生生物生存和人体健康。
脱氮是污水处理的重要内容之一。
图6—2—3是生物脱氮工艺流程示意图:图6—2—3(1)在1级反应池内,有机物在细菌、原生动物等作用下会大量减少,从同化和异化方式看,这些生物的代谢类型主要是____________,这些生物在自然生态系统中属于________者。
(2)在2级反应池中,pH为8.0~8.4时,硝化细菌大量繁殖,它们能将NH3氧化成NO-2和NO-3,并利用这一消化过程所释放的________合成__________,用于自身的生长发育和繁殖。
(3)实践发现,当2级反应池中有机物含量过多时,硝化细菌难以大量繁殖起来,原因是___________________________________________。
(4)在3级反应池内加入适量的有机物(如甲醇),并在低氧或无氧条件下,反硝化细菌繁殖起来,并通过无氧呼吸把NO-2和NO-3还原成N2,无氧呼吸除释放能量外,还为还原反应提供了__________。
解析:在1级反应池内由于含有丰富的有机物和空气,在细菌、原生动物有氧呼吸过程中使有机物减少,从生态系统的成分角度分析属于分解者。
硝化细菌可以利用在1级反应池内分解者产生的NH3氧化过程中释放的能量合成有机物,但是当2级反应池中有机物含量过多时,分解者大量繁殖,和硝化细菌形成竞争关系,同时呼吸过程中产生的CO2等物质使pH改变,抑制硝化细菌的生长、繁殖。
生物进行无氧呼吸时,第一阶段和有氧呼吸相同,产物是丙酮酸和[H],因此反硝化细菌无氧呼吸过程中为还原反应提供了氢。
答案:(1)异养需氧型分解(2)能量有机物(3)异养生物大量繁殖,抑制硝化细菌生物生长繁殖(4)氢该题考查了污水处理过程中不同生物新陈代谢的特点。
看清图示所表达的含义知道硝化细菌是怎样的一种细菌。
黄河入海口生物多样性面临的挑战及对策建议
徐新燕;胡巍;杜廷芹;韩东芳
【期刊名称】《资源节约与环保》
【年(卷),期】2022()10
【摘要】“十四五”规划目标明确提出,要逐渐提升黄河流域水生生态系统的生物多样性。
据统计,当前黄河流域有鱼类130种,底栖动物38种,水生植物40余种,其中还包含秦岭细鳞鲑和大鲵等国家重点保护野生动物。
近年来,由于自然环境的变化和人类活动的影响,黄河流域水生生物多样性面临着严峻的挑战,文章通过查阅文献和实地考察,对黄河入海口的生物现状进行充分了解,详细的提出黄河入海口生物多样性方面所面临的问题,并针对性的提出相对应的解决对策及建议,为提升黄河入海口的生物多样性现状提供参考,进一步推动黄河流域生态保护和高质量发展。
【总页数】4页(P17-20)
【作者】徐新燕;胡巍;杜廷芹;韩东芳
【作者单位】山东省环境保护科学研究设计院有限公司
【正文语种】中文
【中图分类】G63
【相关文献】
1.河流生物多样性和生态环境保护面临的新挑战
2.孟滦林管局生物多样性保护面临的问题与对策建议
3.中国履行《生物多样性公约》的过程及面临的挑战
4.生物多
样性保护面临的挑战5.云南省生物多样性保护取得的主要成绩、面临的挑战与对策建议
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黄河入海口水域春季浮游动物群落特征研究巩俊霞;孙栋;杨秀兰;段登选;王志忠;杜兴华;张金路;陈述江;刘红彩;陈金萍【摘要】对2008、2009年黄河入海口水域春季浮游动物进行调查,采用香农-威纳多样性指数(Shannon-Weinerindex)、Pielou均匀度指数和McNaugton优势度指数对其浮游动物群落特征进行分析.结果表明:浮游动物鉴定出6大类44种,以甲壳动物种类最多;2008年5月黄河入海口水域浮游动物多样性指数范围为0.92~2.65,均匀度变化范围为0.25~0.66;2009年5月浮游动物多样性指数范围为0.76~2.87,均匀度变化范围为0.21~0.70.黄河入海口水域浮游动物时空分布较不均匀,群落特征(包括丰度、多样性指数、均匀度和优势度等)在同一时期同一水域各采样点间差异较大,同一采样点不同年份差异显著.【期刊名称】《广东海洋大学学报》【年(卷),期】2010(030)006【总页数】6页(P1-6)【关键词】黄河入海口水域;浮游动物;丰度;多样性指数;均匀度;优势度【作者】巩俊霞;孙栋;杨秀兰;段登选;王志忠;杜兴华;张金路;陈述江;刘红彩;陈金萍【作者单位】山东省淡水水产研究所,山东,济南,250117;山东省淡水水产研究所,山东,济南,250117;烟台大学海洋学院,山东,烟台,264005;山东省淡水水产研究所,山东,济南,250117;山东省淡水水产研究所,山东,济南,250117;山东省淡水水产研究所,山东,济南,250117;山东省淡水水产研究所,山东,济南,250117;山东省淡水水产研究所,山东,济南,250117;山东省淡水水产研究所,山东,济南,250117;山东省淡水水产研究所,山东,济南,250117【正文语种】中文【中图分类】S932.8河口区是径流和海洋相互作用的复杂水域。
[1]由于径流的输入,水体中营养物质相对较为丰富,这也是河口区及其毗邻海域多成为重要渔业区的主要原因之一;同时,大量营养物质的输入易造成周围水体的富营养化。
Microbes Environ. V ol. 29, No. 1, 107-110, 2014https://www.jstage.jst.go.jp/browse/jsme2 doi:10.1264/jsme2.ME13111Short CommunicationDiversity and Distribution of nirK-Harboring Denitrifying Bacteria in the Water Column in the Yellow River EstuaryJ ing L i1, g uangshan W ei1, n ingxin W ang2, and Z heng g ao1*1State Key Laboratory of Crop Biology, College of Life Sciences, Shandong Agricultural University, Taian, Shandong 271018, People’s Republic of China; and 2College of Plant Protection, Shandong Agricultural University, Taian, Shandong 271018, People’s Republic of China(Received August 30, 2013—Accepted January 14, 2014—Published online March 13, 2014)We investigated the diversity and community composition of denitrifying bacteria in surface water from the Yellow River estuary. Our results indicated that the diversity of the denitrifying community in freshwater based on the nirK gene was higher than that in seawater. Furthermore, phylogenetic analysis suggested that the bacteria community could be distributed into eight clusters (Clusters I to VIII). Redundancy analysis (RDA) revealed that community compositions were related to multiple environment factors, such as salinity and nitrate concentration. The results of the present study have provided a novel insight into the denitrifying community in water columns in estuaries.Key words: denitrification, nirK gene, Yellow River estuary, water columnNutrient removal has played an important role in preventing the eutrophication of receiving waters (22). Denitrification, as an effective way to remove nitrogen, is an alternative anaerobic respiration process that removes nitrogen via the microbial stepwise reduction of NO3− to gaseous products (NO, N2O, N2) (5). Nitrite reductase is the rate limiting enzyme in denitrification, and catalyzes the step from nitrite reduction to nitric oxide. Thus, it has commonly been used as a molecular marker of denitrifying bacteria. Two main classes of functionallyequivalent nitrite reductase have been identified in denitrifying bacteria: a copper-containing NirK enzyme and cytochrome cd1 NirS nitrite reductase (2, 16, 25). The nirK gene, which encodes nitrite reductase, has extensively been used in recent years to clarify the composition of the denitrifier community and diversity in the water columns of freshwater and seawater (10, 14, 17, 21).An estuary is a complex ecosystem that receives extensive river discharges of various terrestrial and anthropogenic materials, such as nutrients and pollutions (9). Terrestrial inputs and physiochemical parameters have been shown to have a marked impact on the diversity and community c omposition of denitrifying bacteria in the water column of an estuary. The Yellow River estuary is located in the eastern coastal area of China, and high concentrations of nitrogen are a feature in this water column. The importation of n itrogen has recently been shown to be increasing in the Yellow River estuary (13). However, the diversity and c ommunity composition of denitrifying bacteria in surface water in the Yellow River estuary remain unknown. In this study, we investigated the diversity and distribution of denitrifying bacteria in the water column in the Yellow River estuary and revealed relationships between the denitrifying community and environmental parameters.Four samples were collected from the Yellow River e stuary on October 21, 2010 (Fig. S1). Samples from sites A and B were taken from freshwater sources, whereas samples from sites C and D were from seawater sources. Water samples at each site were taken in triplicate at a depth of 0.5 m by a water sampler (Wildlife Supply Company, USA). A l L water sample from each site was filtered through 0.22 µm millipore filters. These filters were stored at −80°C until DNA was extracted. The physicochemical variables at each sampling site were measured three times and the average values are shown in Table 1. Significant differences were observed in the salinity in all sampling sites, ranging from 2.3 to 26.7 g L−1. The concentrations of total nitrogen, dissolved oxygen, and nitrate were markedly higher in freshwater than in s eawater samples. In contrast, the concentrations of chemical oxygen demand were lower in freshwater than in seawater samples.The genomic DNA of each sample was extracted using the E.N.Z.A.TM Water DNA Kit (Omega, USA) according to the manufacturer’s instructions. Fragments of the nirK and nirS genes were amplified using the primer pairs F1aCu-R3Cu for nirK (6) and nirS1FnirS6R for nirS (3). The PCR amplification conditions are shown in Table S1. No nirS PCR products were obtained in any of the four samples by repeated PCR. The purified PCR products were ligated into the pMD18T simple vector (TaKaRa, Japan), and then transformed into Escherichia coli DH5α competent cells to construct the gene libraries. Approximately 80 colonies were selected from the clone library of each sample. The clones in each library were screened by restriction fragment length polymorphism (RFLP). The PCR products (8 µL) were added to 20 µL reactions and incubated at 37°C for 2 h, containing 1 U each of the enzymes Hae III and Msp I (TaKaRa, Japan) and 2 µL buffer (24). The representative clones were then selected for sequencing in Majorbio Biomedical Technology Co. Ltd. (Shanghai, China).Amino acid sequences sharing 95% similarity were clustered into a single operational taxonomic unit (OTU0.95) by* Corresponding author. E-mail: gaozheng@; Tel: +86–538–8249697; Fax: +86–538–8242217.L i et al.108MOTHUR software (18). Phylogenetic trees were constructed by the MEGA 5.1 program (19) using the neighborjoining method and maximum composite likelihood model. The diversity indexes were calculated by Biodap software (20). Redundancy analysis (RDA) was performed in CANOCO 4.5 for Windows (1).In total, 229 clones of nirK genes were analyzed, with 63, 60, 50 and 56 clones being obtained from sites A, B, C, and D, respectively. The numbers of OTUs in each library were 24, 23, 14, and 14, respectively, and the coverage of each library varied from 77.8% to 92.7% (Table 2). The library of site A had the highest richness based on ACE and Chao1, while the ShannonWeiner index and Simpson’s index indicated that the diversity of site B was higher than that of other samples. We also found that the rarefaction curves for seawater samples were markedly flatter than those for freshwater samples (Fig. S2). These results revealed that diversity and richness were markedly higher in freshwater than in seawater samples.The NirK compositions and relative ratios differed among different sampling sites (Fig. 1). OTU30 and OTU36 were the dominant OTUs in sites A and B. Nevertheless, most dominant clones in sites C and D were significantly different from those in sites A and B. The most dominant OTU was OTU16 in site C, followed by OTU17, whereas OTU13 and OTU6 were the dominant OTUs in site D. Detailed data are shown in Table S2. No common OTU was shared in the four sampling sites (Fig. 1 and Fig. S3). Community composition analysis and Venn diagrams revealed that OTU5, OTU30, and OTU36 appeared in sites A, B, and C, but were absent in site D. Furthermore, OTU27 existed in all sampling sites, except for site C. Furthermore, twelve OTUs were shared in more than one site, and 47 OTUs were detected in only one site (Table S2 and Table S3), which indicated the representive OTUs of each site.A neighborjoining (NJ) phylogenetic tree based on amino acid sequences was generated from the 59 NirK OTUs in all sampling sites (Fig. 2). The NirK sequences from these samples were grouped into eight Clusters (I to VIII). Cluster I contained sequences from four sampling sites, the reference sequences of which came from various environments including lake water, sewage, and sediment (8, 11, 12). Thus, theseresults indicated that Cluster I may be a ubiquitous denitrifying group. Clusters IV and VI also contained sequences from all sampling sites (mainly from seawater samples). Theses equences were similar to those in two lakes (lakes Plußsee and Schöhsee), the Baltic Sea (10), and the San Francisco Bay estuary (12). Cluster III contained sequences from all sampling sites except site D, which was closely related to clones previously described from activated sludge (7, 15). The main sequences of Clusters II and V were from freshwater sources (sites A and B), and were closely related to those from Lake Kinneret (8), activated sludge (7, 15), and the San Francisco Bay estuary (12). The NirK amino acid sequences deduced from nirK gene sequences in the Yellow River estuary were closely related to sequences from different habitats, which indicated that these clones were widely distributed denitrifying bacteria and may be able to flexibly adapt to various environments.RDA analysis was employed to determine the influence of environmental factors on the nirK -harboring denitrifier com munity (Fig. 3). The first and second dimensions explained 82.9% and 13.4% of the total variance, respectively. RDA analysis revealed that the community compositions of denitrifying bacteria were related to multiple environment factors, such as salinity and nitrate concentration. The resultsTable 1. Physicochemical properties of water column samples collected from the Yellow River estuarySample Tem a (°C)pH Sal b (g L −1)TN c (mg L −1)NO 3−N d (mg L −1)TP e (mg L −1)DO f (mg L −1)COD g (mg L −1)A 13.98.38 2.311.0* 2.36*0.0729.520.2B 13.98.45 3.0 5.7 3.35*0.1159.518.2C 14.18.1424.7* 3.10.110.0797.663.0*D 14.18.1026.7* 4.50.040.0797.553.6*ences (P <0.05) according to Duncan’s multiple range test using SAS version 9.1 software.Table 2. Community diversity and predicted richness of NirK sequences from each sampling siteSampling site No. of clones No. of OTUs a C (%)b S ACE c S Chao1d D e H f J gA 632477.859.055.10.117 2.560.80B 602378.346.349.00.067 2.790.89C 501488.020.119.80.137 2.190.83D 561492.719.017.40.116 2.270.86a, Number of OTUs defined by the furthest neighbor algorithm in MOTHUR at 95% similarity; b, Coverage =l −(n i /N )×100, where n i refers to the number of clones appearing only once in each library and N refers to the total number of clones in the library; c, Richness-based coverage estimator;d, the estimated richness; e, Simpson’s index; f, Shannon-Wiener index; g, Evenness index.Fig. 1. Relative abundance of OTUs in sampling sites A, B, C, and D.nirK -Harboring Bacteria in the Yellow River Estuary 109obtained also indicated that Clusters I, II, and V positively correlated with total nitrogen, nitrate, dissolved oxygen, total phosphorus, and pH, and negatively correlated with temperature, salinity, and chemical oxygen demand. The opposite results were obtained for Clusters IV and VI (Fig. 3 and Table S4). The relationship among sampling sites, community composition, and environmental factors indicated that samples from sites A and B were more similar than those from sites C and D. Dang et al. (4) reported a relationship between denitrifying bacteria and the surrounding environment in the Jiaozhou Bay, and the different environmental adaptation strategies of various denitrifying bacteria was subsequently proposed. We demonstrated in the present study that salinity significantly influenced the diversity and com munity composition of denitrifying bacteria. On one hand, we found that the diversity of the denitrifying community inversely correlated with salinity (Table 1 and Table 2). Similar results have also been reported in previous studies on different habitats (17, 23). On the other hand, the community compositions of denitrifiers were distinct due to their salini ties (Fig. 2 and Fig. 3). This result may have been caused by the selection effect of salinity. In a previous study, denitrifying communities in the freshwater of Lake Kinneret were shown to differ from those of marine habitats, suggesting the differentiation of marine and freshwater denitrifying bacteria (8). These results revealed that environmental factors may play critical roles in controlling the diversity and spatiald istribution of the denitrifying community.In summary, this study showed that denitrifying bacteria existed in surface water and were very diverse in the Yellow River estuary. The community compositions and relative ratios of bacterial communities markedly changed with the different sampling sites. To the best of our knowledge, this is the first study to examine the denitrifying bacteria community in the Yellow River estuary, and the results obtained have provided a novel insight into the denitrifying community in the estuary, especially in surface water.The representative sequences of nirKfragments reported inFig. 2. Phylogenetic analysis of denitrifying bacteria based on NirK sequences obtained in the Yellow River estuary. A 5% cut-off in the amino acid sequence was used to define OTUs by MOTHUR. The neighborjoining method was used and bootstrap analysis was performed with 1,000 replications. Bootstrap values above 50 were indicated at branch points. The aniA gene from Moraxella catarrhalis (YP_003626300) was used as an outgroup.L i et al. 110this study have been deposited in GenBank under the accession numbers KF143898 to KF144045.AcknowledgementsThis study was financially supported by grants from the National Natural Science Foundation of China (No. 41306150), Promotive Research Fund for Excellent Young and MiddleAged Scientists of Shandong Province, China (No. BS2012HZ011), A Project of Shandong Province Higher Educational Science and Technology Program, China (No. J10LC09), and Open Funding Project of Key Laboratory of Marine Biogenetic Resources, SOA, China (No. HY201205).References1. Braak, C.J.F. ter., and P. Smilauer. 2002. CANOCO ReferenceManual and CanoDraw for Windows User’s Guide: Software for Canonical Community Ordination (version 4.5). Microcomputer Power, Ithaca.2. Braker, G., J.Z., Zhou, L.Y. Wu, A.H. Devol, and J.M. Tiedje. 2000.Nitrite reductase genes (nirK and nirS) as functional markers to investigate diversity of denitrifying bacteria in Pacific northwest marine sediment communities. Appl. Environ. Microbiol. 66:2096–2104.3. Brettar, I., E.R. Moore, and M.G. Höfle. 2001. Phylogeny anda bundance of novel denitrifying bacteria isolated from the waterc olumn of the central Baltic Sea. Microb. Ecol. 42:295–305.4. Dang, H., C. Wang, J. Li, T. Li, F. Tian, W. Jin, Y. Ding, and Z.Zhang. 2009. Diversity and distribution of sediment nirSencoding bacterial assemblages in response to environmental gradients in the eutrophied Jiaozhou Bay, China. Microb. Ecol. 58:161–169.5. Dell, E.A., D. Bowman, T. Rufty, and W. Shi. 2010. The communitycomposition of soildenitrifying bacteria from a turfgrass environment. Res. Microbiol. 161:315–325.6. Hallin, S., and P.E. Lindgren. 1999. PCR detection of genes encodingnitrite reductase in denitrifying bacteria. Appl. Environ. Microbiol.65:1652–1657.7. Hallin, S., I.N. 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The RDA ordination plot for the relationship between thedistribution of Clusters and environmental factors in the Yellow Riverestuary. Correlations between clusters or environmental factors andRDA axes are represented by the length and angle of arrows. A, B, C,and D represent the four sampling sites.。