常用实验动物的注射量和使用针头规格

试验动物给药途径和方法第三节试验动物给药途径和办法在动物试验中，为了观看药物对机能功能、代谢及形态引起的变化，常需将药物注入动物体内。

给药的途径和办法是多种多样的，可按照试验目的、试验动物种类和药物剂型等状况确定。

一、皮下注射注射时以左手拇指和食指提起皮肤，将连有5（1/2）号针头的注射器刺入皮下。

皮下注射部位普通狗、猫多在大腿外侧，豚鼠在后大腿的内侧或小腹部；大白鼠可在侧下腹部。

兔在背部或耳根部注射。

蛙可在脊背部淋巴腔注射。

二、皮内注射皮内注射时需将注射的局部脱去被毛，消毒后，用左手拇指和食指按住皮肤并使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连4(1/2)细针头，紧贴皮肤表层刺入皮内，然后再向上挑起并再稍刺入，即可注射药液，此时可见皮肤表面鼓起一白群小皮丘。

三、肌肉注射肌肉注射应选肌肉发达，无大血管通过的部位，普通多选臀部。

注射时垂直快速刺入肌肉，回抽针栓如无回血，即可举行注射。

给小白鼠、大白鼠等小动物作肌肉注射时，用左手抓住鼠两耳和头部皮肤，右手取连有5（1/2）针头的注射器，将针头刺入大腿外侧肌肉，将药液注入。

四、腹腔注射用大、小白鼠做试验时，以左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左（或右）下腹部刺入皮下，使针头向前推 0.5～1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，徐徐注入药液（图2-5），为避开伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹。

若试验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。

图2-5小鼠腹腔注射办法五、静脉注射（一）兔兔耳部血管分布清楚。

兔耳中心为动脉，耳外缘为静脉。

内缘静脉深不易固定，故不用。

外缘静脉表浅易固定，常用。

先拔去注射部位的被毛，用手指弹动或轻揉兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近端，拇指绷紧静脉的远端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器连6号针头尽量从静脉的远端刺入，移动拇指于针头上以固定针头，敞开食指。

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3.耳孔法 专用打孔机,兔耳打一小孔. 用滑石 粉抹在打孔局部防止孔口愈合。
(三)犬 将号码打在金属牌上,固定在犬颈的链条上。也 可在犬右前背部的皮毛上剪出号码。此法编号清 楚、可靠,便于观察。
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第三节
实验动物被毛的去除方法
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有些操作需要去除动物局部的被毛.去除的方法 有机械法、化学法和拔毛法。机械法又分剪毛法 和剃毛法, 前者需用弯头手术剪,后者需剃毛刀或 电动剃刀。化学法需预先准备好脱毛剂。
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第二节
实验动物随机分组、编号及标记
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在实验中为了观察各个动物的情况,实验前必 须对实验动物进行随机分组并编号、标记,使实验 者能识别每一只动物。
一、随机分组方法 实验设计的基本原则：随机、对照、重复等, 主要是统计学设计问题，将在开设的“实验药 理学”课程中讲述, 这里只简要介绍随机分组 和对照的基本概念。
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1.盐酸普鲁卡因 盐酸普鲁卡因(procaine),安 全,显效快,但失效也快。注射后1~3min 内产生 麻醉,可维持30~45 min。其副作用是在大量药 物被吸收后, 表现出中枢神经系统先兴奋后抑制。 此种副作用可用巴比妥类药物预防。
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2. 丁卡因 丁卡因（dicain）局部麻醉效力比普 鲁卡因强10倍, 吸收的毒性作用也相应增强, 能穿 透粘膜, 作用迅速, 1~3 min发生作用, 持续60~90 min。
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麻醉
局部麻醉 全身麻醉
气体吸入 注射麻醉
麻醉方式、麻醉剂及麻醉剂量的选用,依 实验目的、动物种类、年龄和动物健康状 况不同而异(表3-1)。
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一、全身麻醉
(一)气体吸入法 多选用乙醚，其优点是安全范围大，肌肉能 完全松驰，对肝和肾毒性小，麻醉的诱导期和苏 醒期较长，但副作用是对呼吸道黏膜刺激性强， 胃肠道反应发生率较高。

一、经口给药有口服与灌胃两种方法。

口服法可将药物放入饲料或溶于饮水中，使动物自行摄取。

为保证剂量准确，应使用灌胃法，适用于小白鼠、大白鼠及家兔等动物。

小鼠、大鼠（或豚鼠）灌胃时将灌胃针安在注射器上，吸入药液。

左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，用灌胃针管压其上腭，使口腔和食道成一条直线，再沿咽后壁徐徐插入食管。

针插动物实验基本操作入时应无阻力。

若感到阻力或动物挣扎时，应拔出重插，以免损伤或穿破食管以及误入气管（图9-12）。

一般当灌胃针插入小鼠3～4cm，大鼠或豚鼠4～6cm后可将药物注入。

常用的灌胃量小鼠为0.2～1ml，大鼠1～4ml，豚鼠为1～5ml。

二、腹腔注射常用于大鼠或小鼠给药。

用左手捕捉固定动物，使腹部向上，鼠头略低于尾部，右手将注射针头自下腹部靠近腹白线的两侧刺入皮下，使针头向前推0.5～1.0cm，再以45°角穿过腹肌，缓缓注入药液。

为避免伤及内脏，可使动物处于头低位，使内脏移向上腹（图9-15）。

若实验动物为家兔，进针部位为下腹部的腹白线离开1cm处。

三、毛细管法小鼠内眦取血（眼眶静脉丛采血）左手拇指及食指紧紧握住小鼠颈部，压迫颈部两侧使眶后静脉丛充血，但用力要恰当，防止动物窒息死亡。

右手持玻璃毛细管从右眼或左眼以45度角插入结膜，再轻轻向眼底部方向刺入，刺入深度为2-3mm，轻轻旋转毛细管以划破静脉丛，让血液顺毛细管流出，接收入事先准备的容器中。

若遇阻力稍后调整角度后再刺入，如穿刺恰当，血液能自然流入毛细管内。

得到血后，即除去颈部压力，拔出毛细管，用干棉球或纱布轻压眼球止血。

数分钟后可在同一穿刺孔重复取血。

小鼠一次可采得血0.2-0.3ml。

注:实验前先将毛细管浸泡过肝素后烘干使用即可。

小鼠颅内注射
动物实验前一天准备：
高压灭菌：手术器械（剪刀，刀片，镊子，持针器，小针细线），
酒精紫外消毒：磨钻钻头，微量加样器，立体定向仪，
准备：酒精，棉签，小烧杯，纱布，棉球，水合氯醛，1ml注射器，冰盒带入细胞，
实验准备：立体定向仪，磨钻，微量加样器，记号笔，计时器，无菌手套，手术器械盒，1ml 注射器，75%酒精，纱布，棉球，棉签，10%水合氯醛，生理盐水，无菌离心管若干，无菌PBS，200ul枪头，200ul的移液器
1.准备细胞：每只小鼠注射2*105/5ul，要多取2只小鼠的细胞量，用PBS或不含血清的DMEM 培养基重悬，立即置于冰中带入实验，注射前要充分重悬，防止细胞成团。

90min内细胞要打入老鼠体内，否则细胞活性降低。

2.老鼠用记号笔做好标记，然后右下腹腔注射水合氯醛100ul，皮下注射可一次全部麻醉5只
3.立体定向仪固定老鼠位置。

头部皮肤用酒精棉签消毒，老鼠刀片沿中线稍偏右切开头部皮肤。

取右侧半球，以前囟为基准点，中线旁右2mm，前1mm为进针点，用微型磨钻磨开颅骨。

4.细胞用枪头充分重悬，然后微量加样器抽取5ul，立体定向仪固定垂直进针3.5mm，退出0.5mm，然后停1min，缓慢注入（1ul/min)，5min注射完。

注射完后停留2min，缓慢拔针。

5.酒精棉签消毒皮肤，用针线缝合皮肤。