药物毒性试验指标
1.急性毒性试验
一、半数致死量（LD50）的测定
(一)目的:观察受试物一次给予动物后，所产生的毒性反应和死亡情况。
(二)动物分组和剂量
1.动物:一般用小白鼠8周龄，体重18---22g(同次试验体重相差不超过2g)大白鼠6~8周龄，体重120--150g，同次试验体重相差不超过10g。
2.受试物:溶于水的做成溶液，不溶于水的做成混悬液.
(三)试验方法
1.剂量:一般选用3一5个剂量，各剂量间剂距根据受试物情况和预试结果而定。
2.给药途径和容积:
给药途径:应与临床试验的途径相一致。口服药物应灌胃给药，一、二类新药应采用两种途径给药，其中一种应为推荐临床研究的给药途径。水溶性好的药物还应测定静脉给药的急性毒性。
给药容积:小白鼠禁食(12~16小时)，不禁水，按体重计算:灌胃(ig)不超过0. 4ml/ 10g体重。大白鼠禁食(12~16小时)，不禁水、灌胃(ig)，不超过3ml/只。
3.测定LD50:将动物按体重随机分组，每组至少10只(雌雄各半)。给受试物后立即观察动物反应情况，每天观察一次连续观察七天。详细逐天记录动物毒性反应情况及死亡分布，并用适当的统计学方法(申报时应说明方法名称)计算出LD50值及95%可信限。
4.观察毒性反应:给受试物后应严密观察反应情况，并记录动物的外观、行为活动、精神状态、食欲(饲料消耗量)、大、小便及其颜色、被毛、肤色、呼吸、鼻、眼、口腔有无异常分泌物，体重变化以及死亡等情况。死亡动物应及时进行尸检，发现病变器官应做病理组织学检查。
若发现中毒反应或死亡率一与动物的性别有明显相关时，则应选择性别敏感的动物进行复试。
(四)试验报告和结果评价
应详细具体，包括试验日期、动物的规格、性别、数量、受试物来源及含量、试验方法。LD50值及其95%可信限，以及各剂量组的死亡率，或最大耐受量的值及其相当于临床剂量的倍数.详细报告实验过程中动物出现的中毒表现及致死症状，综合评价受试物毒性大小。二、最大耐受量（MTD）的测定
方法:受试物可用临床试验的给药途径，以动物能耐受的最大浓度，最大容积的剂量一次或一日内2~3次给予动物(小白鼠至少20只，雌雄各半)。连续观察七天，记录动物反应情况，以不产生死亡的最大剂量为最大耐受量。计算出总给予药量g/Kg(合生药量g/Kg表示)，推算出相当于临床用药量的倍数。
测定最大耐受量，同样也应严密观察动物毒性反应情况，要求与观察单次给药的毒
性反应相同。
2.长期毒性试验
一、大鼠的长期毒性试验
(一)目的:观察连续重复给予受试物对大鼠所产生的毒性反应，首先出现的症状和严重程度，毒副反应的靶器官及其恢复和发展情况。确定无毒反应剂量，为拟定人用安全剂量提供参考。
(二)动物和材料
1.动物健康大白鼠(参见总则要求)，每组至少20只。如试验周期为三个月以上，应根据需要增加数量至每组30~40只。体重差异应不超过平均体重的20%。试验期在三个月内用6~ 8周龄大鼠。超过三个月。宜用5~ 6周龄大鼠，雌雄各半、随机分组，每笼不超过5只，雌雄分笼饲养，试验前至少观察一周，记录食量和体重等。
(三)试验方法
1.剂量和分组
(1) 一般设三个剂量组和一个对照组。高剂量组原则上要求使动物产生明显的或严重的毒性反应，或个别动物死亡。中剂量组应相当于药效学试验的高剂量.低剂量组略高于动物的有效剂量而不出现毒性反应。
(2) 如果急性毒性试验结果毒性很低，测不出LD50。也未见明显毒性反应，可设高、低两个剂量组，高剂量组一般为拟用于临床剂量50倍以上(有困难时，可适当减少剂量)并应高于药效学试验之高剂量。
(3)对照组的设置:如受试物为提取物(如浸膏)，对照物可考虑用常水;如含溶媒，对照物为溶媒;如含赋形剂，则对照物用赋形剂。如溶媒或赋形剂可能产生毒性时，则应另加一空白对服组(常水)。
2.给药途径与方法
(1)给药途径与推荐临床的途径一致。口服药物应经口给药。临床用药途径为静脉注射时，可用其它适宜的注射途径代替。
(2)口服药大鼠一般用灌胃法，也可将受试物混在饲料、水中给予，但每只动物分笼饲养，采取适当措施，保证每只动物按规定剂量在一定时限内服入。
(3)受试物最好是每周7天连续给予，如试验周期在90天以上，可考虑每周给药6天，每天定时给药。
(4)给药容量一般为1 ~ 2ml/l100g体重，每周可根据体重情况调整给药量，但总量不宜超过5ml /鼠/次。各剂量组用等容量不等浓度给药。
3.试验周期
(1)长毒试验的给药时间应为临床试验用药期的二~ 三倍，最长半年。
(2)若临床用药周期在1周以内者，长毒试验应为2周;2周以内者，应为四周;四周以上者，长期毒性试验的给药期一般为临床试验用药期的两倍以上。
(四)检查项目
1.一般观察:进食量、体重、外观体征和行为活动、粪便性状等，发现有中毒反应的动物应取出单笼饲养，重点观察。发现死亡或濒死动物应及时尸检。
2.检测项目;
(1)血液学指标:红细胞或网织红细胞计数、血红蛋白、白细胞计数、白细胞分类、血小板计数、凝血时间。
(2)血液生化学指标:天门冬氨酸氨基转换酶(AST)、丙氨酸氨基转换酶(ALT),碱性磷酸酶(ALP)、尿素氮(BUN),总蛋白(TP)、白蛋白(ALB)、血澹(GLU )、总胆红素(T-BIL)、肌醉(Grea)、
总胆固醇(T-CHO)。
(3)系统尸解和病理组织学检查:
①系统尸解:应全面细致，发现异常器官应重点进行病理组织学检查。
②脏器称重和胜器系数;剖解后取出心、肝、肾、脾、肺、肾上腺、甲状腺、攀丸、卵巢、子宫、脑、前列腺。
③病理组织学检查:高剂量组对照组动物及尸检发现异常器官检查要详细。其他剂量组可取材保存。在高剂量组发现有异常病变时才进行检查。检查内容
除一类其他各类新药:心、肝、肾、脾、肺、肾上腺、甲状腺、胃、胸腺、肇丸(和附肇)Y 前列腺、卵巢和子宫和可能的靶器官。
3. 可逆性观察
最后一次给药后24小时，每组活杀部分动物(2/3 ~ 1/2)，检测各项指标，余下动物停药，继续观察2 ~ 4周。如24小时后的病理学检查发现有异常变化，应将余下动物活杀剖检，重点观察毒性反应器官，以了解毒性反应的可逆程度和可能出现的迟缓性毒性。
4. 指标观察时间
一般状况和症状的观察，每天观察一次。每周记录饲料消耗和体重一次。试验周期在三个月以内的，一般在最后一次给药后24小时和恢复期结束时各进行一次各项指标的全面检测.必要时，在试验中间检测指标一次。试验周期在三个月以上的，可在试验中期活杀少量动物(高剂量组和对照组)全面检测各项指标。对濒死或死亡动物应及时检查。
二、犬的长期毒性试验
目的:观察连续重复给予受试物对犬所产生的毒性反应，首先出现的症状和严重程度，提供毒副反应的靶器官及其恢复和发展情况，确定无毒反应剂量，为拟定人用安全剂量提供参考。
3.皮肤用药毒性试验
目的:观察动物完整皮肤及破损皮肤短时期接触受试物所产生的毒性反应。
4.粘膜用药的毒性试验
目的:观察动物跟睛接触受试物后所产生的刺激反应情况和恢复情况。
5.特殊毒性试验
根据《新药审批办法》及《有关中药部分的修订和补充规定冷各类型中药新药在特殊毒性实验方面应做项目如下:
1.一类新药必须进行特殊毒理研究。
2.保胎药与影响胎儿子代发育的药物，除按一般毒理学要求进行实验外，还应增做
生殖毒性试验。
3.其它类新药如在实验中发现有影响生殖或致癌的可疑性时，应补做相应的特殊毒性试验。
一、致突变试验
中药一类新药，除按药理、毒理学要求进行试验外，还需做基因突变试验，染色体畸变试验及动物微核试验。由于中药制剂有其特殊性，如含有生药粉的制剂，不溶物较多;或
因成分复杂，溶解度较差，以及pH等间题的研究，难以进行体外试验者，可只做体内试验。
(一)基因突变实验
基因突变试验的目的是反映受试物在基因水平上的致突变作用。主要方法有三种:其中微生物回复突变试验适合于化学纯度高的药物，较为常用;中药粗制品不宜做微生物回复突变试验，哺乳动物培养细胞突变试验适用于受试物本身具有抗微生物作用的药品;果蝇伴性隐性致死试验是整体动物的基因突变试验，准确性较高，在上述二法有某些阳性或可疑阳性时较为适用。
果蝇伴性隐性致死试验
1.果蝇:Oregon一R雄蝇等和Muller一5雌蝇。
2.给药途径:口服或其他接近临床用药的途径。
3.剂量:至少二个剂量。最高剂量为最大耐受剂量或产生某些毒性指征的剂量，通常以1 /2LD50为基准，低剂量为1 /4LD50，无毒物最大给药量可用最大耐受量。对照驭用溶剂及阳性对照。
4.试验:
(1)毒性试验:求出半数致死量。
(2)繁殖力试验观察受孕与不育情况。如有不育，可调低剂量。
(3)样本的大小:受试染色体总数实验和阴性对照组6000以上，阳性对照组300以上，观察给药的雄果蝇和处女蝇交配，每2一3天更新处女蝇，记录雌性子代的致死作用。
5.报告将数据列成表，包括受试染色体数，给药的和无生育力的雄性数，F2代培养群的数目，每一生殖细胞期检测的带有致死基因的染色体数。
6.判定:
(1)一支培养管中，F:代合计有2(i只以上雌、雄蝇而末发现有野生型红眼雄蝇者
为阳性:反之，有2只以上雄蝇者为阴性。
(2)在一支培养管中，F:代雌、雄蝇合计少于}a只，或只有一只红眼雄蝇者为可
疑，需观察F3代。
(3)仅存雌、雄蝇亲本而无仔蝇者为不育。
7，统计处理及评价:
致死突变率% = 致死管数/ 受试染色体数×100%
(1)致死突变率大于自发突变率的2倍并有剂量反应关系时记为阳性。
(2)或将给药组与对照组的致死突变率进行比较，如对照组与给药组的突变总数小
于1}},按}astenbaum -Bowman方法统计，总数大于iaa按}z统计。
(二)染色体畸变试验
染色体畸变试验的目的是反映受试物在染色体水平上的致突变作用，其中培养细胞
染色体畸变试验是体外实验，对受试物的纯度及理化性质要求较高，而精原细胞染色体
畸变试验及啮齿动物显性致死实验均为体内实验，前者需用小鼠数较少，实验周性较短，后者虽然工作量较大，但同时可获得受孕率，死胎数，含死胎孕鼠百分率等较多信息.
啮齿类动物显性致死试验:
1甲动物;性成熟小鼠。每组至少15只雄鼠，孕鼠20只以上。
2.剂量:一般采用3个剂量。受试物的最高剂量应导致毒性症状或减少繁殖力，低毒物最大剂量可用最大耐受量对照用溶剂及阳性对照。
3.给药途径与方法尽可能和临床拟用途径相同。一般采用一天一次，连续五天给药或其它适宜的给药方式。
4.交配方法:
3.骨髓采样时间:通过预试，在12-72h不同时间内，取5个作用点，找出合适采样时间，如无差别一般采用24h采样。
4.剂量及剂量级:至少采用3个剂量，最高剂量以1/2LD50或最大耐受量为基准，否则应说明选定剂量的理由。对照组:用溶媒及阳性对照。
5.标本制作:取骨髓、涂片、Giernsa或叮吮橙荧光染色镜检:每只动物至少计数100个多染红细胞，Giemsa染色，观察其微核出现的频度及多染红细胞和正常红细胞的比率。吖啶橙荧光染色，则直接观察微核出现的频度。
6.判定:(1)受试物所诱发的微核率的增加与剂量相关;(2)某一测试点微核增加
呈现可重复的并有统计学意义的增加;符合上述一条即可判为阳性。
注:1.对Giemsa染色中获得可疑阳性或弱阳性结果的药物，必须用芡光染色以进一步肯定或否定阳性结果。
2，不易通过骨翻屏障的药物，可补充用哺乳动物胎肝细胞微核试验进一步研究。
3.如遇阳性或可疑阳性时，可选择DDS试验或SOS显色试验进行试验。
参考《中药新药研究指南》、《中药新药药理毒理研究技术要求》和《中药、天然药物长期毒性研究技术指导原则》
实验一、毒理学实验方法 [实验目的] 通过实验，掌握实验动物的一般操作技术。 [实验材料] 实验动物：昆明种小鼠 实验器材：灌胃器、手术剪等。 [操作方法] 1.实验动物物种的选择 选择的基本原则是：选择对受试物在代谢、生物化学等与人最接近；自然寿命不太长；易于饲养和操作；经济易获得。 2. 实验动物的被毛去除方法 (1)拔毛法将动物固定后，将所需部位的被毛拔去即可。 (2)剪毛法将动物固定后，用手术剪紧贴动物皮肤将所需部位的被毛剪去。 3. 实验动物的处死方法 颈椎脱臼法：一只手用力住下按住鼠头，另一只手抓住鼠尾，用颈稍向后上方一拉，使之颈椎脱曰动物立即死亡。 空气拴塞法；急性大失血法和吸入法致死。 实验二动物染毒方法 [实验目的] 通过实验，掌握实验动物的一般染毒方法。 [实验材料] 实验动物：昆明种小鼠 实验器材：灌胃器、注射器、手术剪等。 三、实验方法 1 灌胃：将受试物配制成溶液或混悬液，以注射器经导管注入胃内。经口多次染毒，一般不禁食，但应每日定时染毒。 2 口服法染毒：将受试物掺入动物饲料或饮水中供实验动物自行摄入。实验动物以食物消耗量计算其实际染毒剂量。 3 经呼吸道染毒 I 静式吸入染毒：将一定数量的啮齿类动物放在密闭的染毒柜中，加入易挥发的液态受试物或气态受试物使成一定浓度。受试物浓度，以mg/m3表示。 II 动式吸入染毒：由染毒柜、机械通风系统和配气系统三部分构成 动式吸入染毒柜中受试物的浓度应实际监测。 4 经皮肤染毒经皮肤染毒的目的有两种。一种是经皮染毒毒性试验，如经皮LD50测定常用大鼠。另一种是皮肤刺激和致敏试验。 试验前用机械法或化学法脱毛。于脱毛后24小时涂抹一定量受试物，盖上一层塑料薄膜，接触规定的时间。 4. 注射染毒 注射用药品，应以注射途径染毒，对大小鼠可用静脉注射，对非啮齿类可模拟临床用药途径，如狗可用后肢隐静脉注射，而啮齿类的尾静脉和肌肉注射难以多次染毒，必要时可改为皮下注射。 注射染毒，应调整受试物的pH及渗透压，pH应5～8，最好是等渗溶液，动物对高渗的耐受力比低渗强。静脉注射应控制速度，大鼠尾静脉注射最好控制在10秒以上。腹腔注射在遗传毒理学实验中有时也用，但在致畸试验、肝UDS研究不应该用腹腔注射，以避免可能的损伤和局部高浓度对靶器官的影响。
青海大学生态环境工 程学院 环境毒理学实验报告 科目：环境毒理学 姓名：田成龙 学号：1200602036
实验一动物试验的一般操作技术 一、目的与要求 毒理学的许多试验研究，主要通过动物实验来进行。而实验过程中技术及生物材料的收集是否恰当，直接影响实验结果的质量。因此，毒理学实验工作者必须正确地掌握动物实验中的一般操作技术，这是保证试验工作成功的基本条件之一。本实验要求掌握动物的捉拿、固定、麻醉、编号、采血、处死方法和解剖检查。 二、实验内容和方法 （一）实验动物的捉拿和固定方法 1、小鼠：捉拿时先用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，在其向前爬行时，右手向后拉尾，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤，将其固定于左手手心中，拉直四肢并用左手无名指压紧尾和后肢，右手即可作注射或其他实验操作。取尾血及尾静脉注射时，可将小鼠固定在金属或木制的固定器上。 2、大鼠：大鼠抓取方法基本同小鼠，抓大鼠时若操作者不熟练，或者大鼠特别凶猛，操作者最好戴上防护手套(帆布或硬皮质均可)。如若是灌胃、腹腔注射、肌肉和皮下注射时，可采用与小鼠相同的手法，即拇、食指捏住鼠的耳朵及头颈皮肤，余下三指紧捏住背部皮肤，置于掌心中，调整大鼠在手中的姿势后即可操作。 3、豚鼠：豚鼠性情温和，胆小易惊，一般不易伤人，抓取时，先用手掌扣住豚鼠背部，抓住其肩胛上方，拇、食指环握颈部，另一
只手托住臀部。如果在实验时豚鼠频繁挣扎，不宜采用此方法，因为操作者的拇、食指会随动物的挣扎越抓越紧而引起豚鼠窒息。另外，有时可用纱布将豚鼠头部轻轻盖住，操作人员轻扶住其背部或者让其头部钻到实验人员的臂下，然后进行实验操作。 4、家兔：一手抓住兔颈部的被毛与皮肤，另一手托其臀部或腹部，使其躯干的重量大部分集中在手上。 (二)实验动物的编号、标记和去毛方法 1、编号和标记方法：在动物实验中，为了使实验动物个体间或组间区别开来，便于对每个实验动物的反应情况进行观察，必须对实验动物进行编号、标记。标记的方法很多，但基本原则是：号码清楚、耐久、简便、易认和适用。 （1）临时性标记： 染色法：染色法是用化学剂在动物身体明显部位如被毛、四肢等处进行涂染，或用不同颜色等来区别各组动物，是实验室最常用、最容易掌握的方法。常用的标记溶液有：①3％-5％苦味酸溶液（黄色）； ②0.5％中性红或品红溶液（红色）；③2％硝酸银溶液，(咖啡色，涂后需光照10min)；④煤焦油酒精溶液（黑色）；⑤龙胆紫溶液（紫色）。 涂漆或贴胶布：用油漆在动物角或体表涂漆进行标记，或用胶布贴在动物腿或翅上进行标记，也都是效果较好的临时性标记方法。 （2）半永久性标记： 挂牌法：挂牌法可用来标记多种动物，并多数将塑料、铝或钢片制成的牌固定在实验动物耳朵内侧面上作为标记。一般用于兔、豚鼠
毒理学实验 毒理学实验是一项重要的科学研究方法，用于评估化学物质对生物体的毒性。通过实验可以了解化学物质对人体的潜在危害以及其对环境的影响，从而制定相应的防护措施和规定。本文将介绍毒理学实验的基本原理、常见的实验设计和评估方法，并探讨其在毒理学研究中的应用。 毒理学实验的基本原理： 毒理学实验是通过将动物或细胞系统暴露于不同剂量的化学物质中，观察其对生物体造成的伤害和影响来评估其毒性。实验中通常包括急性毒性、亚慢性毒性和慢性毒性等不同类型的实验。 常见的实验设计： 1.急性毒性实验：该实验通过口服、注射或吸入等途径将化学物质暴露给动物，观察其可能导致的突发反应和致死效应。实验通常在短时间内完成，并根据动物的反应判断化学物质的急性毒性。
2.亚慢性毒性实验：该实验通过连续或间歇地将化学物质暴露给动物一段较长时间，观察其对生物体各个器官和系统的影响。实验通常持续几周或几个月，并通过检测血液生化指标、器官病变和行为变化等来评估化学物质的亚慢性毒性。 3.慢性毒性实验：该实验通过长期暴露动物或细胞系统于化学物质，观察其对生物体的长期影响。实验通常持续数月至数年，并通过观察癌症发生率、器官功能变化等来评估化学物质的慢性毒性。 评估方法： 1. LD50（半致死量）：通过给动物不同剂量的化学物质，观察其在一定时间内造成50%动物死亡的剂量，从而评估其急性毒性。 2.组织病理学：通过组织切片和显微镜观察，评估化学物质对动物器官和组织结构的病变情况。 3.血液生化指标：通过检测动物体内的生物标志物，如肝功能指标、肾功能指标等，评估化学物质对生物体各个系统的影响。 4.外部观察和行为测定：通过观察动物的外貌和行为变化，评估化学物质对其行为、神经系统的影响。
湖北毒理实验步骤 一、背景介绍 湖北毒理实验是一项重要的化学实验，旨在测试不同化学物质对生物体的毒性和安全性。该实验通常在化学课程中进行，以帮助学生了解化学物质对人类和环境的影响。 二、实验材料 1. 不同浓度的化学物质（例如盐酸、氢氧化钠等） 2. 实验动物（例如小白鼠或小鸟） 3. 实验设备（例如试管、滴定管、显微镜等） 三、实验步骤 1. 准备实验动物：将小白鼠或小鸟放入适当大小的笼子中，并给予足够的食物和水。 2. 准备实验样品：制备不同浓度的化学物质溶液，通常使用盐酸和氢氧化钠作为测试样品。 3. 给动物注射样品：将不同浓度的样品注射到动物体内。每个组应包括至少三个动物，以确保结果准确可靠。 4. 观察动物反应：观察动物在注射后是否出现异常反应，如呕吐、疲惫等。如果有异常反应，则必须立即停止实验并给予治疗。 5. 收集数据：记录每个组的动物的反应，并计算出每个组的平均反应
时间和死亡率。 6. 分析数据：根据收集到的数据，分析不同浓度的化学物质对动物的 毒性和安全性。 四、实验注意事项 1. 实验过程中必须佩戴适当的防护设备，如手套、护目镜等。 2. 操作化学品时必须小心谨慎，避免溅出或吸入有害气体。 3. 实验动物必须得到妥善照顾，确保其健康和福利。 4. 实验结束后，必须正确处理化学废弃物和实验动物遗体。 五、实验结果分析 1. 根据收集到的数据，可以绘制出不同浓度样品对动物反应时间和死 亡率的图表。 2. 通过分析图表，可以确定不同浓度样品对动物毒性和安全性的影响。例如，在低浓度下，样品可能只会引起轻微反应；而在高浓度下，则 可能导致严重伤害或死亡。 六、实验意义 湖北毒理实验是一项重要的化学实验，可以帮助人们了解化学物质对 生物体的毒性和安全性。通过该实验，人们可以更好地理解化学品的 使用和处理方法，以确保人类和环境的健康和安全。
药物毒性试验指标 1.急性毒性试验 一、半数致死量（LD50）的测定 (一)目的:观察受试物一次给予动物后，所产生的毒性反应和死亡情况。 (二)动物分组和剂量 1.动物:一般用小白鼠8周龄，体重18---22g(同次试验体重相差不超过2g)大白鼠6~8周龄，体重120--150g，同次试验体重相差不超过10g。 2.受试物:溶于水的做成溶液，不溶于水的做成混悬液. (三)试验方法 1.剂量:一般选用3一5个剂量，各剂量间剂距根据受试物情况和预试结果而定。 2.给药途径和容积: 给药途径:应与临床试验的途径相一致。口服药物应灌胃给药，一、二类新药应采用两种途径给药，其中一种应为推荐临床研究的给药途径。水溶性好的药物还应测定静脉给药的急性毒性。 给药容积:小白鼠禁食(12~16小时)，不禁水，按体重计算:灌胃(ig)不超过0. 4ml/ 10g体重。大白鼠禁食(12~16小时)，不禁水、灌胃(ig)，不超过3ml/只。 3.测定LD50:将动物按体重随机分组，每组至少10只(雌雄各半)。给受试物后立即观察动物反应情况，每天观察一次连续观察七天。详细逐天记录动物毒性反应情况及死亡分布，并用适当的统计学方法(申报时应说明方法名称)计算出LD50值及95%可信限。 4.观察毒性反应:给受试物后应严密观察反应情况，并记录动物的外观、行为活动、精神状态、食欲(饲料消耗量)、大、小便及其颜色、被毛、肤色、呼吸、鼻、眼、口腔有无异常分泌物，体重变化以及死亡等情况。死亡动物应及时进行尸检，发现病变器官应做病理组织学检查。 若发现中毒反应或死亡率一与动物的性别有明显相关时，则应选择性别敏感的动物进行复试。 (四)试验报告和结果评价 应详细具体，包括试验日期、动物的规格、性别、数量、受试物来源及含量、试验方法。LD50值及其95%可信限，以及各剂量组的死亡率，或最大耐受量的值及其相当于临床剂量的倍数.详细报告实验过程中动物出现的中毒表现及致死症状，综合评价受试物毒性大小。二、最大耐受量（MTD）的测定 方法:受试物可用临床试验的给药途径，以动物能耐受的最大浓度，最大容积的剂量一次或一日内2~3次给予动物(小白鼠至少20只，雌雄各半)。连续观察七天，记录动物反应情况，以不产生死亡的最大剂量为最大耐受量。计算出总给予药量g/Kg(合生药量g/Kg表示)，推算出相当于临床用药量的倍数。 测定最大耐受量，同样也应严密观察动物毒性反应情况，要求与观察单次给药的毒 性反应相同。
毒理学总结 第一章绪论 食品毒理学：研究食品中外源化学物的性质、来源与形成，它们的不良作用与可能的有益作用及其机制，并确定这些物质的安全限量和评定食品的安全性的科学。 主要研究对象：有毒有害物质（化学性污染、生物性污染、食品包装材料、食品添加剂等）、新资源食品、保健食品、转基因食品和食品中天然成分。 主要任务：研究食品中化学物质在体内的代谢动力学和毒性作用，是评价食品的安全性、制定相关食品卫生标准的基础。 主要研究方法：动物体内试验、体外试验、人体试验、流行病学研究、化学分析、风险评估和安全限量制定 第二章食品毒理学基础 1、毒物：一定条件下，较小剂量进入机体就能干扰正常的生化过程或生理功能，引起暂时或永久性的病理改变，甚至危及生命的化学物质 2、毒性、毒性分级： 毒性：外源化学物与机体接触或进入体内的易感部位后，能引起损害作用的相对能力。
3、毒性作用：外源化学物引起机体发生生理生化机能异常或组织结构病理变化的反应。 ⏹毒性作用分类：（1）变态反应、（2）特异体质反应 (3) 速发与迟发性 作用 (4) 局部与全身作用 (5) 可逆与不可逆作用 (6)功能、形态损伤作用 4、生物学标志，种类 生物学标志是指针对通过生物学屏障进入组织或体液的化学物质及其代谢产 物以及它们所引起的生物学效应而采用的检测指标。背 ⏹分为： 接触生物学标志、效应生物学标志、易感性生物学标志 毒物举例： 有机磷农药对胆碱酯酶有抑制作用； 苯可抑制造血功能，导致贫血； 强酸、强碱可引起局部的皮肤粘膜的灼伤等 Alt：丙氨酸氨基转移酶 ast：天门冬氨酸氨基转移酶 ⏹1、效应和反应的区别： 效应(effect)——涉及个体，量反应。可用一定计量单位表示其强度。 反应(response)——涉及群体，质反应。百分率或比值表示
食品毒理学实验报告 篇一：毒理学实验指导 《食品毒理学》实验指导 实验一半衰期的测定-比色法测定水杨酸钠的血浆半衰期 实验二兔血液红细胞计数 实验三四氯化碳对家兔肝脏谷丙转氨酶(GPT)和谷草转氨酶 (GOT)的影响实验 所需实验仪器：电子天平、水浴锅、pH计（试纸）、显微镜、分光光度计、离心机、 一次性注射器。 实验一半衰期的测定-比色法测定水杨酸钠的血浆半衰期 一、原理、目的 药物血浆半(转载自：.iaocaOfaNWen. 小草范文网:食品毒理学实验报告)衰期t1/2即血浆药物浓度下降一半所需的时间。绝大多数药物是按一级动力学规律消除（恒比消除），因此每种药物都有固定的t1/2，不因血浆浓度高低而改变。本实验用分光光度法测定水杨酸钠的血浆浓度并计算t1/2。水杨酸钠为抗炎药，经肝代谢，在酸性环境中与三氯化铁生成一种紫色的络合物，在520nm波长下比色，其光密度与水杨酸浓度成正比。 通过测定水杨酸钠的血浆半衰期，使学生了解水杨酸钠在体内的消除速度，并掌握其血浆半衰期的测定方法。半衰期是判断毒物蓄积程度的重要参数，对中毒和解毒有一定的实践意义。 二、试剂、器材及动物 离心管、试管、磅秤、玻璃棒、注射器、吸管、离心机、721型分光光度计；三氯醋酸、水杨酸钠、三氯化铁；兔。 三、方法步骤
1、取离心管和试管各5支，分别标为1~5号，备用。5支离心管各加入10％三氯醋酸7ml。 2、取兔1只，称体重，从耳静脉取血2ml置入1号离心管，用玻璃棒搅拌。然而自耳静脉注入10水杨酸钠 (剂量为150mg/kg)，并立即和60min后两次自另一耳静脉取血2ml，分别注入2、3号离心管中，搅拌。4、5号离心管分别加入蒸馏水和0.02水杨酸钠2ml。 3、取上述5支离心管进行离心 (2 000r/min，5min)，准确吸取上清液6ml 放入编号相对应的试管中，分别滴入10三氯化铁12滴(0.6m1)摇匀5min后比色。 4、用721型分光光度计520nm波长比色，以4号管调“0”，读得5号管光密度为，再以1号管调“0”，读得2号管为1，3号管为2，将上述操作归纳为下表： 水杨酸钠血浆半衰期的测定 试管名编号对照 立即 60min 空白标准 5、计算半衰期 ① 求k值：k=y/; y=0.02 ② 求水杨酸钠血浓度：给药后立即血浓度y1=k l；给药后60min血浓度 y2=k2 。 ③ 根据下列公式求半衰期： 1 2 3 4 5 三氯醋酸（ml） 7 7 7 7 7 兔血 0.02水杨酸钠蒸馏水（ml）（ml）（ml） 2 2 2 —— ———— 2 ——— 2 — 离心上清液三氯化铁（ml）（gtt） 6 6 6 6 6 12 12 12 12 12
毒理学动物实验基本操作 一，实验目的 1.了解动物实验是毒理学研究的重要手段之一 2.掌握小鼠动物实验的基本操作 二，实验器材 电子称，小鼠固定器，注射器，灌胃针，棉签，镊子，生理盐水，苦味酸。 三，实验内容 1.实验动物（小鼠、大鼠）性别鉴定： 性别鉴定依据：性器官与肛门的距离 2.实验动物抓取和固定。 3.大鼠和小鼠的称重和编号标记方法 大鼠均为250g 编号方法如图所示： 实验动物基本信息如下表： 编号性别类别体重/g 13 雌小鼠22.63 27 雄小鼠23.92 56 雌小鼠22.78 7 雄大鼠250.00 18 雌大鼠250.00 124 雄大鼠250.00 179 雄大鼠250.00 4 .大鼠和小鼠的灌胃给药方法： 灌胃时灌胃针按在注射器上，吸入药液。左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，沿咽喉壁徐徐插入食道。动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。常用灌胃量：小鼠0.2ml，大鼠1ml。 5. 小鼠腹腔注射给药：
左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左下腹部刺入皮下，使针头向前推0.5~1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液。 6. 小鼠尾静脉注射给药： 操作时，应将小鼠头部用棉手套盖住，用酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头与尾部平行的角度进针，开始注射时少量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，便可进行注射。 7. 处死方法（股动脉放血）：各组留取全血5 ml备用（15 ml离心管，加抗凝剂） 方法是：将老鼠固定于固定架上，剪开腹股沟处皮肤，即可看到股静脉，剪开此静脉用15ml离心管采血即可。大鼠可采8ml血。 8. 处死方法（颈椎脱臼） 方法是：右手抓住鼠尾用力向后拉，同时左手拇指与食指用力按住鼠头，鼠便立即死亡。 9.解剖，识别以下脏器：胸腺、心、肝、脾、肺、肾、肾上腺、睾丸、附睾或子宫、卵巢，并称重，计算各脏器的脏器系数：胸腺、心、肝、脾、肺、肾、肾上腺、睾丸、附睾或子宫、卵巢。脏器系数=（脏器/体重）×100 ， 本组只解剖了7号大鼠（雄） 脏器重量及脏器系数如下表： 脏器重量/g 脏器系数 胸腺0.52 0.208 心脏 1.05 0.42% 肝脏9.95 3.98% 肺0.92 0.37% 肾*2 2.16 1.73% 脾0.53 0.21% 肾上腺0.06 0.05% 睾丸 2.15 1.72% 附睾*2 0.26 0.21% 习题：
药学毒理学实验操作指南 引言： 药学毒理学是一门研究药物对生物体产生的毒性效应的学科，对于药物的研发和安全性评价具有重要意义。在进行药学毒理学实验时，正确的操作方法和技巧是确保实验结果准确可靠的关键。本文将为您提供一份药学毒理学实验操作指南，帮助您顺利进行实验。 一、实验前准备 在进行药学毒理学实验之前，必须进行充分的实验前准备工作，包括实验室设备和试剂的准备、动物的选择和饲养等。 1. 实验室设备和试剂准备： 确保实验室设备完好无损，并根据实验需求准备好所需的试剂和溶剂。试剂的纯度和浓度应符合实验要求，避免使用过期的试剂。 2. 动物的选择和饲养： 根据实验的需要，选择适合的实验动物，并进行合理的饲养。动物应处于良好的健康状态，饲养环境应符合动物福利要求。 二、实验操作步骤 在进行药学毒理学实验时，应按照一定的操作步骤进行，确保实验的准确性和可重复性。 1. 毒性试验的选择：
根据实验目的和要求，选择适当的毒性试验方法。常用的毒性试验包括急性毒 性试验、亚急性毒性试验和慢性毒性试验等。根据实验室条件和资源限制，选择合适的试验方法。 2. 实验组织和分组： 根据实验设计，将实验动物随机分为实验组和对照组。实验组接受药物处理， 对照组接受相同条件下的安慰剂处理或无处理。 3. 药物给药： 根据实验要求，选择适当的给药途径和剂量。常用的给药途径包括口服、皮下 注射、静脉注射等。给药剂量应根据动物体重和药物的生理活性确定，并进行适当的计算和调整。 4. 毒性指标的测定： 根据实验目的，选择合适的毒性指标进行测定。常用的毒性指标包括生理指标、生化指标和组织病理学指标等。测定前，应确保测定方法的准确性和可靠性。 5. 数据分析和结果解读： 根据实验数据，进行统计学分析和结果解读。常用的数据分析方法包括方差分析、t检验和相关分析等。结果解读应结合实验设计和实验目的，进行科学和客观 的分析。 三、实验安全和伦理要求 在进行药学毒理学实验时，必须严格遵守实验安全和伦理要求，确保实验过程 的安全和合法性。 1. 实验安全：
实验一实验动物的一般操作技术 一、实验目的 学习食品毒理学试验中有关动物试验的基本操作技术，掌握实验动物的选择，性别鉴定，抓取方法，标记方法，染毒方法，生物材料采集和实验动物处死等技术。 二、试剂、器材及动物 苦味酸酒精饱和溶液、美蓝溶液、0.9％的NaCl溶液 托盘天平、电子天平、棉签、1mL注射器、灌胃器、烧杯、容量瓶、定量取血管、玻璃毛细管、鼠笼 昆明种小鼠 三、操作方法 （一）实验动物的选择 食品毒理学研究中，无论应用何种种属、品系的实验动物，都必须是健康动物。动物的选择，应重点检查下述项目。 1.外观体形丰满，被毛浓密光顺，行动敏捷，反应灵活。 2.眼睛明亮，瞳孔清晰，双侧等圆，眼内无分泌物，眼睑无肿胀、发红。 3.耳耳道无分泌物溢出，耳壳无脓疮、糜烂。 4.鼻无喷嚏，无浆性黏液分泌物。 5.皮肤无创伤、脓疮、疥癣、湿疹。 6.头颈部姿势端正。颈项歪斜提示可能存在内耳疾患，不能用于实验。 7.消化道无呕吐、便秘、腹泻，粪便成形，肛门附近被毛洁净。 8.神经系统无震颤、麻痹、运动失调，如有转圈运动或倒提时呈圆圈摆动，不能用于实验。 9.四肢及尾四肢、趾及尾无红肿、溃疡。 10.食欲及营养良好 （二）实验动物的性别鉴定 1.大鼠、小鼠主要观察肛门与生殖孔的间距，雄性间距大，而雌性间距小；雄鼠夏天或卧位可见睾丸，雌鼠腹部有明显乳头，大鼠6对，小鼠5对。 （三）实验动物的抓取和固定 实验前应了解动物的一般习性，正确抓取和固定动物，既要大胆，又要细心。 1. 小鼠的抓取方法先用右手抓取鼠尾部提起，置于实验台上向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓取小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手手心中，以无名指按住鼠尾
实习一实验动物的一般操作技术 一、目的和意义 毒理学研究需要用实验动物来进行各种实验，通过对动物的实验观察和分析来研究毒作用，获得毒物的毒性、剂量-反应关系、毒作用机制等方面的资料，因此动物实验是毒理学研究中重要的手段之一。 通过本次实习学习毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术，掌握实验动物的选择、动物抓取、染毒方法和生物材料的采集等技术。 二、内容 （一）健康动物的选择 无论选择哪种种属品系的动物进行实验，均要求选择健康的实验动物。健康动物检查时要求达到：外观体型丰满，被毛浓密有光泽、紧贴体表，眼睛明亮，行动迅速，反应灵活，食欲及营养状况良好。选择时重点检查以下项目： 1.眼睛明亮，瞳孔双侧等圆，无分泌物。 2.耳耳道无分泌物溢出，耳壳无脓疮。 3.鼻无喷嚏，无浆性粘液分泌物。 4.皮肤无创伤、无脓疮、疥癣、湿疹。 5.颈部要求颈项端正，如有歪斜提示可能存在内耳疾患，不应选作实验动物。 6.消化道无呕吐、腹泻，粪便成形，肛门附近被毛洁净。 7.神经系统无震颤、麻痹。若动物（大鼠、小鼠）出现圆圈动作或体位倒置呈圆圈摆动，应该放弃动物。 8.四肢及尾四肢、趾及尾无红肿及溃疡。 （二）实验动物的性别鉴定 动物性别不同对毒物的敏感性也不同，这可能与性激素、肝微粒体羟基化反应有关，也随受试物而异。因此，要根据实验要求选择性别，一般实验如对性别无特殊要求者，宜选用雌雄动物各半。 1.大鼠、小鼠主要依肛门与生殖孔间的距离区分，间距大者为雄性，小者为雌性。成年雄鼠卧位可见到睾丸，雌性在腹部可见乳头。 2.豚鼠用在一只手抓住豚鼠颈部，另一只手把开靠近生殖器孔的皮肤，雄性动物在圆孔中露出性器官的突起，雌性动物则显出三角形间隙，成年雌性豚鼠胸部有两个乳头。 3.家兔将家兔头轻轻夹在实验者左腋窝下，左手按住腰背部，右手拉开尾巴并将尾巴夹在中指和无名指中间，然后用拇指和食指稍稍把生殖器附近的皮肤扒开。雄兔即可见一圆孔中露出圆锥形稍向下弯曲的阴茎（但幼年雄兔看不到明显的阴茎，只能看到圆孔中有凸起
药物毒理学实验指导 南方医科大学药学院实验中心 二0一0年八月
目录实验一、药物急性毒性实验（LD50测定）实验二、急性肺损伤实验 实验三、药物免疫毒性试验 实验四、小鼠骨髓细胞微核试验 实验五、小鼠精子畸形实验 实验六、药物生殖毒性实验
实验一 急性毒性试验 ［盐酸二甲弗林（回苏灵）LD 50测定］ 一、实验目的 化学物急性毒性试验是研究化学物毒性效应的基本试验。本实验的目的是学习急性毒性试验的实验设计、实验原理和实验操作方法。 二、基本原理 选择健康的实验动物，根据体重按随机分组的方法，依据LD 50计算的设计原料则将动物分成数个染毒组。一次或24h 内多次给予受试物后，观察动物所产生的急性毒性反应及其严重程度，中毒死亡的情况等，根据各组动物死亡数计算半数致死量（LD 50）。据此分析受试物毒性反应与剂量的关系，并根据LD 50值对化学物进行毒性分级。 三、实验材料 1、器材 1ml 注射器、烧杯、电子天平、苦味酸、镊子、剪刀、酒精棉球等。 2、药品 0.4％回苏灵注射液（经预试验后按比例稀释）。 3、动物 健康成年小白鼠若干只，体重18-22g ，雌雄各半。 四、实验方法 1、预试验 （1）探索剂量范围：先找出100%与0%的致死量为实验的上下限剂量，即Dmax 和Dmin 。取动物若干，每4只一组，按估计量给药，如出现4/4死亡时，下一组剂量降低，当出现3/4死亡时，则上一剂量为Dmax ；如降低一剂量出现的死亡率2/4或1/4时，应考虑到4/4死亡剂量组在正式实验时可能出现死亡率低于70%，为慎重起见可将4/4死亡剂量乘以1.4倍，作为Dmax 。同法找出Dmin 。 （2）确定合适的剂量分组方案：组数（n ）以5-8组为宜，根据下面公式计算组间剂量公比r 。 r=1/ 1 min max/ n D D 各组剂量分别Dmax 、(Dmax) r 、(Dmax)r2、(Dmax)r3……。 2、正式试验 （1）动物的称重、编号和分组： 每组10只动物（雌雄各半），随机分组和用苦
食品毒理学实验报告 引言 食品毒理学是研究食品对人体健康的影响的学科，其中实验是评估食品毒性的 重要手段之一。本实验旨在通过对不同食品样品的毒性实验，评估其对人体的潜在危害。本文将逐步介绍实验的设计、步骤和结果，以及对实验结果的分析和讨论。 实验设计 为了评估不同食品样品的毒性，我们选择了常见的食品类别，包括蔬菜、水果、肉类和加工食品。每个类别中，我们选取了两种常见的食品样品作为实验对象。实验采用小鼠作为模型动物，将食品样品以不同剂量投喂给小鼠，并观察其行为、生理指标和组织病理学变化。 实验步骤 1.实验前准备：准备好实验所需的各种食品样品，确保其新鲜和无污染。 2.动物选取：随机选择一定数量的健康小鼠作为实验对象。 3.实验组设置：将小鼠分为不同实验组，每个实验组分别接受不同剂量 的食品样品。 4.实验操作：将食品样品按照设定剂量投喂给小鼠，记录每组小鼠的进 食情况。 5.观察记录：观察每组小鼠的行为变化，记录可能存在的异常反应和症 状。 6.体重测量：定期测量每组小鼠的体重变化，以评估食品样品对生长发 育的影响。 7.生理指标测定：定期采集小鼠的血液样本，测定血液生化指标，如血 红蛋白水平、肝功能指标等。 8.组织取样：在实验结束后，取出小鼠的组织标本，进行组织病理学分 析。 9.数据统计与分析：对实验结果进行统计学分析，比较不同组别之间的 差异。 实验结果 1.行为观察：根据观察记录，发现有两组小鼠在接受高剂量食品样品后 出现食欲不振、乏力等异常行为。 2.体重变化：高剂量食品样品组的小鼠体重增长较慢，与对照组相比存 在显著差异。
3.生理指标：高剂量食品样品组的小鼠血红蛋白水平降低，肝功能指标 异常升高，说明可能存在毒性反应。 4.组织病理学：高剂量食品样品组的小鼠组织中观察到炎症细胞浸润和 组织损伤等病理学变化。 结果分析与讨论 根据实验结果，高剂量的某些食品样品可能对小鼠的健康造成不利影响。食欲不振、乏力、体重增长缓慢等行为和生理指标的变化表明这些食品样品可能存在毒性。进一步的组织病理学分析也证实了这种毒性效应。 然而，需要注意的是，本实验是在实验动物模型上进行的，结果可能与人体的反应存在差异。因此，为了准确评估食品对人体健康的影响，还需要进行更多的研究，包括人体实验和流行病学调查等。 综上所述，本实验通过评估不同食品样品的毒性，揭示了食品对小鼠健康的潜在影响。这对于我们更好地理解食品对人体健康的影响，并制定相应的食品安全措施具有重要意义。 结论 本实验结果表明，高剂量的某些食品样品可能对小鼠的健康造成不利影响。这种毒性效应主要表现为行为异常、生理指标变化和组织病理学损伤。然而，由于实验动物模型与人体存在差异，进一步研究仍然需要进行，以更准确地评估食品对人体健康的影响。 参考文献 （在此处列出参考文献，格式按照学术期刊的要求编写） 注意：本文档仅为示例，实际的食品毒理学实验报告需要根据具体实验设计和结果进行编写。
《食品毒理学》实验动物一般操作技术及生物材料采集 一、实验目的和要求 毒理学研究需要用实验动物来进行各种实验，通过对动物的实验观察和分析来研究毒作用，获得毒物的毒性、剂量—反应关系、毒作用机制等方面的资料，因此动物实验是毒理学研究中重要的手段之一。 通过本次学习，熟悉并掌握毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术，掌握实验动物的选择、动物抓取、动物分组、采血及处死等技术。 二、主要仪器设备 实验动物：成年昆明系实验小鼠（SPF级别）。 器材：解剖剪刀、血色素吸管、干棉球、注射器、镊子、玻璃毛细管、电子分析天平、动物体重秤、酒精棉球、棉签、鼠笼、一次性手术手套、一次性口罩、注射器。 试剂：医用酒精、脱脂棉、苦味酸酒精饱和液。 三、实验内容 （一）健康动物的选择 无论选择哪种种属品系的动物进行实验，均要求选择健康的实验动物。健康动物检查时要求达到：外观体形丰满，被毛浓密有光泽、紧贴体表，眼睛明亮，行动迅速，反应灵活，食欲及营养状况良好。选择时重点检查以下几项：l．眼睛：明亮，瞳孔双侧等圆，无分泌物。
2．耳：耳道无分泌物溢出，耳壳无脓疮。 3．鼻：无喷嚏，无浆性粘液分泌物。 4．皮肤：无创伤、无脓疮、疥癣、湿疹。 5．颈部：要求颈项端正，如有歪斜提示可能存在内耳疾患，不应选作实验动物。 6．消化道：无呕吐、腹泻，粪便成形，肛门附近被毛洁净。 7．神经系统：无震颤、麻痹。若动物(大鼠、小鼠)出现圆圈动作或提尾倒置呈圆圈摆动，应放弃该动物。 8．四肢及尾：四肢、趾及尾无红肿及溃疡。 （二）实验动物的性别鉴定 小鼠：主要依据肛门与生殖孔间的距离区分，间距大者为雄鼠，小者为雌性。成年雄鼠卧位可见睾丸，雌性在腹部可见乳头。 （三）抓取方法 正确地抓取固定动物，是为了在不损害动物健康、不影响观察指标、并防止被动物咬伤的前提下，确保实验顺利进行， 小鼠的抓取方法：先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台上向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
毒理学上限指标 毒理学是研究毒物对生物体造成的有害效应及其机制的科学领域。在毒理学中，我们使用一系列的指标来评估和衡量毒物对生物体的毒性。这些指标主要包括LD50、NOAEL、LOAEL、ADI、TTC等。本文将对 这些指标进行详细介绍。 首先是LD50（半数致死量）。LD50是指一种毒物在特定时间内使 一组动物中一半个体死亡的剂量。它通常被用于评估急性毒性。LD50 值越低，说明毒物的急性毒性越高。毒物的急性毒性可以通过大量动 物试验来测定LD50值，也可以通过规定的预测模型进行估算。 NOAEL（无观察到不可逆效应水平）和LOAEL（最低观察到不可逆 效应水平）是评估慢性毒性的关键指标。NOAEL是在动物实验中未观察到不可逆效应的最高剂量，而LOAEL是最低观察到不可逆效应的最低 剂量。这些指标是确定安全剂量的基础，通常用于确定人类和动物对 毒物的接触水平。
ADI（每日容许摄入量）是指一个人一生中每天可以摄入的毒物量。ADI的计算通常基于NOAEL和一系列安全因子，如10倍安全因子等。ADI被用于评估食品添加剂、农药、兽药等物质的风险。 TTC（潜在毒性药理学阈值）是一种基于统计分析的风险评估方法，用于评估潜在致癌物质、基因毒性物质和非基因毒性物质的健康风险。TTC法根据化合物的临床药理数据，评估由摄入其残留量引起的慢性风险。TTC值一般是根据人的总体曝露水平进行估算的。 除了上述指标，毒理学还有许多其他重要的指标，例如EC50、 IC50、TC50、MIC等。EC50是指引起特定效应所需的半最大效应浓度 或剂量，通常用于评估某些物质的生物活性。IC50是抑制50%细胞増 殖或酶活性所需的药物或毒物浓度。TC50是指导致细胞毒性的半最大 毒性浓度或剂量。而MIC则是指抑制微生物生长或引起死亡所需的最 低浓度。 在毒理学研究中，这些指标的选择和运用对于合理评估毒物的风 险和制定相应的控制策略至关重要。根据这些指标，我们可以更好地 了解毒物对生物体的影响，并制定出相应的保护措施，保障人类和环 境的健康与安全。
完整word版,毒理学实验方案 编辑整理： 尊敬的读者朋友们： 这里是精品文档编辑中心，本文档内容是由我和我的同事精心编辑整理后发布的，发布之前我们对文中内容进行仔细校对，但是难免会有疏漏的地方，但是任然希望（完整word版,毒理学实验方案）的内容能够给您的工作和学习带来便利。同时也真诚的希望收到您的建议和反馈，这将是我们进步的源泉，前进的动力。 本文可编辑可修改，如果觉得对您有帮助请收藏以便随时查阅，最后祝您生活愉快业绩进步，以下为完整word版,毒理学实验方案的全部内容。
5—甲基水杨酸和水杨酸毒理性质研究实验方案 一、鱼类急性毒性实验—半数致死浓度（LC50）的测定 按照《GB/T 21281-2007 危险化学品鱼类急性毒性分级试验方法》进行 1。1实验鱼的选择和驯养 1。1.1实验鱼的选择 斑马鱼:斑马鱼是一种常见的热带淡水鱼，体型小，在较小空间内就可饲养大量斑马鱼(2L 的鱼缸中就可饲养10条左右）。斑马鱼世代周期短，繁殖率高，饲养管理廉价方便，饲养成本低，对水质的要求不高。因此斑马鱼长期以来被广泛用于胚胎学、发育生物学、毒理学和分子生物学等研究，被喻为理想的分子生物学和免疫学研究的脊椎动物模型，是四大模式生物之一,也是国际标准化组织(ISO）推荐使用的标准化鱼类毒性实验动物和我国国家环保部、化学农药环境安全评价准则指定的鱼类毒性实验鱼种之一。 拟从较近的位于沪闵路的闵行悠闲水族购得斑马鱼150条。同批、同种、同龄，大小均匀，体质健壮，个体全长以1.0～6。0 cm为宜,最大个体不可大于最小个体的50%。 1.1。2实验鱼的驯养 实验鱼用于试验之前,在与实验用水质、温度和光照相同的水中驯养7 d,以使鱼类适应实验室的生活环境,如水温、水质和光线等,且便于对实验鱼进行健康选择。 驯养期间,应每天换水、喂食1~2次，实验开始前24h停止喂食.密切检查鱼的健康状况,发现受伤、体色异常、消瘦、离群游泳、行动呆滞和拒食等现象，应及时除去。驯养开始48 h 后记录死亡率,死亡率小于5%方可用于实验。 1.2实验条件 实验用水（稀释水)：自来水，人工曝气或放置3 d以上脱氯.水的总硬度为10～250 mg/L （以CaCO3计),pH值为6.0~8。5。 实验容器：其他实验室的鱼缸三个，以及2L的烧杯四个,洗净后用曝气后的自来水涮洗.
食品卫生与毒理学实验教程宜宾学院2010-2011 学年度下期 08级4班食品科学与工程专业 实验分组：六小组，每组7～8人
实验一实验动物一般操作技术 一、实验目的 掌握实验动物体表检查、动物抓取和固定、性别鉴定、编号标记、随机分组、染毒、处死和解剖等技术。 二、实验器材 共用：透明胶带1卷、：3％苦味酸溶液（100 mL试剂瓶）、0.5％品红溶液（100 mL试剂瓶）、棉签1包（100支）、创可贴（20个）、标签纸5大张、灭菌生理盐水（100 mL）1瓶、 每组：长镊子1支、医用手套2双、记号笔1支、玻璃注射器（1 mL）1支、灌胃针1支、烧杯（50mL）1个、眼科剪1把、75％酒精（200mL）1瓶、一次性注射器（1mL，4号针头）1支 受试动物：小白鼠 三、实验内容与步骤 （一）实验动物的体表检查 1、发育状态：体格发育是否与年龄、品种相称，各部发育比例是否正常，有无畸形。 2、营养状态：丰满还是消瘦，检查时可用手抚摸实验动物背、腰部，营养良好时，背腰部厚实，皮肤弹性好。营养不良时，背腰部椎骨突出，肋骨明显。 3、精神状态：实验动物的自主活动、运动情况，对外界的反应（迟钝或亢进）、步态如何。 4、感觉器官：眼睛的瞳孔是否清晰等，有无分泌物，眼睑有无发炎及红肿，球结膜颜色变化，有否潮红、苍白、黄染或发绀。 5、呼吸系统： 呼吸动物如呼吸次数、节律、有无呼吸困难；上呼吸道检查如鼻腔分泌物多少、有无喷嚏和咳嗽；必要时可通过听诊检查肺部。 6、消化系统： 采食与饮水观察，包括食欲废绝、减退、亢进和异嗜，口腔黏膜颜色和气味。有无呕吐、腹泻、便秘，肛周有无污物，粪便数量、硬度、颜色、气味等。 7、被毛和皮肤： 检查皮肤颜色、温度、弹性、有无创伤、脓疡、疥癣、湿疹，毛发色泽、疏密、有无脱落。 （二）动物的抓取和固定 1、小白鼠 （1）抓取 双手法：用长镊子夹住鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，右手提起鼠尾，向后上方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。此时迅速用左手拇指和食指捏住小白鼠颈背部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿(图1)。 单手法：小白鼠置于笼盖上，先用左手食指与拇指抓住鼠尾，手掌尺侧及小指夹住尾根部，然后用左手拇指与食指捏住颈部皮肤。
∙食品添加剂的食品毒理学评价与食品安全性 ∙2010/1/3 16:55:37 ∙食品添加剂对于改善食品色香味，对于食品原料乃至成品的保质保鲜，对于提高食品的营养价值，对于食品加工工艺的改善以及新产品的开发等诸多方面，都发挥着极为积极的作用。由于食品工业的快速发展，食品添加剂已经成为现代食品工业的重要组成部分，并且已经成为食品工业技术进步和科技创新的重要推动力。 对食品添加剂的毒理学的评价是正确认识和安全使用食品添加剂的基础。 一．食品添加剂的基本概念 FAO／WHO在1962年所提出的食品添加剂的国际定义为：“国际食品标准计划中的食品添加剂，是指其本身通常不作为食品消费，也不作为通常食品的典型成分使用的物质，所以，不论有无营养价值，在食品的制造、加工、调制、处理、装填、包装、运输或保管的过程中，出于技术目的(包括调味、着色、赋香等)而有意识地添加到食品中的物质。这些物质本身或其副产物直接或间接地成为食品的一部分，或给食品的性质以影响，或者可以充分造成预结果。它们不包括污染物质或者是为了维持或改善食品营养价值的物质”。 根据《中华人民共和国食品卫生法》（1995年）的规定：食品添加剂是指“为改善食品品质和色、香、味，以及为防腐和加工工艺的需要而加入食品中的化学合成或者天然物质”；同时规定，“为增强营养成分而加入食品中的天然或人工合成的属于天然营养素范围的食品添加剂”称为“营养强化剂”。因此，营养强化剂显然也属于食品添加剂范畴。 在食品加工和原料处理过程中，为使之能够顺利进行，还有可能应用某些辅助物质。这些物质本身与食品无关，如助滤、澄清、润滑、脱膜、脱色、脱皮、提取溶剂和发酵用营养剂等，它们一般应在食品成品中除去而不应成为最终食品的成分，或仅有残留。对于这类物质特称之为食品加工助剂。 二．食品添加剂分类 根据GB12493-1990《食品添加剂分类和代码》规定，按其主要功能作用的不同分为：酸度调节剂、抗结剂、消泡剂、抗氧化剂、漂白剂、膨松剂、胶姆糖基础剂、着色剂、护色剂、乳化剂、酶制剂、增味剂、面粉处理剂、被膜剂、水分保持剂、营养强化剂、防腐剂、稳定和凝固剂、甜味剂、增稠剂和其它共21类。 因食品用香料品种太多单独列出，见GB/T 14156-1993《食品用香料分类与编码》。 GB2760《食品添加剂使用卫生标准》,按照食品添加剂的功能分类分为酸度调节剂、抗结剂、消泡剂、抗氧化剂、漂白剂、膨松剂、胶姆糖基础剂、着色剂、护色剂、乳化剂、酶制剂、增味剂、面粉处理剂、被膜剂、水分保持剂、营养强化剂、防腐剂、稳定和凝固剂、甜味剂、增稠剂、其他、香料共22类，并以附录
毒理学总结 第一章绪论 一、毒理学：研究所有外源因素对生物系统（livingsystems）的损害作用、生物学机制（biologicmechanisms）、安全性评价（safetyevaluation）与危险性分析（riskanalysis）的科学。 二、三个研究领域：描述毒理学（descriptivetoxicology）、机制毒理学（mechanistic）、管理毒理学（regulatory） 三、展望：A从高度综合到高度分化 B从整体动物实验到替代试验 C从阈剂量到基准剂量 D从构效关系到定量构效关系 E从传统毒理学到系统毒理学 F从危险度评定到危险度管理 四、毒理学实验方法： 1.动物实验。包括体内实验和体外实验，体内实验有一般毒性实验和特殊毒性实验，一般毒性实验根据染毒期限分为急性（24小时内一次或多次染毒）、亚急性（在一个月或短于一个月的重复染毒）、亚慢性（一个月至三个月的重复染毒）、慢性（三个月以上重复染毒）。*重复染毒引起毒作用的关键因素是暴露频率而非暴露期限。特殊毒性实验为致突变、致癌和致畸实验 2.人体观察 3．流行病学调查 第二章基本概念 1.毒物：在一定条件下，以较小剂量进入机体就能干扰正常的生化过程或生理功能，引起暂时或永久性的病理改变，甚至危及生命的化学物质。毒物可分为九类 2.毒性：化学物质引起机体有害作用的固有能力。其影响因素：接触剂量、方式、途径、时间、速率、频率、物质本身的化学和物理性质
3.毒性作用：影响机体行为的生物化学改变，功能紊乱或病理损伤，或降低对外界环境应激的反应能力。又称毒效应，损害作用。 4.毒作用分类：A速发作用和迟发作用 速发作用：机体与化学毒物接触后在短时间内发现的毒效应 迟发作用：机体与化学毒物接触后，经过一定的时间间隔才表现的毒效应。 B局部与全身作用 局部作用：发生在化学毒物与机体直接接触部位处的损伤作用 全身作用：化学毒物吸收入血后，经分布过程达到体内其他器官（靶器官）所引起的毒效应。（靶器官：多数引起全身作用的化学毒物并非引起所有组织器官的损害，其作用点往往只限于一个或几个组织器官，这样的器官称靶器官） C可逆与不可逆作用 可逆作用：停止接触化学毒物后，损伤可以逐渐恢复 不可逆作用：停止接触化学毒物后，损伤不能恢复，甚至进一步发展加重。是否可逆取决于被损伤组织的再生能力 D过敏反应（变态反应） E特异体质反应 F高敏感性 G高耐受性 5危险度：一种物质在具体的解除条件下，对机体造成损害可能性的定量估计。一般根据化学毒物对机体造成损害的能力和与机体的可能接触的程度，以定量的概念进行估计并用预期频率表示。 6生物学标志：针对通过生物学屏障进入组织或体液的化学物质及其代谢产物、以及它们引起的生物学效应而采用的检测指标，可分为接触生物学标志、效应生物学标志和易感性生物学标志。接触生物学标志又分为体内剂量标志和生物效应剂量标志。 7给予剂量，潜在剂量：机体实际摄入、吸入或应用与皮肤的外源化学物的量。 应用剂量：直接与机体的吸收屏障接触的可供吸收的量。