大鼠取血方法
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大小鼠眼眶取血方法(附图)知识讲解
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大鼠眼眶取血流程
4固定采血
Step4.固定身体，压住 后肢，放松手指，调整 毛细管，流畅出血。
Step 4
A 一般血流速度快，证明插破了眼眶动脉， 如果血流速度慢，证明要调整毛细管的位置， 血液都流到组织中了，没顺毛细管流出来；
B 出血过程中如遇到出血不畅 不用着急拔 毛细管 可以调整一下毛细管的扎入位置 或深或 浅的挑正一下 血会重新流出；
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大鼠眼眶取血流程
2压迫颈部
Step2.紧握颈部，压 迫颈两侧，使眼突出， 眶后静脉丛充血
Step2 A 可用管试探性触碰眼球是否已经 突出； B 此时大鼠反抗挣扎最厉害，保证抓 紧的同时，不能太过，使其窒息死亡。
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大鼠眼眶取血流程
3旋转刺入
Step3.眼内眦部， 45 ℃夹角，旋转刺 入，旋转退出。
C 如看见血液已经在毛细管中凝固 必须迅速 拔除毛细管，再搽干净眼睛，重新换管扎针；
D 等到出血后 将力道转移到大鼠的身体上 大鼠出现乱动的情况很大的一部分力是他的后 肢使出来的 保证她的后肢无法乱蹬就能很好的 保定大鼠，然后将中指和食指处解除一半的力 道，可以保证血液的顺畅
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大鼠眼眶取血流程
5去管止血
Step5.取血完成，立即 除去颈部压力，将采血 器拔出，按压止血
Step 5 A 当得到所需的血量后，即 除去加于颈部的压力，同时，将 采血器拔出，以防止术后穿刺孔 出血。 B 尽量把眼睛周围的血渍搽 干净，避免结块影响下次取血。
6样品摇匀 Step6.血样管轻轻混匀， 防止凝血、溶血
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大小鼠眼眶取血方法交流（附 图）
2014-5-5
大小鼠眼眶取血方法(附图)
大鼠眼眶取血流程
1左手保定
Step1.将大鼠按压 在鼠笼上，拇+中 +食指固定住头部
Step 1 A 建议笼子内放置重物 防止摇晃； B 一定要带手套； C 开始必须牢牢固定住头部 头部乱 动，扎位置容易得偏离，且易被咬伤； D 可在此时将大鼠取血侧的胡须剪 掉，防止接触凝血。
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大鼠眼眶取血流程
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转载自网络，谢谢！
5、You have to believe in yourself. That's the secret of success. ----Charles Chaplin人必须相信自己，这是成功的秘诀。-Thursday, June 17, 2021June 21Thursday, June 17, 20216/17/2021
10、阅读一切好书如同和过去最杰出 的人谈 话。2021/6/282021/6/282021/6/286/28/2021 12:00:47 PM
11、一个好的教师，是一个懂得心理 学和教 育学的 人。2021/6/282021/6/282021/6/28Jun-2128- Jun-21
12、要记住，你不仅是教课的教师， 也是学 生的教 育者， 生活的 导师和 道德的 引路人 。2021/6/282021/6/282021/6/28Monday, June 28, 2021
实验期间 ，补充体液 ，目前常规为：取血后灌胃给予 等统计生理盐水/葡萄糖溶液。
实验之后，外用消炎药涂布眼部
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容量 时间
取血 容量 时间 安排
选点一般原则
吸收相 3-4个点 吸收相 3-4个点 分布相 3-4个点
一般12h内取血 不超过动物质量 2.0% （v/w）
大小鼠眼眶取血方法(附图)
2014-5-5
精选版课件ppt 1
交流提纲
实验环境 实验材料
具体操作
动物处理
大鼠 PK 取血
血样处理
.
取血容量 时间安排
问题讨论
Page 2
环境 材料
A 通风台面 B 毛细管 C 抗凝EP管 D 计时工具
长时间操作，透气通风 宽敞台面，便于多组多步骤同时操作
0.9mm × 100mm，看个人习惯使用， 经常一管三断，30mm/管，弃去中间段。
Step3 A 针头斜面先向眼球，刺入后再转 一定角度使斜面对着眼眶后界； B 刺入深度，小鼠约2-3mm，大鼠 约4-5mm。当感到有阻力时即停止推 进，同时，管退出约0.1-0.5mm，边 退边旋转； C 不要使用管的尖锐锋利端插入， 易留玻璃碎片在眼内，造成持续伤害， 使得下次反抗增加； D 拿管的手要保持干净，带血渍的 手指不要接触管的两端，易造成凝血， 可用醇水擦洗。
1左手保定
Step1.将大鼠按压 在鼠笼上，拇+中 +食指固定住头部
Step 1 A 建议笼子内放置重物 防止摇晃； B 一定要带手套； C 开始必须牢牢固定住头部 头部乱 动，扎位置容易得偏离，且易被咬伤；
D 可在此时将大鼠取血侧的胡须剪 掉，防止接触凝血。
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大鼠眼眶取血流程
取血容量取血容量时间安排选点一般原则选点一般原则预实验建立预实验建立药物性质药物性质给药途径给药途径分布相34个点分布相34个点吸收相34个点吸收相34个点吸收相34个点吸收相34个点一般12h内取血不超过动物质量20每次02505mlpage大鼠眼眶取血流程6样品摇匀1
大小鼠眼眶取血方法交流（附 图）
PagPeage9 9大鼠眼眶取血流程Fra bibliotek4固定采血
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交流提纲
实验环境 实验材料
具体操作
动物处理
大鼠 PK 取血
血样处理
.
取血容量 时间安排
问题讨论
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环境 材料
A 通风台面 B 毛细管 C 抗凝EP管 D 计时工具
长时间操作，透气通风 宽敞台面，便于多组多步骤同时操作
0.9mm × 100mm，看个人习惯使用， 经常一管三断，30mm/管，弃去中间段。
Step3 A 针头斜面先向眼球，刺入后再转 一定角度使斜面对着眼眶后界； B 刺入深度，小鼠约2-3mm，大鼠 约4-5mm。当感到有阻力时即停止推 进，同时，管退出约0.1-0.5mm，边 退边旋转； C 不要使用管的尖锐锋利端插入， 易留玻璃碎片在眼内，造成持续伤害， 使得下次反抗增加； D 拿管的手要保持干净，带血渍的 手指不要接触管的两端，易造成凝血， 可用醇水擦洗。
1左手保定
Step1.将大鼠按压 在鼠笼上，拇+中 +食指固定住头部
Step 1 A 建议笼子内放置重物 防止摇晃； B 一定要带手套； C 开始必须牢牢固定住头部 头部乱 动，扎位置容易得偏离，且易被咬伤；
D 可在此时将大鼠取血侧的胡须剪 掉，防止接触凝血。
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大鼠眼眶取血流程
取血容量取血容量时间安排选点一般原则选点一般原则预实验建立预实验建立药物性质药物性质给药途径给药途径分布相34个点分布相34个点吸收相34个点吸收相34个点吸收相34个点吸收相34个点一般12h内取血不超过动物质量20每次02505mlpage大鼠眼眶取血流程6样品摇匀1
大小鼠眼眶取血方法交流（附 图）
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大小鼠眼眶取血方法(附图)
13、He who seize the right moment, is the right man.谁把握机遇，谁就心想事成 。2021/6/282021/6/282021/6/282021/6/286/28/2021
14、谁要是自己还没有发展培养和教 育好， 他就不 能发展 培养和 教育别 人。2021年6月 28日星 期一2021/6/282021/6/282021/6/28
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4固定采血
Step4.固定身体，压住 后肢，放松手指，调整 毛细管，流畅出血。
Step 4
A 一般血流速度快，证明插破了眼眶动脉， 如果血流速度慢，证明要调整毛细管的位置， 血液都流到组织中了，没顺毛细管流出来；
B 出血过程中如遇到出血不畅 不用着急拔 毛细管 可以调整一下毛细管的扎入位置 或深或 浅的挑正一下 血会重新流出；
大鼠眼眶取血流程
1左手保定
Step1.将大鼠按压 在鼠笼上，拇+中 +食指固定住头部
Step 1 A 建议笼子内放置重物 防止摇晃； B 一定要带手套； C 开始必须牢牢固定住头部 头部乱 动，扎位置容易得偏离，且易被咬伤； D 可在此时将大鼠取血侧的胡须剪 掉，防止接触凝血。
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15、一年之计，莫如树谷；十年之计 ，莫如 树木； 终身之 计，莫 如树人 。2021年6月2021/6/282021/6/282021/6/286/28/2021
16、提出一个问题往往比解决一个更 重要。 因为解 决问题 也许仅 是一个 数学上 或实验 上的技 能而已 ，而提 出新的 问题， 却需要 有创造 性的想 像力， 而且标 志着科 学的真 正进步 。2021/6/282021/6/28J une 28, 2021
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5去管止血
Step5.取血完成，立即 除去颈部压力，将采血 器拔出，按压止血
Step 5 A 当得到所需的血量后，即 除去加于颈部的压力，同时，将 采血器拔出，以防止术后穿刺孔 出血。 B 尽量把眼睛周围的血渍搽 干净，避免结块影响下次取血。
6样品摇匀 Step6.血样管轻轻混匀， 防止凝血、溶血
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C 如看见血液已经在毛细管中凝固 必须迅速 拔除毛细管，再搽干净眼睛，重新换管扎针；
D 等到出血后 将力道转移到大鼠的身体上 大鼠出现乱动的情况很大的一部分力是他的后 肢使出来的 保证她的后肢无法乱蹬就能很好的 保定大鼠，然后将中指和食指处解除一半的力 道，可以保证血液的顺畅
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2压迫颈部
Step2.紧握颈部，压 迫颈两侧，使眼突出， 眶后静脉丛充血
Step2 A 可用管试探性触碰眼球是否已经 突出； B 此时大鼠反抗挣扎最厉害，保证抓 紧的同时，不能太过，使其窒息死亡。
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3旋转刺入
Step3.眼内眦部， 45 ℃夹角，旋转刺 入，旋转退出。
Step3 A 针头斜面先向眼球，刺入后再转 一定角度使斜面对着眼眶后界； B 刺入深度，小鼠约2-3mm，大鼠 约4-5mm。当感到有阻力时即停止推 进，同时，管退出约0.1-0.5mm，边 退边旋转； C 不要使用管的尖锐锋利端插入， 易留玻璃碎片在眼内，造成持续伤害， 使得下次反抗增加； D 拿管的手要保持干净，带血渍的 手指不要接触管的两端，易造成凝血， 可用醇水擦洗。
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2压迫颈部
Step2.紧握颈部，压 迫颈两侧，使眼突出， 眶后静脉丛充血
Step2 A 可用管试探性触碰眼球是否已经 突出；
B 此时大鼠反抗挣扎最厉害，保证抓 紧的同时，不能太过，使其窒息死亡。
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3旋转刺入
Step3.眼内眦部， 45 ℃夹角，旋转刺 入，旋转退出。
C 如看见血液已经在毛细管中凝固 必须迅速 拔除毛细管，再搽干净眼睛，重新换管扎针；
D 等到出血后 将力道转移到大鼠的身体上 大鼠出现乱动的情况很大的一部分力是他的后 肢使出来的 保证她的后肢无法乱蹬就能很好的 保定大鼠，然后将中指和食指处解除一半的力 道，可以保证血液的顺畅
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交流提纲
实验环境 实验材料
具体操作
动物处理
大鼠 PK 取血
血样处理
.
取血容量 时间安排
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环境 材料
A 通风台面 B 毛细管 C 抗凝EP管 D 计时工具
长时间操作，透气通风 宽敞台面，便于多组多步骤同时操作
0.9mm × 100mm，看个人习惯使用， 经常一管三断，30mm/管，弃去中间段。
EP 管 加入0.1% 肝素钠 （＞150U/mg） 0.1 mL，均匀润湿， 50℃以下干燥； 适用 1mL 全血的抗凝，效果良好。
取血时必须提前检查管的质量，标号分组， 适当多备。
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动物处理
动物 体重要求 一般 不低于250g 给药前 禁食12-24h，给药前 提前 0.5-1.0h 按 0.5-1.0%（V/W）给水
大鼠腹主动脉采血技巧
动脉采血有一定的难度，采血失败常导致或影响动脉血气分析化验结果的准确性。
临床对患者常选择：股动脉、桡动脉、足背动脉进行动脉采血。
大鼠一般采用腹主动脉采血法，腹主动脉采血法适用于取血量大，不易溶血，不损伤器官，不会出现因操作不当造成的气栓与淤血。
一、其具体操作步骤是：
1. 将大鼠腹腔注射10%水合氯醛以0.03 mL /kg 麻醉；
2. 仰卧固定在大鼠手术台上,背部放置一粗试管以充分暴露腹主动脉,常规消毒后用手术剪刀沿腹正中线剪开腹腔；
3. 准备采血时，先用棉花把肠管推开，将腹主动脉暴露完全（参见下图）；
4. 在腹主动脉分叉处向心端1～3 mm处最佳穿刺点。
术者右手持穿刺针，针尖斜面朝下，入针角度约25°～30°，朝向心端方向刺入，深度以5 mm左右为宜；
5. 针进血管后尽量不要抖动，缓慢抽血。
一般体重200～300 g大鼠可采血液5 mL以上，当然要技术熟练以后~一般测血气，可能需要0.2-0.5ml的血液，具体问问你们单位的检验部门。
大鼠小鼠采血标准操作规程
目的规范实验人员进行大、小鼠采血的操作程序。
适用范围适用于需要对大、小鼠的采血操作。
职责.1 管理人员负责监督、管理；.2 实验动物中心技术员负责指导、教学；.3 实验人员选择合适的采血方法，并严格遵守本规程。
规程.1 大小鼠常用的采血方法有：眼眶静脉丛采血、剪尾采血、摘眼采血、心脏采血。
.2 眼眶静脉丛采血操作规程（如图）.2.1 采血前可按《大鼠小鼠麻醉标准操作规程》(CCAL-SY-SOP-24)将实验动物浅麻醉，但一般情况下不用。
.2.2 按抓取方法抓取实验动物，左手拇指、食指从背部较紧地握住实验动物的颈部（应防止动物窒息）。
.2.3 取血时，左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使头部静脉血液回流困难，眼球充分外突，眶静脉丛充血。
右手持长颈(3-4cm)硬质毛细玻璃管（内径 0.5-1.0mm），将采血管与面部成 45°的夹角，在泪腺区域内，用采血管由眼内角在眼睑和眼球之间向喉头方向刺入。
.2.4 刺入深度小鼠约为 2-3mm，大鼠约为 4-5mm，当达到蝶骨感到有阻力时，再稍后退 0.1-0.5mm，边退边抽。
.2.5 将采血管保持水平位，稍加旋转并后退吸引，由于血压的关系，血液回自动流入玻璃管中。
.2.6 得到所需的血量后，立即除去加于颈部的压力，同时拔出采血管。
为防止术后穿刺孔出血，用消毒纱布压迫眼球 30 秒。
.2.7 20-30g小鼠每次可采血0.2-0.3ml，200-300g大鼠每次可采血0.4-0.6ml 采血部位大约 3-7d 修复）。
.3 小鼠眼眶采血简易方法：用注射器针头代替毛细玻管，插入后挑起或压迫眼球，血液自动流出滴下。
.2 剪尾采血操作规程需血量较少时常用此法。
先将实验动物固定，将鼠尾浸在 45-50℃温水中浸泡数分钟或使用酒精棉球反复擦拭擦鼠尾，使尾部血管充盈，剪去尾尖1-2mm(小鼠)或 5-10mm(大鼠)，血自尾尖流出，让血液滴入盛器或直接使用吸管吸取。
动物取血方法
生理学实验动物的取血方法（一）大鼠、小鼠1、尾静脉使鼠尾静脉充分充血后，用剪刀剪去尾尖，尾静脉知即可流出，用手轻轻从尾根部向尾尖部挤几下，可以取到数滴血。
2．眼眶动脉和静脉用左手抓住鼠，拇指和食指尽量将鼠头部皮肤捏紧，使鼠眼球突出。
右手取一无钩弯小镊，在鼠右侧眼球根部将眼球摘去，关将鼠倒置，头向下，此法由于取过程动物未死，心脏不断在跳动，因此取血量比断头法多，一般约可取出4-5%鼠体重的血液量。
1－27 切破鼠尾静脉方法1－28 鼠尾静脉取血方法3．后眼眶静脉丛连续穿刺穿刺部位是在眼球和眼眶后界之间的后眼眶静脉丛。
采用特制的硬玻璃吸管，管长15厘米，前端拉成毛细管。
取血时，用手从背部捉住动物，同时用食指和拇指握住颈部，利用对颈部所加的轻压力，使头部静脉淤血，将消毒的吸管用抗凝剂湿润其内壁，从内侧眼角将吸管转向前，并轻压刺入，深约4-5mm就达到后眼眶静脉丛，血液自然进入吸管内。
在得到所需血量后，除去加于颈部的压力，同时抽出吸管。
1－29 小鼠后眼眶静脉丛取血方法1－30 大鼠后眼眶静脉丛取血方法4．断头用大鼠断头器或粗剪刀在鼠颈部将鼠头剪掉，实验者立即将鼠颈向下，提起动物，对准准备好的容器，鼠血即可从颈部滴入容器内。
如图1－315．心脏左手固定鼠，在左侧第3-4肋间，用左手食指摸到心搏，右手取注射器选择心搏最强处穿刺。
如图1－321－31 小鼠断头取血方法1－32 小鼠心脏取血方法6． 颈静脉作一般颈外静脉分离手术。
颈静脉暴露楚后，用注射器针头沿静脉平行方向刺入，抽取所需血量，采用此法取血，体重20克的小鼠可取0.6ml左右，体重300克的大鼠可取血8ml左右。
1－33 大鼠颈静脉取血方法（二）家兔和豚鼠1、心脏：将兔仰卧固定在手术台上，把左侧胸部相当于心脏的部位的被毛剪去，用碘伏、酒精消毒皮肤。
实验者用左手触摸左侧第3-4肋间，选择心跳最明显处作穿刺。
一般由胸骨左缘外3mm 处将注射针头插入第三肋间隙。
交流：大鼠-PK-取血操作
血样处理
血样处理
血清 不抗凝
A全血37℃ 水浴0.5~1h，
B全血 室温静置 0.5-1h，
低温冰箱 过夜）
离心，取上清液， 低温保存
短时间内 （< 30 min）
血浆 肝素钠抗凝
低速（< 4000） 离心（10min）
血浆/全血（V/V） 前五点低于40%--后续60%
离心，取上清液， 低温保存
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汇报完毕，谢谢！
你只闻到我的香水，却没看到我的汗水。
你否定我的现在，我决定我的未来！
你嘲笑我一无所有，不配去爱，我可怜你总 是等待。
你可以轻视我们的年轻，我们会证明这是谁 的时代。
梦想是注定孤独的旅行，路上少不了质疑和 嘲笑，
但那又怎样？
你只闻到我的香水，却没看到我的汗水。
你否定我的现在，我决定我的未来！
Step3 A 针头斜面先向眼球，刺入后再转
一定角度使斜面对着眼眶后界； B 刺入深度，小鼠约2-3mm，大鼠
约4-5mm。当感到有阻力时即停止推进， 同时，管退出约0.1-0.5mm，边退边旋 转；
C 不要使用管的尖锐锋利端插入， 易留玻璃碎片在眼内，造成持续伤害， 使得下次反抗增加；
D 拿管的手要保持干净，带血渍的 手指不要接触管的两端，易造成凝血， 可用醇水擦洗。
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大鼠眼眶取血流程
4固定采血
Step4.固定身体，压住 后肢，放松手指，调整 毛细管，流畅出血。
Step 4
A 一般血流速度快，证明插破了眼眶动脉， 如果血流速度慢，证明要调整毛细管的位置， 血液都流到组织中了，没顺毛细管流出来；
B 出血过程中如遇到出血不畅 不用着急拔 毛细管 可以调整一下毛细管的扎入位置 或深 或浅的挑正一下 血会重新流出；
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大鼠取血方法
1.割(剪)尾采血：当所需血量很少时采用本法。
每鼠一般可采血10余次以上。
小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。
2.鼠尾刺血法：大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。
先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。
用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。
如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。
3.眼眶静脉丛采血：体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。
4.断头取血：采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。
右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。
小鼠可采用约0.8～1.2ml;大鼠约5-10ml。
5.心脏采血：鼠类的心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故少用。
若做开胸一次死亡采血，先将动物作深麻醉，打开胸腔，暴露心脏，用针头刺入右心室，吸取血液。
小鼠约0.5-0.6ml；大鼠约0.8-1.2ml。
1.浅麻醉大鼠
2.四肢展开固定在平板上
3.按常规碘酒、酒精消毒后
4.用食指感觉心博最动处
5.大约在胸骨下缘1/3处、稍偏左0.2-0.5左右的地方垂直进针（1/4号）
6.针头抵心脏有明显的搏动感，再稍进针，有空虚感，血液跳跃而上针腔
7.从血液的颜色很容易判断在心室还是心房，一般都在心室
8.多次同一大鼠的心脏采血，切记初次进针的位置及深度，不要随意更换固定姿势！
9.我每次取1ml血液，大约可操作4-5次（200g大鼠）
6.颈动静脉采血：先将动物仰位固定，切开颈部皮肤，分离皮下结缔组织，使颈静脉充分暴露，可用注射器吸出血液。
在气管两侧分离出颈动脉，离心端结扎，向心端剪口将血滴入试
管内。
离心取上清后，余下的红细胞加适量生理盐水从尾静脉中回输给大鼠，这样可能对大鼠的血量、体内药物的浓度等影响均小些。
颈动静脉插管:
1.麻醉后手术,大鼠固定后头朝自己,颈部中线附近开1-2厘米口,用弯止血钳钝性分离,动脉在中间,静脉比较靠边,而且分支较多,找到较粗的部分,小心,耐心分离,用线结扎远心端,在近心端预置一结扎用线,用止血钳牵拉远心端线,使血管充盈,显微剪剪开小口,插管,结扎.插管封口.(打结即可)
2.动脉方法相似.
3.将动静脉插管引至背后,分清动静脉,一般手术后17小时或更长时间开始给药,取血,通常动脉取血,静脉给药,期间要用肝素冲管道.
颈静脉采血：采血者可以站在动物头端，不需要麻醉动物，用个硬纸筒稍固定头部防止动物咬，左手固定将头部稍向左扭一下，会看见出现一个三角区，右手持注射器平行于三角区正中进针就可以了。
左右两边颈静脉均可以采，采左边时上面的操作反方向。
从锁骨上方，紧贴锁骨中间的地方进针，这个位置很重要
进针后，稍稍抽下针管，如果没有血，则往前或向后走下针头，其实我的经验是大都是向前扎的太多了，应往后抽下针头。
如果有血，哈哈，固定住注射器抽血吧。
抽完2 ml，大鼠100%存活的
7.腹主动脉采血:最好先将动物麻醉，仰卧固定在手术架上，从腹正中线皮肤切开腹腔，使腹主动脉清楚暴露。
用注射器吸出血液，防止溶血。
或用无齿镊子剥离结缔组织，夹住动脉近心端，用尖头手术剪刀，剪断动脉，使血液喷入盛器。
8.股动(静)脉采血:
①先由助手握住动物，采血者左手拉直动物下肢，使静脉充盈。
或者以搏动为指标，右手用注射器刺入血管。
体重15-20g 小鼠采血约0.2-0.8ml，大鼠约0.4-0.6ml。
②在大鼠麻醉状态下，固定，仰卧位固定，在大鼠的左侧腹股沟处切口，暴露股动静脉，分离并分别插管（插管中要求有肝素盐水并在插管的一头接上三通方便取血使用），取血。
注意：
药动学实验一般不主张麻醉，因此动脉插管不应使用，而且大鼠血量有限，不适合短时间内多次取血，取血量过大会直接影响大鼠生理状态，即使得到一些数据，意义也不大。
目前比较可行的办法是在每个时间点各取一组大鼠的血，再进行求算。
尾静脉取血不行，血量有限，而且采集时间太慢，根本来不及。
眼底静脉取血倒是可行的，血量最多的一回，我曾经取到过接近4ml,一般可以在1ml 以上，但取血有一定难度，时间长了，手就受不了了，我的经验是可以浅麻一下，用乙醚短时间麻醉，让鼠没有太大力气就可以，而且对实验结果没有明显影响，但要几个人合作，准确掌握好取血的时间。
一个老鼠仅仅作为一个时间点的话，就从眼眶取血，大概200克大鼠可以取6ml左右，最好不要进行麻醉，只要毛细管在眼眶后扎对位置，血会象自来水一样流的，一开始的劲过了就不太挣扎了。
如果是单个大鼠连续取血，也可用本法，就是最多一次不可超出1ml，最好是0.5-0.6ml，并且适当在消除期补充生理盐水腹腔注射。
尾静脉的血没有眼眶出得快，很慢的，取用量少还可以，在取前用甲苯擦一下，使静脉扩张，然后用注射针头（经肝素润湿过）扎进去，直接就会慢慢滴出来的。
刚开始抓它时温柔点，然后使其眼充分突起，迅速扎入并旋转，一般很快就出血。
但此时它们可能会比较凶，你手卡着它脖子并牢牢地把它按在笼盖上，只要手别软，别心疼它，应该没问题的。