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可编辑修改精选全文完整版分子生物学实验方法与步骤表达蛋白的SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳分析一、原理细菌体中含有大量蛋白质，具有不同的电荷和分子量。
强阴离子去污剂SDS与某一还原剂并用，通过加热使蛋白质解离，大量的SDS 结合蛋白质，使其带相同密度的负电荷，在聚丙烯酰胺凝胶电泳（PAGE）上，不同蛋白质的迁移率仅取决于分子量。
采用考马斯亮兰快速染色，可及时观察电泳分离效果。
因而根据预计表达蛋白的分子量，可筛选阳性表达的重组体。
二、试剂准备1、30%储备胶溶液：丙烯酰胺（Acr）29.0g，亚甲双丙烯酰胺（Bis）1.0g，混匀后加ddH2O，37O C溶解,定容至100ml, 棕色瓶存于室温。
2、1.5M Tris-HCl(pH 8.0：Tris 18.17g加ddH2O溶解, 浓盐酸调pH至8.0,定容至100ml。
3、1M Tris-HCl(pH 6.8：Tris 12.11 g加ddH2O溶解, 浓盐酸调pH至6.8,定容至100ml。
4、10% SDS：电泳级SDS 10.0 g加ddH2O 68℃助溶,浓盐酸调至pH 7.2,定容至100ml。
5、10电泳缓冲液(pH 8.3：Tris 3.02 g，甘氨酸18.8 g，10% SDS 10ml加ddH2O溶解, 定容至100ml。
6、10%过硫酸铵（AP）： 1gAP加ddH2O至10ml。
7、2SDS电泳上样缓冲液：1M Tris-HCl (pH 6.82.5ml，-巯基乙醇1.0ml，SDS 0.6 g，甘油2.0ml，0.1%溴酚兰1.0ml，ddH2O 3.5ml。
8、考马斯亮兰染色液：考马斯亮兰0.25 g，甲醇225ml，冰醋酸 46ml，ddH2O 225ml。
9、脱色液:甲醇、冰醋酸、ddH2O以3∶1∶6配制而成。
二、操作步骤采用垂直式电泳槽装置（一）聚丙烯酰胺凝胶的配制1、分离胶(10%的配制:ddH2O 4.0ml30%储备胶 3.3ml1.5M Tris-HCl2.5ml10% SDS 0.1ml10% AP 0.1ml取1ml上述混合液,加TEMED(N,N,N’,N’-四甲基乙二胺10μl 封底,余加TEMED4μl ,混匀后灌入玻璃板间，以水封顶，注意使液面平。
常用分子生物学和细胞生物学实验技术介绍 (2021-04-23 11:01:29)转载▼标签：分子生物学细胞生物学常用实用技术根本实验室技术生物学实验教育常用的分子生物学根本技术核酸分子杂交技术由于核酸分子杂交的高度特异性及检测方法的灵敏性，它已成为分子生物学中最常用的根本技术，被广泛应用于基因克隆的筛选，酶切图谱的制作，基因序列的定量和定性分析及基因突变的检测等。
其根本原理是具有一定同源性的原条核酸单链在一定的条件下〔适宜的温室度及离子强度等〕可按碱基互补原成双链。
杂交的双方是待测核酸序列及探针〔probe〕,待测核酸序列可以是克隆的基因征段，也可以是未克隆化的基因组DNA和细胞总RNA。
核酸探针是指用放射性核素、生物素或其他活性物质标记的，能与特定的核酸序列发生特异性互补的DNA或RNA片段。
根据其来源和性质可分为cDNA探针、基因组探针、寡核苷酸探针、RNA探针等。
固相杂交固相杂交〔solid-phase hybridization〕是将变性的DNA固定于固体基质〔硝酸纤维素膜或尼龙滤膜〕上，再与探针进行杂交，故也称为膜上印迹杂交。
斑步杂交〔dot hybridization〕是道先将被测的DNA或RNA变性后固定在滤膜上然后参加过量的标记好的DNA或RNA探针进行杂交。
该法的特点是操作简单，事先不用限制性内切酶消化或凝胶电永别离核酸样品，可在同一张膜上同时进行多个样品的检测；根据斑点杂并的结果，可以推算出杂交阳性的拷贝数。
该法的缺点是不能鉴定所测基因的相对分子质量，而且特异性较差，有一定比例的假阳性。
印迹杂交〔blotting hybridization〕Southern印迹杂交：凝胶电离经限制性内切酶消化的DNA片段，将凝胶上的DNA变性并在原位将单链DNA片段转移至硝基纤维素膜或其他固相支持物上，经干烤固定，再与相对应结构的已标记的探针进行那时交反响，用放射性自显影或酶反响显色，检测特定大小分子的含量。
分子生物学实验分子生物学实验是一种研究生物体分子结构、功能和交互作用的实验方法。
本文将介绍分子生物学实验的一般步骤和常用技术，并以DNA提取和PCR扩增为例，详细描述了实验的具体步骤和操作。
分子生物学实验一般包括以下几个步骤：实验前的准备、生物样品的采集和处理、核酸提取、酶切和电泳、PCR扩增、蛋白质表达等。
实验前的准备包括实验设计、试剂的准备和设备的调试。
根据实验目的和问题，确定实验设计和具体操作步骤，选择适当的试剂和设备，并对实验条件进行优化。
生物样品的采集和处理是分子生物学实验的基础。
根据研究对象不同，可以采集细胞、组织、血液等生物样品，并进行预处理，如细胞培养、组织切片、离心等。
核酸提取是从生物样品中分离出核酸的步骤。
核酸提取可以使用化学方法或基于特定原理的商业试剂盒。
其中，常用的方法有酚/氯仿法、骨架蛋白法、磁珠法等。
酶切和电泳是分子生物学实验中常用的技术手段。
酶切是通过限制性内切酶对DNA进行特异性切割，生成特定大小的DNA片段。
电泳是利用电场对DNA片段进行分离和检测，可通过琼脂糖凝胶电泳或聚丙烯酰胺凝胶电泳进行。
PCR扩增是一种重要的分子生物学实验技术。
PCR通过不断循环的变性、退火和延伸过程，在体外扩增DNA序列。
PCR 需要DNA模板、引物、核苷酸和聚合酶等关键试剂。
PCR扩增过程包括初始变性、循环扩增和最终延伸。
扩增产物可通过琼脂糖凝胶电泳进行分析和检测。
蛋白质表达是研究蛋白质功能和结构的重要实验手段。
常用的蛋白质表达系统包括原核表达系统和真核表达系统。
表达载体经过构建和转染后，利用细胞的表达机制使蛋白质在体内合成。
总之，分子生物学实验是研究生物体分子结构和功能的重要方法。
通过实验前的准备、生物样品的采集和处理、核酸提取、酶切和电泳、PCR扩增、蛋白质表达等步骤，可以获得关于生物体分子结构和功能的有价值的信息。
植物分子生物学的研究对象和实验技术植物分子生物学是研究植物基因、基因表达、基因调控等方面的科学，它通过分析和解析植物基因组的结构和功能来揭示植物的生物学过程。
随着科学技术的不断发展，研究植物分子生物学的方法和实验技术也在不断更新。
本文将介绍植物分子生物学的研究对象以及一些常用的实验技术。
一、植物分子生物学的研究对象植物分子生物学主要研究的对象包括植物的基因组、基因、DNA、RNA和蛋白质等分子。
通过对这些分子的结构、功能和相互作用进行研究，可以深入了解植物的遗传特征和生物学过程。
1. 植物基因组植物基因组是指植物所有基因的集合，是植物分子生物学研究的起点和基础。
通过分析植物基因组的大小、组成、结构和功能，可以了解植物基因的数量和特征，进而揭示植物的基因组结构、进化和调控机制。
2. 植物基因植物基因是指能够编码蛋白质或功能RNA的DNA序列。
通过对植物基因的研究，可以了解植物的遗传特征、基因功能和调控机制。
此外，植物基因的突变和表达的变化还可以揭示植物的亲缘关系和适应环境的方式。
3. 植物DNA和RNA植物DNA是植物细胞中存储遗传信息的分子，植物RNA则是基因转录和表达的产物。
通过对植物DNA和RNA的序列、结构和功能的研究，可以了解植物基因的表达和调控机制，揭示基因转录、剪接、翻译等过程，以及植物的遗传变异和表型差异。
4. 植物蛋白质植物蛋白质是植物细胞中具有功能的分子，参与调控生物学过程。
通过研究植物蛋白质的结构、功能和相互作用，可以了解植物的代谢途径、信号传导和生物学功能。
二、植物分子生物学的实验技术为了研究植物分子生物学，科学家们利用多种实验技术进行研究。
下面将介绍几种常用的实验技术。
1. PCR（聚合酶链式反应）PCR是分子生物学中最常用的技术之一，它能够通过扩增DNA序列来获取足够的DNA样本进行后续实验。
在研究植物分子生物学中，PCR被广泛应用于基因克隆、基因组测序、基因表达分析以及遗传标记等方面。
分子生物学常用实验方法原理介绍一、GST pull-down实验基本原理:将靶蛋白-GST融合蛋白亲和固化在谷胱甘肽亲和树脂上,作为与目的蛋白亲和的支撑物,充当一种“诱饵蛋白”,目的蛋白溶液过柱,可从中捕获与之相互作用的“捕获蛋白”(目的蛋白),洗脱结合物后通过SDS-PAGE电泳分析,从而证实两种蛋白间的相互作用或筛选相应的目的蛋白,“诱饵蛋白”和“捕获蛋白”均可通过细胞裂解物、纯化的蛋白、表达系统以及体外转录翻译系统等方法获得。
此方法简单易行,操作方便。
注：GST即谷胱甘肽巯基转移酶(glutathione S-transferase)二、足印法（Footprinting）足印法（Footprinting）是一种用来测定DNA-蛋白质专一性结合的方法，用于检测目的DNA序列与特定蛋白质的结合，也可展示蛋白质因子同特定DNA片段之间的结合。
其原理为：DNA和蛋白质结合后，DNA与蛋白的结合区域不能被DNase（脱氧核糖核酸酶）分解，在对目的DNA 序列进行检测时便出现了一段无DNA序列的空白区(即蛋白质结合区)，从而了解与蛋白质结合部位的核苷酸数目及其核苷酸序列。
三、染色质免疫共沉淀技术（Chromatin Immunoprecipitation，ChIP）染色质免疫共沉淀技术（Chromatin Immunoprecipitation，ChIP）是研究体内蛋白质与DNA相互作用的有力工具，利用该技术不仅可以检测体内反式因子与DNA的动态作用，还可以用来研究组蛋白的各种共价修饰以及转录因子与基因表达的关系。
染色质免疫沉淀技术的原理是：在生理状态下把细胞内的DNA与蛋白质交联在一起，通过超声或酶处理将染色质切为小片段后，利用抗原抗体的特异性识别反应，将与目的蛋白相结合的DNA 片段沉淀下来。
染色质免疫沉淀技术一般包括细胞固定，染色质断裂，染色质免疫沉淀，交联反应的逆转，DNA的纯化及鉴定。
四、基因芯片（又称 DNA 芯片、生物芯片）技术基因芯片指将大量探针分子固定于支持物上后与标记的样品分子进行杂交，通过检测每个探针分子的杂交信号强度进而获取样品分子的数量和序列信息。
分子生物学实验技术
第一篇：PCR技术
PCR（聚合酶链反应）是一种基于体外体内 DNA 复制的技术。
PCR 技术广泛应用于分子生物学、生物医学研究、医学诊断、生物技术等领域。
在 PCR 中，核酸模板、引物、聚合酶和反应缓冲液是必不可少的组成部分。
PCR 引物是在特定位置的 DNA 片段，用于诱导聚合酶模板 DNA 的扩增。
聚合酶通过催化模板 DNA 在 DNA 引物的引导下合成相应的 DNA 片段，产生大量的重复 DNA 片段。
PCR 是一种快速、高效、灵敏的 DNA 分析技术，可以对非常小的样本进行扩增。
PCR 的操作流程如下：
1．取得合适的 DNA 样品。
2．准备 PCR 反应体系，包括 PCR 反应缓冲液、聚合酶、DNA 模板和引物。
3．用 PCR 机进行程序设定和反应。
4．检查 PCR 反应产物，包括 PCR 产物的带型和验证PCR 产物的特异性和纯度等。
PCR 的应用
1．DNA 序列鉴定以及 DNA 序列变异检测。
2．基因表达分析、基因定量、等位基因分析等基因功能研究操作。
3．分子诊断，可以根据染色体、基因、蛋白质等材料进行分析。
4．农业和畜牧业生物工程的研究。
优点：
PCR 反应时间逐渐缩短，灵敏度高，重现性好，稳定性强。
PCR 技术可以在非常小范围内进行 DNA 分析，并可以处理复杂的实验体系。
缺点：
PCR 技术还有一些局限性，比如需要合理设计引物，需要准确的温度控制，需要恰当的试剂，且对样品的纯度和净化度有严格的要求。
分子生物学实验技术使用指南背景随着生物科技的飞速发展，分子生物学实验技术变得日益重要。
无论是基础研究还是应用研究，分子生物学实验技术都扮演着关键角色。
本文将深入探讨几种常用的分子生物学实验技术，并提供使用指南。
1. DNA提取技术DNA提取是分子生物学实验中的第一步。
合理高效的DNA提取可以确保后续实验的顺利进行。
常用的DNA提取方法包括Phenol/Chloroform法、Qiagen柱法等。
对于不同的样品类型，选择合适的方法非常关键。
例如，对于植物样品，除了常规提取方法外，还可以使用植物基因组DNA提取试剂盒进行快速提取。
2. PCR技术PCR（聚合酶链式反应）是分子生物学实验中的常用技术。
它使得我们能够在实验室中迅速扩增DNA片段。
在PCR过程中，引物的设计非常重要。
合理严谨的引物设计能够提高扩增效率，并避免非特异扩增。
此外，选择适当的扩增条件和酶的浓度也是成功PCR实验的关键。
3. 限制性内切酶消化限制性内切酶消化可以用于DNA片段的切割和鉴定。
合理选择适合的限制酶是至关重要的。
在消化反应中，反应的时间和温度是需要特别注意的因素。
此外，对于限制性内切酶的消化产物的鉴定，可以使用琼脂糖凝胶电泳或PCR扩增来进行。
4. 基因克隆技术基因克隆是分子生物学实验中常用的技术手段。
在基因克隆过程中，选择合适的酶切位点和载体是至关重要的。
克隆之前，需要仔细设计引物以扩增目标基因。
成功克隆后，还需要验证所克隆基因的准确性。
这可以通过测序和进一步的功能检测来完成。
5. 蛋白质免疫印迹技术蛋白质免疫印迹技术是研究蛋白质表达和相互作用的重要技术。
在进行免疫印迹实验前，需要制备合适的细胞裂解液来提取蛋白质。
之后，需要将蛋白质样品进行分离，并转移到膜上。
此外，合适的抗体选择和浓度优化也对实验结果有重要影响。
6. 基因组测序技术基因组测序是分子生物学研究中不可或缺的技术。
高通量测序技术的发展使得基因组测序变得更加快速和准确。
第二章 常用实验技术及方法 一、聚合酶链反应(Polymerase Chain Reaction, PCR) 反应总体积为50 µl，其中含有： 模板DNA 0.5 µl PCR缓冲液(不含MgCl2) 5 µl 10×MgCl2 溶液 5 µl dNTP (2.5 mmol/L) 0.5 µl 引物1 (50 umol/L) 0.5 µl 引物2 (50 umol/L) 0.5 µl Taq DNA 聚合酶 0.5 µl 无菌去离子水加至 50 µl 上层用25 µl 液体石蜡油覆盖。 循环参数为： 94 ℃变性10 min 94 ℃变性1 min 56 ℃退火1 min 72 ℃延伸2 min 共30个循取环，PCR结束后，取2 µl PCR扩增产物，经1 %琼脂糖凝胶电泳，在紫外检测仪上观察并拍照。
二、基于PCR技术的定点突变 1. 根据所要突变位点的特定氨基酸，并按公认的四引物法原理，分别设计上下游引物Primer 3和Primer 4，这两条引物部分交错互补，但分别含有欲突变后的碱基（红点）的互补序列（如下图所示）；
2. 用基因5’端的Primer 1和Primer 2 PCR扩增DNA片段1，用基因3’端的Primer4和Primer 3一起PCR扩增DNA片段2，PCR反应条件基本如上(七、聚合酶链反应)，可根据具体实验略有调整，反应完毕后，分别电泳回收DNA片
P1 P2 P4 P3 段1和DNA片段2； 3. 以片段1和片段2为模板，进行第二次PCR反应，反应体系为50 µl： 片段1 1 µl 片段2 1 µl 10×PCR缓冲液(不含MgCl2) 5 µl 10×MgCl2溶液 5 µl dNTP (2.5 mmol/L) 5 µl Taq酶 1 µl 加ddH2O至 50 µl 在该反应体系中先不加入引物，按上述反应条件进行10个循环，然后再加入Primer 1和Primer 4各1 ul，按上述反应条件再扩增30个循环； 4. PCR产物经电泳检查，然后连接到相应的载体中，进行测序以确定定点突变的正确性。
三、Total RNA的提取 (Catrimox-14TM RNA Isolation Kit Ver. 2.11) 1. 吸弃培养细胞中的旧培养基，用PBS洗涤1-2次后，加入1 ml的Catrimox-14TM溶液，然后充分混匀； 2. 收集细胞裂解液，按以下条件进行离心： 细胞数<5×105 ： 9500 rpm (约5 000×g) 5 min 细胞数5×105 - 1×107 ：3000 rpm (约450×g) 5 min 细胞数>1×107 ： 1500 rpm (约112.5×g) 5 min 3. 除去上层溶液，加入1 ml的DEPC处理的H2O，上下颠倒混合数次后， 12000 rpm离心2 min； 4. 吸弃上层溶液，激烈振荡使沉淀松动； 5. 向Microtube中加入1 ml的2 M LiCl溶液； 6. 激烈振荡后，室温下12000 rpm离心5 min，除去溶液； 7. 沉淀用70 %冷乙醇清洗一次； 8. 沉淀经过简单的真空干燥后，溶于适当的缓冲液中。 四、RT-PCR (TaKaRa One Step RNA PCR Kit) 1. 按Takara Kit 中所提供的标准步骤配制PCR 体系； 2. 按以下条件进行RT-PCR 反应 (1) 50 ℃ 30 min (2) 94 ℃ 2 min (3) 94 ℃ 1 min (4) 56 ℃ 1 min (5) 72 ℃ 2 min 3. 重复步骤(3)-(4)-(5)，共30个循环； 4. 反应结束后，取3-5 µl进行琼脂糖凝胶电泳检测，并将PCR产物冷冻保存。
五、DNA 样品的琼脂糖凝胶电泳 50×TAE: 242 g Tris 碱 57.1 ml 冰乙酸 100 ml 0.5 M EDTA (pH 8.0) 1. 称取0.5 g agarose，置于250 ml 锥形瓶中，加入50 ml 1×TAE（含EB 0.5 ug/ml），加热使其全部溶解； 2. 封口、安放梳子； 3. 待凝胶稍凉后铺板； 4. 胶凝固后，放入电泳槽中，倒入1×TAE，淹没胶面，拔去梳子； 5. 将DNA 样品与6×的上样缓冲液混合，加于加样孔中； 6. 80-100V 恒压电泳，待溴酚蓝走至凝胶适当位置时，停止电泳，紫外灯下观察或拍照。 六、从琼脂糖凝胶上回收DNA 片段（Vitagene DNA 片段回收Kit） 1. 用一灭菌刀片割下含目的DNA 片段的琼脂糖凝胶块，放入Eppendorf管中； 2. 用Vitagene DNA 片段回收Kit，并按照试剂盒提供的步骤回收所要的DNA片段。 七、DNA 片段的连接反应 1. 总体系为10-20 µl，外源DNA插入片段和载体片段按一定摩尔比混合； 2. 加入1-2 ul 10×Buffer，2 ul T4DNA连接酶，混匀； 3. 12-16 ℃反应过夜。
八、大肠杆菌感受态细胞的制备 1. 挑取单菌落接种于3-5 ml LB 液体培养基中，37 ℃振荡培养过夜； 2. 取0.5 ml培养物转接种于50 ml LB 液体培养基中，37 ℃振荡培养约3 h至对数生长期(OD600 = 0.4-0.6)； 3. 将细菌转移至50 ml 离心管中，冰浴20 min； 4. 于4℃，4200 rpm 离心10 min，弃上清； 5. 用5 ml 冰预冷的0.1 M CaCl2悬浮菌体，冰浴30 min； 6. 于4 ℃，4200 rpm 离心10 min，弃上清； 7. 用3 ml 0.1 M CaCl2/15%甘油悬浮菌体（动作要轻），每管分装100 µl，立即使用或置于-70 ℃冰箱保存。
九、大肠杆菌感受态细胞的转化 1. 感受态细胞若保存于-70 ℃冰箱，取出后先在冰上复苏5-10 min； 2. 加入适量DNA 样品，混匀，冰浴30 min； 3. 42 ℃水浴1 min，立即放入冰上冷却2 min； 4. 加入0.5 ml LB 液体培养基， 37 ℃振荡培养45 min； 5. 取适量转化的菌体，涂布于含抗生素的LB 平板上，等平板表面的液体被吸收后，倒置放入37 ℃温箱，培养过夜。
十、大肠杆菌质粒DNA 的小规模制备 (一)、材料： 1. Solution I 葡萄糖 50 mM Tris-HCl (pH8.0) 25 mM EDTA (pH8.0) 10 mM 2. Solution II NaOH 0.2 M SDS 1% 3. Solution III 5 M 乙酸钾 60 ml 冰乙酸 11.5 ml 去离子水 28.5 ml 4. TE Buffer (pH8.0) Tris-HCl (pH8.0) 10 mM EDTA (pH8.0) 1 mM
(二)、方法： 1. 在2 ml含相应抗生素的LB液体培养基中接种单菌落，37 ℃剧烈振摇培养过夜； 2. 取细菌培养物置于Eppendorf管中，13000 rpm离心30 sec，弃上清； 3. 用100 µl SolutionⅠ重悬菌体沉淀，冰浴2-3 min； 4. 加200 µl新鲜配制的SolutionⅡ，颠倒Epp管数次以充分混匀，室温放置2 min； 5. 加150 µl用冰预冷的Solution Ⅲ，温和振荡数次，冰浴3-5 min； 6. 13000 rpm离心5 min，将上清转移至一新Epp管中； 7. 加等体积异丙醇振荡混匀，室温5 min； 8. 13000 rpm离心5 min，弃上清，并用200 ul去离子水溶解沉淀； 9. 加100 ul 7.5 M (NH4)2Ac混匀，冰浴5 min； 10. 13000 rpm离心2 min； 11. 转移上清至一新Epp管； 12. 加2倍体积的乙醇，振荡混匀，于室温放置5 min，13000 rpm离心5 min； 13. 用1 ml 70 %乙醇洗涤双链DNA沉淀，13000 rpm离心5 min，弃上清，在空气中使核酸沉淀干燥10分钟； 14. 用20 µl TE buffer重新溶解核酸沉淀，贮存于-20 ℃备用。 十一、蛋白质诱导表达 (一)、材料 1. 氨苄青霉素（用去离子水配成60 mg/ml，用0.22 µm 滤器过滤除菌，-20 ℃避光保存） 2. IPTG（用去离子水配成200 mM，用0.22 µm 滤器过滤除菌，-20 ℃保存） 3. PMSF（用异丙醇配成10 mM，-20 ℃保存） (二)、方法 1. 挑取单克隆接种于含有氨苄青霉素（100 µg/ml）的小量LB 培养液中，37 ℃振荡培养过夜； 2. 将过夜培养物按1∶100 的比例接种到含氨苄青霉素（100 µg/ml）的LB 液体培养基中，37 ℃振荡培养至OD600约为0.5； 3. 加入IPTG 至终浓度为0.1-1 mM，每隔一小时取一次样； 4. 在诱导了3 小时的菌液中取适量（如10 ml），离心，去上清，加入1ml PBS 重悬，再加入PMSF 至终浓度为0.1 M，冰上预冷10 min； 5. 进行超声破碎10 min（10-20 sec /次），至菌液较为澄清，离心，取上清； 6. 用相同体积的PBS 重悬沉淀，将诱导前及诱导后所取的样品，以及超声破碎后的上清和沉淀分别进行蛋白电泳检测，染色、脱色； 7. 根据脱色结果，可确定是否有表达出目的蛋白，选择合适的诱导时间以及表达量较高的克隆，并且判断所表达的蛋白是可溶性的还是以包涵体形式存在。
十二、GST 融合蛋白的表达和纯化 1. 按上述蛋白质诱导表达的方法表达出GST 融合蛋白，此时GST 融合蛋白是溶于PBS 中的； 2. 取适量Glutathione SepharoseTM 4B beads（Amersham Biosciences，Sweden），用PBS 洗3 遍； 3. 将beads 加入GST 融合蛋白的上清液中，4℃ Rotation 4-6 h； 4. 4℃最高速离心3-5 sec，小心吸弃上清；并用PBS 洗3 遍； 5. 藕联了GST 融合蛋白的beads 备用于后面的实验。
