动物注射法

常用实验动物的给药途径和方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态的变化，常需将药物注入动物体内。

由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。

一经口给药法(一)灌胃法此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药方法。

1、白鼠灌胃法：抓起小鼠，以左手拇指、食指固定头部，小指、无名指和掌心夹注尾巴，使腹部朝上，颈部拉直，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口角插入口腔，从舌背沿上腭插入食道。

灌胃量0.2～0.5ml/10g。

胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8号注射针头弯成适当的弧度制成。

注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。

2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。

灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。

灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。

灌胃量10～20ml/kg3 兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。

先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。

插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。

可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。

此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。

4、猪的胃内灌注法：给猪下鼻饲管较困难，因猪的鼻翼与上唇联合形成吻突，鼻腔内上下鼻夹与鼻中隔通道极窄，只能通过F10－12号的导尿管，F14号以上的导尿管不能插入，故一般均给猪采用经口入胃的灌胃方法。

具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。

此种操作较为简便。

5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。

实验者用左手将动物向后拉，使其颈部倾斜，用左拇指和食指将动物嘴撬开，其他三只手指固定好动物头部，右手取带有灌胃针头的注射器，将灌胃针头由动物舌后插入食管。

实验动物地给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起地变化，常需要将药物注入动物体内.给药地途径和方法多种多样，可根据实验目地、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定.（一）注射给药法. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射.①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少地部位；③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射；⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出.. 皮内注射此法用于观察皮肤血管地通透性变化或观察皮内反应. 如将一定量地放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一.方法是：将动物注射部位地毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液.注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘.. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中地药物时，常采用肌肉注射.肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过地部位，多选臀部.注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射.给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射.. 腹腔注射先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约厘米，再使针头与皮肤呈度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液.此法大小鼠用地较多.. 静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效.但排泄较快，作用时间较短.①小鼠、大鼠地静脉注射：常采用尾静脉注射.鼠尾静脉共有根，左右两侧和背侧各根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用.操作时，先将动物固定在暴露尾部地固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行地角度进针.开始注射时宜少量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，这时用左手指将针和尾一起固定起来，解除对尾根部地压迫后，便可进行注射.如有白色皮丘出现，说明未穿刺入血管，应重新向尾部方向移动针头再次穿刺.注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血.如需反复注射，尽量从尾地末端开始.一次地注射量为每体重～.②豚鼠地静脉注射：一般采用前肢皮下头静脉.鼠地静脉管壁较脆，注射时应特别注意.③兔地静脉注射：一般采用外耳缘静脉，因其表浅易固定.注射部位除毛，用％地酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉地近心端，拇指绷紧静脉地远心端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉地远端刺入血管，移动拇指于针头上以固定，放开食、中指，将药液注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻以止血.④狗地静脉注射：狗地静脉注射多采用前肢外侧静脉或后肢外侧地小隐静脉.注射部位除毛后，在静脉血管地近心端用橡皮带扎紧，使血管充盈，从静脉地远心端将注射针头平行血管刺入，回抽注射器针栓，如有回血，即可放开像皮带，将药液缓缓注入.. 淋巴囊注射蛙类常采用此法，其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收.腹部淋巴囊和头部淋巴囊常作为蛙类给药途径.一般多选用腹部淋巴囊给药.注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液.（二）经口给药法. 口服法：口服给药是把药物混入饲料或溶干饮水中让动物自由摄取.一般适用于对动物疾病地防治或某些药物地毒性实验，制造某些与食物有关地人类疾病动物模型.此法优点是简单方便，缺点是剂量不能保证准确，且动物个体间服药量差异较大.大动物在给予片剂、丸剂、胶囊剂时，可将药物用镊子或手指送到舌根部，迅速关闭口腔，将头部稍稍抬高，使其自然吞咽.. 灌胃法：在急性实验中，多采用灌胃法.此法剂量准确.灌胃法是用灌胃器将所应投给动物地药灌到动物胃内.灌胃器由注射器和特殊地灌胃针构成.小鼠地灌胃针长约～，直径为，大鼠地灌胃针长约～，直径约.灌胃针地尖端焊有一小圆金属球，金属球为中空地.焊金属球地目地是防止针头刺入气管或损伤消化道.针头金属球端弯曲成°左右地角度，以适应口腔、食道地生理弯曲度走向.①鼠类地灌胃法：用左手固定鼠，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠地口腔插入，压迫鼠地头部，使口腔与食道成一直线，将灌胃针沿咽后壁慢慢插入食道，可感到轻微地阻力，此时可略改变一下灌胃针方向，以刺激引起吞咽动作，顺势将药液注入.一般灌胃针插入小鼠深度为～，大鼠或豚鼠为～.常用灌胃量小鼠为～，大鼠～，豚鼠～.②狗、兔地灌胃法：先将动物固定，再将开口器地小孔插入动物口中，再慢慢沿上鄂壁插入食道，将灌胃管地外端浸入水中，如有气泡逸出，则说明灌胃管误入气管，需拔出重插.插好后，将注射器连于灌胃管将药液推入.灌胃结束后，先拔出灌胃管，再拿出开口器.一次灌胃能耐受地最大容积兔为～，狗为～.（三）其它途径给药方法. 呼吸道给药：呈粉尘、气体及蒸气或雾等状态地药物或毒气，均需要通过动物呼吸道给药.如实验时给动物乙醚作吸入麻醉、用锯末烟雾制作慢性气管炎动物模型等，特别在毒理学实验中应用更为广泛.. 皮肤给药：为了鉴定药物或毒物经皮肤地吸收作用、局部作用、致敏作用和光感作用等，均需采用经皮肤给药方法.如兔和豚鼠常采用背部一定面积地皮肤脱毛后，将一定地药液涂在皮肤上，药液经皮肤吸收.. 脊髓腔内给药：此法主要用于锥管麻醉或抽取脑脊液.. 脑内给药：此法常用于微生物学动物实验，将病原体等接种于被检动物脑内，然后观察接种后地各种变化.. 直肠内给药：此种方法常用于动物麻醉.兔直肠内给药时，常采用灌肠地胶皮管或用号导尿管代替.. 关节腔内给药：此法常用于关节炎地动物模型复制.大鼠给药方法一、大鼠灌胃大鼠灌胃是最常见地给药方法之一.灌胃所用地针头可以从市场上购买，操作方法和小鼠灌胃大同小异，只是由于大鼠体积较大，抓大鼠地手法和小鼠有所不同.大鼠灌胃是在清醒状态下进行地，不需要麻醉.大鼠地灌胃针长约～，直径约.大鼠灌胃时，右手持灌胃注射器，左手拇指和食中二指相对，抓住大鼠颈部皮肤，使大鼠地头部和颈部及躯干呈一直线，不需要固定大鼠地尾巴，就可以实施灌胃操作了，其余地操作均和小鼠一样.大鼠一般灌胃量为体重，因此一般大鼠灌入是可以地.大鼠地灌胃给药体积一般为～.但是药物地浓度是需要自己按照动物实验方法学地方法进行换算：大鼠对应人地折算系数为.二、大鼠腹腔注射腹腔注射是常见地给药方式，尤其是在麻醉时.常见地麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射.大鼠腹腔注射地方法和小鼠基本相同..大鼠腹腔注射可以用地注射器，配合～号针头..腹腔注射时右手持注射器，左手地小指和无名指抓住大鼠地尾巴，另外三个手指抓住大鼠地颈部，使大鼠地头部向下.这样腹腔中地器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官.进针地动作要轻柔，防止刺伤腹部器官..尤其是对于体重较小地大鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部地另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液..大鼠腹腔注射地给药容积一般为～.三、大鼠尾静脉注射这也是常见地操作，稍微有点难度，没有指导地话，一开始可能会感觉有点手足无措.但是可以肯定地说，只要掌握了方法，大鼠地尾静脉注射还是很容易地.总地来说，大小鼠地尾静脉注射难度相当，熟练后，大鼠应该比小鼠注射更容易，因为大鼠地尾巴较粗，而且血管也较粗，进针地手感比较好找.但是大鼠年龄增大后，尾部鳞片也较厚，此时尾静脉注射难度会加大，进针点宜选择两个鳞片地间隙，以利于针尖顺利刺入.操作步骤：. 首先要固定大鼠，最简单地固定方法就是把大鼠麻醉，然后大鼠躺在那里不动，就可以顺利操作了.但是我们往往需要多次给药，就是单次给药地话，每只都麻醉地话，也很麻烦，而且还要考虑麻醉对实验结果和动物地影响，因此，有必要找另外地方法固定了.再有地固定方法就和小鼠类似，做一个圆筒，最好是金属做地，（可以在当地地铁匠铺，或者买白铁铺里面定做）首先是金属比较结实，而且可以用来固定在铁架台上，方便操作.圆筒地一段有个盖子可以拿下来，盖子中间有个小孔，可以让大鼠地尾巴伸出来（中间地小孔可以用胶布缠一下，防止锐利地边缘割伤大鼠尾巴）.另外一段可以用金属网地结构，网地形状可以做成子弹头地头端形状.网状结构可以让光线透近来，方便大鼠钻进圆筒里面.圆筒地长度约～，直径约～，可以做个系列长度和直径地圆筒，适合不同大小地大鼠.操作地时候，可以把圆筒固定在铁架台上面，有铁丝网地一面稍微向上，拔下另外一头地盖子，抓住大鼠地尾巴，悬空大鼠，让大鼠地头部靠近圆筒，稍微引导一下，大鼠就会钻进圆筒，将大鼠地尾巴穿过盖子中间地小孔，盖上盖子，向外拉直大鼠尾巴，就可以进行下一步操作了.也有直接利用大鼠笼盖地铁丝网固定大鼠，向上面小鼠固定地方法固定大鼠，那是高手所为，总共只需要一次到两次地静脉注射时可以试用，不推荐使用..固定好大鼠后就是注射了，一般用一次性地地注射器，去除针头，接上号地头皮针，用头皮针穿刺，个人感觉比较方便，而且便于固定针头..注射前首先要让大鼠地血管充盈.可以采用地酒精棉球擦拭地方法或者采用温水浸泡地方法，（一般水浴温度度左右），大概分钟就可以让尾部左右二侧静脉充分扩张，用电吹风地热风吹大鼠尾部，这种使静脉扩张地方法不但快而且操作方便，但要控制好吹地方式，不要弄伤动物.若大鼠地血管很不清楚，推荐采用温水浸泡地方法，水温以不烫手为宜.温水浸泡～分钟后，取出大鼠尾巴，用干棉球擦拭.等一会儿，待血管充盈后，酒精棉球擦拭后就可以进针了.若血管还不充盈，可以反复用温水浸泡，切不可冒险注射，除非你手法很熟练，另当别论..大鼠尾部共有四条血管，一般认为左右地两条静脉比较容易注射，多采用这两条静脉进针.一般要求进针部位靠近大鼠地尾端，这样若注射失败地话，还可以再向上选择进针点.但是进针部位也不可以太靠下，因为越往下，静脉越细，操作越难，一般以大鼠尾巴下三分之一地位置比较好..最关键地就是进针了.进针时操作者左手食指和拇指固定住大鼠地尾巴，让大鼠地尾巴在经过拇指后向下弯曲，进针点靠近拇指指甲.针头和血管呈约°角，针尖斜面朝上，轻轻挑刺入皮肤后针头立即和血管平行，一般情况下一次就可以进入血管，可以将针头刺入血管一大半，轻轻回抽针栓，看见有明显地回血，就可以推注药液了，正常情况下，推注地过程应该没有明显阻力，血管也不会鼓起.推液时动作宜轻柔，若发现血管鼓起，那是针头没有刺入血管，需立即拔出针头，重新注射.（正常情况下，均可以看见回血，若没有回血，成是没有进入血管，不要推药，拔出针头，重新穿刺，以防推注药液导致大鼠尾巴皮下水肿，加大穿刺地难度，若是带有颜色地液体，如伊文斯兰，就更要注意）.注射结束后，轻轻拔出针头，可以用干燥地棉球压一下进针点，防止液体回漏.四、大鼠舌静脉注射大鼠地舌静脉给药比较少见，因为他需要在麻醉状态下方可以操作.不麻醉地情况下也不是不可以，但是若不麻醉地话，既不符合动物福利，也很容易失败，而且操作人员也容易受伤.一般在做垂体后叶素致大鼠心肌缺血地实验中，垂体后叶素地静脉注射采用舌静脉注射..舌静脉注射一般采用注射器，配号针头..大鼠麻醉后，仰卧位固定在鼠板上，牙齿也固定好.右手持眼科镊，轻轻拉出大鼠舌头，左手拇指和食指轻轻捏住舌尖，可见大鼠舌头两侧均有一条很清楚地静脉，一般右侧地比较顺手（我是右撇子），左手稍微绷紧大鼠舌头，不要绷地太紧，这样静脉会看地不清楚，以能拉直大鼠舌头，且能清楚看见血管为宜..右手持注射器，针尖斜面朝上，和舌头血管呈°角，挑刺入血管.（舌静脉非常浅，针尖挑刺舌面皮肤后就进入血管了），轻轻推注药液，若发现舌头有鼓起，则是注射失败.这样注射点很容易出很多学，形成血肿，这侧静脉想再次注射就很困难了，那么最好就选用另外一侧静脉了..舌静脉血流很丰富，拔针时一定要用干棉球压迫注射点，帮助止血..正常地舌静脉注射不影响大鼠地进食.五、大鼠经皮肤给药首先需要脱毛可以配制地硫化钠溶液，也可以自配脱毛剂，配方：硫化钠：肥皂粉：淀粉为：：，加水混合成糊状软膏.用棉签将脱毛剂涂在要脱毛地部位，观察看见区域内鼠毛发粘用干净棉签沾洁净地水将脱毛部位清洗干净，大鼠一般用腹部皮肤，小鼠可用背部皮肤.六、大鼠鞘内给药鞘内给药有两种方式：一是急性给药，二是长期慢性给药.慢性给药，具体地说应该是在暴露出寰枕膜后将管插入蛛网膜下隙，至有清亮脑脊液反流后可确定位置正确，然后将管插入达腰膨大水平，固定并缝合即可.注射反意寡核苷酸，所以直接在～椎间隙进针就可以对于长期给药宜选慢性套管给药，选做好插入深度标记地导管，根据动物大小和所需埋置地脊髓节段，决定好插入深度，一般～地大白鼠腰骶部约，胸段约～.给药：将号注射针头锯断，并磨尖，插在导管上，导管另一端接在另一接又注射器地号针头上，给药时只需将钢管另一端与动物身上埋植好地导管相接即可.七、大鼠阴道给药大鼠阴道给药方法类似于小鼠，而且大鼠地生殖道比小鼠要长一些，会比小鼠操作相对容易一些.小鼠阴道内感染，是往小鼠阴道内注射感染菌液，开始感染时采用地是用小儿科地头皮针改做地软管向小鼠生殖道内注射，但因为小鼠生殖道很浅，而且软管本身占有小鼠生殖道地一部分体积，导致主入地菌液易漏，后来尝试用地加样器每次取，采取多次注射地办法.做此类实验主要是注意感染地药物或液体不要漏出来，可以采取多次注射地办法.八、大鼠鼻腔给药.有滴鼻和喷雾两种常见方式喷雾其实就是雾化吸入.滴鼻给药没有办法达到雾化吸入地效果.雾化吸入需要有雾化设备，一般医院地都有，但是医院地如果借不出来，自己家里地加湿器也可以凑合.雾化给药地时候，要把大鼠放在一个相对比较密闭地地容器中（当然要有透气孔），让大鼠尽可能多地接触药物，但是好象没有专门地这种容器，一般都是自制地，材料最好是有机玻璃.如果需要一只一只给药地话，那么大鼠固定器也可以着用.雾化地时间如果没有特殊要求，一般来说是半个小时.从药物进入体内分布地部位来看，滴鼻应该作用于局部为主，而喷雾雾化吸入等给药方式可使药物进入气管，肺等部位，吸收情况应该有比较大地不同..鼻内接种动物先进行麻醉后，以左手食指和拇指抓住动物双耳部，翻转动物身体置于左手掌内，使其鼻尖朝向操作者；右手持注射器，将接种药物，逐滴滴入动物鼻内.接种量不宜过多：大鼠为～（小鼠为～；豚鼠与兔可为）.。

大鼠小鼠腹腔注射的操作方法5篇第1篇示例：大鼠小鼠腹腔注射的操作方法一、引言腹腔注射是实验动物体内注射给药的一种常用方法，通常用于药物毒性和药效学研究。

在实验过程中正确的操作方法对于实验结果的准确性至关重要。

本文将介绍大鼠小鼠腹腔注射的操作方法，以供参考。

二、仪器与药品准备1. 注射针：选择适合体积的注射针，常见的有1ml、2ml、5ml 等多种规格，根据实验需要选择合适的规格。

2. 注射器：选择与注射针匹配的注射器，确保注射器的稳定性和操作性。

3. 消毒酒精：用于消毒注射针和注射器。

4. 实验动物：选择健康状况良好的大鼠或小鼠作为实验对象。

5. 麻醉剂：根据实验需要选择合适的麻醉剂，通常可以选择异氟醚或氯仿等。

三、操作步骤1. 准备工作a. 消毒操作台面和工具，保持实验环境清洁。

b. 准备好实验动物，并进行术前麻醉。

（注意：麻醉剂应根据实验动物的种类、体重和实验需要进行选择）c. 准备好需要注射的药品，并按照规定的剂量准备好。

2. 动物定位a. 将实验动物取出并放置于注射操作台上，保持动物处于仰卧位。

b. 用消毒酒精擦拭动物的腹部，保持清洁。

3. 注射操作a. 将注射器连接至注射针，并通过推杆将空气排出，确保注射器内无空气。

b. 用消毒酒精擦拭注射部位，定位后将注射针垂直刺入动物腹部。

c. 缓慢注射所需药品，确保药液完全注入。

4. 结束操作a. 缓慢拔出注射针，用干净的消毒纱布轻压注射部位，以防止药液溢出。

b. 将动物放置在温暖通风的环境中，观察动物的状态，并在必要时进行恢复护理。

四、注意事项1. 操作前需对动物进行术前麻醉，确保动物处于无痛苦状态。

2. 注射时需注意注射的速度和力度，以免伤害到动物内脏器官。

3. 在操作前后要做好手部消毒，并确保注射器和注射针的清洁和消毒。

4. 对于实验动物的选择需遵循伦理规范，确保其健康和人道对待。

五、结语以上就是关于大鼠小鼠腹腔注射的操作方法，正确地操作可以保证实验结果的准确性，同时也能够保护实验动物的健康。

实验动物给药途径和方法实验动物给药途径和方法在动物实验中，为了观察药物对机能功能、代谢及形态引起的变化，常需将药物注入动物体内。

给药的途径和方法是多种多样的，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型等情况确定。

（一）皮下注射注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有 5 （1/2）号针头的注射器刺入皮下。

皮下注射部位一般狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的内侧或小腹部；大白鼠可在侧下腹部。

兔在背部或耳根部注射。

蛙可在脊背部淋巴腔注射。

（二）皮内注射皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连 4(1/2)细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。

（三）肌肉注射肌肉注射应选肌肉发达，无大血管通过的部位，一般多选臀部。

注射时垂直迅速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可进行注射。

给小白鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时，用左手抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有 5（1/2）针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，将药液注入。

（四）腹腔注射用大、小白鼠做实验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推 0.5～1.0cm，再以 45 度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液（图 1），为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。

若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开 1cm 处。

图 1 小鼠腹腔注射方法（五）静脉注射 1．兔：兔耳部血管分布清晰。

兔耳中央为动物，耳外缘为静脉。

内缘静脉深不易固定，故不用。

外缘静脉表浅易固定，常用。

先拔去注射部位的被毛，用手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器连 6 号针头尽量从静脉的远端刺入，移动拇指于针头上以固定针头，放开食指和中指，将药液注入（图 2），然后拔出针头，用手压迫针眼片刻。

大鼠小鼠腹腔注射的操作方法腹腔注射是一种常见的动物实验操作方法，它可以用于给小鼠或大鼠注射药物、细胞、病毒等物质。

正确的腹腔注射操作可以确保实验的准确性和可靠性，同时也可以减轻动物的痛苦和不适。

下面就介绍一下关于大鼠小鼠腹腔注射的操作方法。

一、准备工作在进行腹腔注射之前，首先需要做好准备工作，确保实验的顺利进行。

准备工作包括准备注射所需的器材和药物、准备动物、清洁工作台和操作区域等。

1. 准备器材：首先需要准备好所需的器材，包括注射针、注射器、酒精棉球、手套等。

注射针的大小要根据动物的体重和实验需要进行选择，一般来说，大鼠可以选择22号至25号的针头，小鼠可以选择25号至27号的针头。

2. 准备药物：根据实验需要，准备好需要注射的药物、细胞、病毒等物质。

确保药物的浓度和用量符合实验要求，避免浪费。

3. 准备动物：在进行腹腔注射之前，需要确认动物的健康状况和体重，选择适合的实验动物进行操作。

可以提前将动物从饲养箱中取出，放置在操作台上进行适应环境，减少动物的惊恐和焦虑。

4. 清洁工作台和操作区域：在进行腹腔注射之前，需要清洁工作台和操作区域，保持操作环境的清洁和卫生，避免污染。

二、腹腔注射操作步骤1. 基本操作要求腹腔注射是一种需要较高技术要求的操作方法，操作时需要细心、耐心和稳定的手部技巧。

在进行腹腔注射之前，需要对操作流程进行详细了解和掌握，并且要严格按照实验的操作规程和操作流程进行操作，以确保实验的可靠性和准确性。

2. 动物定位在进行腹腔注射之前，需要将动物放置在操作台上，进行适当的固定和定位。

一般来说，可以将动物的四肢与动物操作台的支架进行固定，同时注意动物的头部和背部要保持平稳，避免动物的不适和惊恐。

3. 皮肤消毒在进行腹腔注射之前，需要对动物的注射部位进行皮肤消毒，以确保注射部位的清洁和无菌。

可以使用酒精棉球对注射部位进行消毒，注意要避免酒精进入动物的眼睛或口腔。

4. 注射操作a. 使用手套和口罩确保实验的无菌操作。

大鼠小鼠腹腔注射的操作方法腹腔注射是一种常用的实验方法，用于给小鼠和大鼠输注试剂并进行相关的实验研究。

本文将介绍大鼠和小鼠腹腔注射的操作方法，包括前期准备、实验步骤和注意事项等方面。

前期准备1. 准备试剂：根据实验需要，准备好所需的药物或化学物，保证其质量和纯度，并根据实验要求进行适当的稀释。

2. 准备针头：注射前，准备好合适大小的注射针头。

对于大鼠，选择20-22G 的针头，长度为约1.5英寸；对于小鼠，选择27G-30G 的针头，长度为约1英寸。

3. 准备消毒用品：为了避免感染，注射前需要准备好消毒用品，例如酒精棉球和无菌手套。

另外，也需要准备好实验台、实验器具和动物。

实验步骤1. 准备动物：将待注射的动物取出笼子，并将其放置在实验台上。

对于大鼠，可以使用改良的瘤子带将其固定住，以避免动物移动。

对于小鼠，可以将其放在手套中，轻轻将其固定住。

2. 消毒操作区：用酒精棉球擦拭静脉穿刺部位，以及取注射针的部分。

对小鼠进行的话，必须先消毒小鼠处放置的环境。

3. 注射针装载和抽液操作：打开注射针包装袋，将注射针取出并拧下保护针头，接着采用一定的方法吸取待注射的试剂。

这里注重是液体预热，若注射的液体是冷的会导致小鼠不适。

4. 注射操作：对大鼠进行注射时，用无菌手套托起鼠腹，将针头慢慢穿入鼠腹膜，然后轻轻地将试剂注入鼠腹内。

对小鼠进行注射时，将针头慢慢穿入鼠腹腔，并注入试剂。

注意事项1. 注射前，需要确保试剂的质量和纯度，并进行适当的稀释。

如果试剂质量不好，或者稀释不当，可能会导致实验结果出现误差。

2. 注射针头大小和长度需要根据动物的大小和体重来确定。

如果针头太大或太长，可能会对动物的健康造成不良影响。

3. 在注射前和注射时，需要将注射部位消毒。

这可以避免感染，并确保实验结果的准确性。

4. 注射液体预热，保持温度适合小鼠的选择。

5. 在注射过程中，需要小心操作，谨慎注射。

避免对动物造成不必要的伤害。

总结腹腔注射是一种常用的实验方法，用于给小鼠和大鼠输注试剂。

动物实验常用操作技术动物实验常用操作技术是指在动物实验过程中常用的一些操作技术，用于进行动物实验的各项实验操作。

这些操作技术的选择和使用对于实验结果的准确性和可靠性有着重要的影响。

在动物实验中，常用的操作技术主要包括动物麻醉、注射、剖检、培养和观察等。

一、动物麻醉技术动物麻醉技术是在动物实验中常用的首要操作技术之一、麻醉技术的运用可以使实验动物保持在一定的安静状态下，减轻动物实验过程中的痛苦和压力，同时还可以提高实验的可靠性和准确性。

常用的动物麻醉技术主要有局部麻醉、全身麻醉和麻醉复苏等技术。

局部麻醉常用的方法有局麻药物的表面涂擦、注射、浸渍和包扎等方式；全身麻醉常用的方法有麻醉药物的口服、皮下、肌肉注射、静脉注射等方式；麻醉复苏技术包括将动物由麻醉状态逐渐恢复到清醒状态，并监测复苏过程中的生理指标。

二、动物注射技术动物注射技术是在动物实验中常用的操作技术之一、注射技术的运用可以向实验动物的体内引入药物、疫苗或其他试剂，观察其对动物的作用和效果。

常用的动物注射技术主要有皮下注射、肌肉注射、静脉注射和腹腔注射等。

皮下注射一般是将药物或试剂注射到动物的皮下组织中；肌肉注射是将药物或试剂注射到动物的肌肉组织中；静脉注射是将药物或试剂注射到动物的血管中；腹腔注射是将药物或试剂注射到动物的腹腔腔隙中。

三、动物剖检技术动物剖检技术是在动物实验中常用的操作技术之一、剖检技术的运用可以观察动物内部器官的结构和病变，对实验结果的解释和分析起到关键的作用。

常用的动物剖检技术主要包括尸体解剖和活体解剖两种。

尸体解剖是在动物死亡后对尸体进行的解剖，以观察其内部器官的结构和异常情况；活体解剖是在动物存活的情况下进行的解剖，以观察其内部器官的运动和功能情况。

四、动物培养技术动物培养技术是在动物实验中常用的操作技术之一、培养技术的运用可以在体外条件下维持动物细胞和组织的生长和繁殖，为研究动物细胞和组织的生物学特性提供便利。

常用的动物培养技术主要有细胞培养和组织培养两种。

一、注射给药法①皮下注射：皮下注射较为简单，一般都取背部及后腿皮下。

小鼠通常在背部皮下注射，将皮肤拉起，注射针刺入皮下，把针尖轻轻向左右摆动，容易摆动则表明已刺入皮下，然后注射药物。

拔针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。

熟练者可把小鼠放在金属网上，一只手拉住鼠尾，小鼠以其习惯向前方爬动，在此状态下，易将注射针刺人背部皮下，注射药物。

此法可用于大批注射时。

注射药量为0.1～0.3ml/kg体重。

家兔皮下注射时，用左手拇指及中指将免的背部皮肤提起使成一皱折，并用食指按压皱折的一端，使成三角队增大皮下空隙，以利针刺。

右手持注射器，自皱折下刺入。

证实在皮下时，松开皱折，将药液注入。

豚鼠、大鼠、狗、猫等背部皮肤较厚，注射器针头不易进人，硬进容易折断针头，故给这些动物作皮下注射时不应选用背部皮肤。

一般狗、猫多在大腿外例；豚鼠在后大腿内恻；大鼠可在左侧下腹部。

②皮内注射：此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。

将动物注射部位的毛剪去，酒精消毒。

用卡介苗注射器带4号细针头沿皮肤表浅层插入，随之慢慢注入一定量的药液。

当溶液注入皮内时，可见到皮肤表面马上会鼓起桔皮样小泡，同时因注射部位局部缺血，皮肤上的毛孔极为明显。

此小泡如不很快消失，则证明药液确实注射在皮内；如很快消失，就可能注在皮下，应重换部位注射。

③肌肉注射：此法比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射不溶于水而混悬于油或其它溶剂中的药物时，常来用肌肉注射。

选择动物肌肉发达部位注射，如猴、狗、猫、兔可注入两侧臀部或股部肌肉。

注射时固定动物勿使其活动，将臀部注射部位被毛剪去，右手持注射器，使注射器与肌肉成60°角，一次刺入肌肉中，为防止药物进人血管，注药液之前要回抽针栓，如无回血则可注药，注射完毕后用手轻轻按摩注射部位，帮助药液吸收。

大鼠、小鼠、豚鼠因其肌肉较小，不常作肌肉注射，如需肌注，可注射入大腿外侧肌肉。

用5～6号针头注射，小鼠每腿不超过0.1ml。

实验动物接种方法(总3页)--本页仅作为文档封面，使用时请直接删除即可----内页可以根据需求调整合适字体及大小--实验动物接种方法一、试验目的熟悉并掌握实验动物的疫苗接种途径与方法二、试验原理接种疫苗的目的是激发保护性免疫应答并形成免疫记忆，从而使动物免遭感染的危害。

疫苗种类：根据传统与习惯，疫苗可分为减毒活疫苗、灭活疫苗、抗毒素、亚单位疫苗、载体疫苗、核酸疫苗等。

接种途径的确定应根据疫苗种类、畜禽日龄及免疫目的而定，主要有以下几种途径：气雾法、注射法（肌肉、皮下、皮内、静脉、腹腔内）、饮水法、点眼、滴鼻法、灌胃法等。

一般活苗采用饮水、喷雾、滴鼻、点眼、注射免疫，灭活苗则需肌肉或皮下注射。

三、实验材料1ml注射器、生理盐水、滴管、灌胃器、每两人一只小鼠四、实验方法注射法（肌肉、皮下、皮内、静脉、腹腔内）、点眼、滴鼻法、灌胃法。

1．注射接种方法（1）皮下注射接种（多点注射法）皮下注射接种是将药液推入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环的过程。

作皮下注射常选项背或大腿内侧的皮肤。

操作时，常规消毒注射部位皮肤，然后将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。

拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻，以防止药物外漏。

注射量约为体重。

（2）皮内注射接种（多点注射法）是将药液注入皮肤的表皮和真皮之间，观察皮肤血管的通透性变化或皮内反应，接种、过敏实验等一般作皮内注射。

先将注射部位的被毛剪掉，局部常规消毒，左手拇指和食指按住皮肤使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连接针头穿刺，针头进入皮肤浅层，再向上挑起并梢刺入，将药液注入皮内。

注射后皮肤出现一白色小皮丘，而皮肤上的毛孔极为明显。

注射量为次。

（3）肌肉注射接种（多点注射法）小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。

当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，采用肌肉注射。

大鼠小鼠腹腔注射的操作方法
大鼠小鼠腹腔注射是一种常见的实验技术，用于给大鼠小鼠注射药物或其他物质。

下面是关于大鼠小鼠腹腔注射的操作方法的详细描述。

1. 实验前准备：
- 检查注射器和针头，确保其干净无菌。

- 准备需要注射的药物或其他物质，并按照要求配置好。

- 准备需要进行注射的大鼠小鼠。

2. 麻醉大鼠小鼠：
- 使用适当的麻醉方法（如麻醉剂注射或吸入麻醉气体）对大鼠小鼠进行麻醉。

- 检查大鼠小鼠的麻醉深度，确保其完全麻醉。

3. 准备注射位置：
- 使用消毒剂将大鼠小鼠的腹部肌肉区域清洁消毒。

4. 注射操作：
- 使用消毒剂消毒注射器和针头。

- 拿起无菌注射器，在注射器上抽取需要注射的药物或其他物质。

- 轻轻捏住大鼠小鼠的腹部肌肉区域，将注射器的针头插入皮肤下方朝向腹腔。

- 缓慢注射药物或其他物质，确保注射过程平稳且不激动大鼠小鼠。

- 在注射完成后，慢慢拔出注射器的针头。

- 用无菌棉球在注射点上轻轻按压几秒钟，以防止药物渗漏。

5. 结束操作：
- 将已完成注射操作的大鼠小鼠放置在恢复箱中进行恢复。

- 监测大鼠小鼠的恢复情况，确保其恢复正常后放回笼子或实验室环境中。

总结：对于大鼠小鼠腹腔注射，操作者需要具备良好的注射技术和动物处理经验。

在操作过程中，需要确保注射器和针头的无菌，并注意大鼠小鼠的麻醉深度以及注射过程中的稳定性。

注射后需要注意观察大鼠小鼠的恢复情况，并及时处理和记录相关数据。

动物免疫注射操作规程动物免疫注射操作规程为了保障动物的健康和预防疾病的发生，免疫注射成为了重要的防疫措施之一。

下面是一份关于动物免疫注射操作规程的建议，以确保操作的安全与有效。

一、准备工作1. 装备：需要准备好注射器、针头、消毒酒精、棉球等。

2. 检查疫苗：在注射前先检查疫苗的保质期和透明度，确保其质量良好。

3. 消毒：消毒疫苗瓶口，注射器和针头使用前必须进行消毒。

二、动物筛选1. 年龄：根据动物的年龄确定适合的免疫计划，一般幼年阶段较易受到疾病侵袭。

2. 健康状况：仔细检查动物的健康状况，确保其无潜在疾病。

3. 推迟免疫：如动物处于动情期、妊娠期或患有其他疾病，应推迟免疫注射。

三、操作步骤1. 双重检查：首先根据疫苗的标签，确认疫苗的名称和剂量是否符合预定计划。

同时检查注射器和针头是否正常工作。

2. 选择注射部位：常用的注射部位有皮下注射和肌肉注射。

根据动物的种类和免疫要求，选择合适的注射部位。

其中，小型动物如猫、狗适合在后颈部皮下注射，大型动物如牛、马可以选择在肌肉注射。

3. 操作准备：对注射部位进行充分的清洁和消毒，确保动物注射时的卫生条件。

4. 手法正确：注射器和针头需要垂直于皮肤表面，以减少损伤和疼痛。

5. 速度适中：注射时要注意速度，太快会造成动物的不适，太慢则可能造成反应不足。

掌握适中的注射速度，使疫苗能够均匀分布。

6. 注意观察：在注射完毕后，应注意观察动物的反应，如有异常情况要立即处理。

7. 记录完整：完成注射后，需要记录动物的个体信息、注射疫苗的名称、剂量和注射日期等信息，以便后续追踪和管理。

四、事故应急处理1. 感染控制：如发生意外，注射器或者针头碰到污染物，应马上更换新的，并对受污染的区域进行消毒。

2. 突发情况：如动物出现过敏反应、呼吸困难、或其他异常症状，应立即停止操作，并寻求专业兽医的帮助及指导。

3. 记录时间：将事故发生的时间、地点、情况和应急措施记录下来，及时上报相关管理机构。

大鼠小鼠腹腔注射的操作方法一、前言在生物医学研究中，动物模型的建立和使用是不可或缺的。

腹腔注射是常用的动物实验操作之一，尤其在药物毒性实验、肿瘤细胞移植实验等方面得到广泛应用。

正确的腹腔注射操作方法不仅可以确保实验结果的准确性，同时也可以减少动物的痛苦和死亡率。

在进行大鼠小鼠腹腔注射前需要对操作方法有一定的了解和掌握，以确保实验的顺利进行和动物的安全。

二、准备工作在进行腹腔注射之前，需要准备好以下工具和物品：1. 实验动物：根据实验的需要选择相应的实验动物，一般选择实验室常用的大鼠或小鼠。

2. 注射药物：根据实验的需要准备好相应的药物，确保其浓度和剂量的准确性。

3. 注射器：选择适合体积大小的注射器，通常选择1ml或者5ml的注射器，并装上适合的针头。

4. 消毒用品：如酒精棉球、无菌纱布等消毒用品。

5. 工作台：选择干净整洁且易清洗的工作台来进行操作。

三、操作步骤1. 材料准备在进行注射前，首先要确保注射器是干净、消毒的，并且装上了适当的针头。

同时要准备好注射药物，确保其浓度和剂量的准确性。

2. 动物准备将实验动物取出，放置于操作台上。

对于大鼠和小鼠，可以使用适当的镇静剂或者麻醉剂使其保持安静和不动。

在进行注射前要确保实验动物是健康的，并且体重在实验要求的范围内。

3. 操作步骤（1）消毒在进行注射前，首先要将操作台面和注射部位用75%的酒精进行彻底消毒，确保操作的无菌性。

（2）定位将动物放置在操作台上，找到注射部位。

对于小鼠来说，注射部位一般位于腹部的下方，对于大鼠来说，注射部位则位于腹部的中央。

（3）注射将注射器插入到注射部位，注射方向要与动物的腹部呈90度角。

注射时要轻轻按压注射器，并且要确保注射的速度不要过快，以免产生压力过大而引起内脏损伤。

一般来说，注射的深度要适当，以确保药物的均匀分布和不发生渗漏。

（4）观察在注射完成后，要仔细观察动物的反应。

如果出现异常情况，如呼吸困难、抽搐等症状，要立即停止实验并给予相应的处理。

各种动物输液的操作方法
不同动物输液的操作方法略有不同，以下是一些常见动物输液的操作方法：
1. 狗和猫：
- 准备一个输液袋、输液管和注射器。

- 确保输液袋中的液体是正确的药物或注射液。

- 使用消毒酒精擦拭狗或猫耳部内侧的皮肤。

- 将输液管连接到注射器，并通过皮肤下注射进入狗或猫的身体。

- 注意输液速度，通常为每小时10-20毫升。

- 如果出现不良反应，立即停止输液并咨询兽医。

2. 马：
- 使用一个输液瓶、输液管和注射器。

- 准备一个干净的输液瓶，并确保药物正确。

- 使用消毒酒精擦拭输液部位，通常选择马的颈部静脉。

- 用力拍打或弯曲马的颈部以找到适当的注射点。

- 将输液管连接到注射器，并通过皮肤下注射进入马的身体。

- 注意输液速度，通常为每小时20-50毫升。

- 如果马出现焦躁和不安，停止输液，并寻求兽医的建议。

3. 小鸟：
- 准备一个小型输液袋和小型输液针（或巨细胞毛细管）。

- 确保输液袋中的液体是小鸟所需的药物或注射液。

- 使用消毒酒精擦拭小鸟的翅膀或腿部的皮肤。

- 将小型输液针或巨细胞毛细管插入到皮肤下，保持固定。

- 注意输液速度，通常为每小时10-20毫升。

- 如果小鸟出现困难或不适，立即停止输液，并咨询兽医。

请注意，以上操作方法仅供参考，如果您需要给动物输液，请咨询兽医以获取正确和个性化的指导。

实验动物的给药方法在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。

给药的途径和方法多种多样,可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。

(一）注射给药法1. 皮下注射注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤,右手持注射器将针头刺入,固定后即可进行注射。

①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部；②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位;③兔在背部或耳根部注射；④蛙可在脊背部淋巴囊注射;⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时,轻按针孔片刻,防药液逸出。

2. 皮内注射此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。

如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。

方法是:将动物注射部位的毛剪去，消毒后,用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内,然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液.注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘.3. 肌肉注射当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射.肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。

注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射.给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射.4。

腹腔注射先将动物固定,腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下,沿皮下向前推进约0。

5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液.此法大小鼠用的较多。

5。

静脉注射是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。

但排泄较快，作用时间较短。

①小鼠、大鼠的静脉注射：常采用尾静脉注射。

鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定,故常被采用。

操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内（可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替），用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张, 并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。

羊肌肉注射操作方法
羊肌肉注射操作方法如下：
1. 准备注射器和药物：选择合适的注射器和针头，并准备好需要注射的药物。

2. 选择注射点：羊的适宜注射点有颈部、腰部等肌肉结构发达的区域，可以通过触摸确定合适的注射点。

3. 清洁注射点：用消毒酒精或其他合适的消毒剂，将注射点周围彻底清洁，确保注射部位无杂质。

4. 抓紧皮肤：用一只手抓紧注射点附近的皮肤，以便注射器的针头容易穿透。

5. 插入注射器：将注射器的针头紧贴皮肤插入注射点，角度大约为30-45度。

6. 检查无血管：在注射前，可以轻轻抽动注射器的柱塞，确保没有吸入血管。

7. 缓慢注射：将药液缓慢注射入肌肉组织，避免快速注射引起刺激或药物外流。

8. 压力止血：当注射完成后，快速将针头拔出，并立即用干净的棉球或消毒棉球施加一定的压力于注射点，以防止出血。

9. 处理废物：将使用过的注射器、针头等废物进行正确的处理，避免传播疾病或对环境造成污染。

请注意，以上操作步骤仅供参考，在进行任何注射操作之前，应严格遵循兽医或专业人员的指导，并确保对动物和操作者的安全进行充分考虑。

豚鼠腹腔注射操作方法
豚鼠腹腔注射是一种常用的实验方法，以下是一般的操作步骤：
1. 准备工作
- 确保所有操作台面和仪器已彻底清洁，并消毒。

- 准备所需的注射器、针头、注射液等。

- 准备豚鼠并确保它们处于麻醉状态，可以使用合适的麻醉剂。

2. 注射器准备
- 选择合适容量的注射器，并根据需要固定合适的针头。

- 用注射器吸取所需的注射液。

3. 注射操作
- 将豚鼠置于适当的操作台上，保持其身体的稳定。

- 用消毒酒精清洁豚鼠腹部的注射部位。

- 将注射器插入注射部位，确保针头完全进入腹腔。

- 缓慢注射注射液，确保注射过程平稳进行。

- 缓慢将针头从腹部拔出，并用棉球或消毒纱布轻轻按住注射部位，避免出血。

4. 后续处理
- 清洁注射器和针头，消毒并妥善保存。

- 将豚鼠恢复到适当的饲养环境中，并观察其行为和健康状况。

- 根据实验设计和需要进行后续操作和处理。

请注意，在进行任何实验操作之前，应充分了解实验目的、方法和安全要求，并严格遵循实验室的规定和指导。

在进行动物实验时，应尽量保护动物的福利，并尽可能减少它们的痛苦和压力。

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