实验动物学实验报告(大鼠,小鼠),小鼠的基本实验操作,大鼠的基本实验操作

在基础医学实验中，正确捉拿与固定动物，是实验工作的基础，也是实验顺利进行的保证。

掌握正确捉拿、固定动物的目的就是防止实验者被动物咬伤抓伤，同时也是为了维持动物的正常生理活动，从而不影响实验观察结果。

一、实验动物的捉拿与固定方法在基础医学实验中，最常用的动物有小鼠、大鼠、豚鼠、蟾蜍、蛙、家兔和犬，现分别就其捉拿与固定方法依次予以介绍。

1. 小鼠捉拿时先用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，在其向前爬行时，右手向后拉尾(图5-1)，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤，将其置于左手心中，拉直四肢并用左手无名指压紧尾和后肢(图5-2)，右手即可作注射或其他实验操作。

取尾血及尾静脉注射时，可将小鼠固定在金属或木制的固定器上(图5-11)。

图5-1 图5-22. 大鼠方法基本与捉拿小鼠相同，但实验者事先应戴帆布防护手套。

用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手拇指和食指抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果大鼠后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作。

若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。

需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。

3. 豚鼠豚鼠具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。

一般方法是：先用右手掌迅速、轻轻地扣住豚鼠背部，抓住其肩中上方，以拇指和食指环握颈部，对于体型较大或怀孕的豚鼠，可用另一只手托住其臀部(图5-3、图5-4)。

图5-34. 蛙和蟾蜍用左手将动物贴紧在手掌中，并以左手中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢，右手进行操作。

根据实验需要，可用图钉，采取俯卧位或仰卧位固定在蛙板上。

抓取蟾蜍时，禁忌挤压两侧耳部毒腺，以免毒液射入眼中。

5.家兔用右手把两耳轻轻地压于手心内，同时抓住颈部的被毛与皮肤。

实验动物学实验报告学院：学号：姓名时间：实验一：小鼠实验一、实验目的1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握小鼠的标记方法;4、掌握小鼠的基本采血技术；5、掌握小鼠的常用给药方法;6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置;二、实验材料1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠；2、实验器械及试剂:鼠笼;小鼠固定器和小鼠固定板;眼科剪;眼科镊；解剖刀；1ml 注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料;葡萄糖液；2％水合氯醛；三、实验内容及方法1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时,用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中,把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。

这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。

2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。

幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌,远者为雄。

另外,雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。

3、小鼠的标记方法1）耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位.2）剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠；3）染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位,注意逆着毛发生长方向刷。

4、小鼠的基本采血1）剪尾采血当所需血量很少时采用本法.固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。

将鼠尾擦干,再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。

取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。

也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割,并自尾尖向尾根方向切割,每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血.这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血,进行血常规检查.2)眼眶后静脉丛取血当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。

实验一小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓拿、标记、给药(灌胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血(眶后静脉丛,摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。

二、实验动物:昆明小鼠2只(1雌1雄)三、实验步骤1、抓取与固定,标记2、去毛3、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射4、取血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法5、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉6、处死:脊椎脱臼法7、解剖:雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明)雌性:双角子宫、卵巢肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺四、实验结果1、抓取与固定标记:抓取:抓小鼠的尾根部固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇指与食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指与无名指将尾巴固定在手掌面。

并标记: 2、灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0、5ml3、注射给药:腹腔注射:从下腹部的两侧进针 ,进针时针与腹部成45°。

进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左手中指与拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0、5ml生理盐水。

注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。

4、采血从眼角内侧0、5cm处进针眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。

5、麻醉:0、5%氯胺酮腹腔麻醉:本小鼠重22g,按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功6、处死:脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死7、解剖:雄性:寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺雌性:双角子宫、卵巢 3、7、2 肾上腺:米粒大小胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状 3、7、4 ,胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明,甲状腺:紧贴环状软骨 ,另可解剖出胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏。

一、实验目的1. 掌握大鼠的基本操作技术，包括捉拿、固定、称重、性别鉴定等。

2. 熟悉大鼠的解剖结构，了解各器官的位置和功能。

3. 学习实验动物的饲养管理，提高实验操作的熟练程度。

二、实验材料与器材1. 实验动物：成年大鼠若干2. 器材：鼠笼、天平、注射器、灌胃针、止血钳、手术剪、平皿、托盘、烧杯、解剖显微镜、生理盐水等三、实验方法1. 大鼠捉拿与固定（1）捉拿：右手提起鼠尾，用左手拇指和食指捏住大鼠颈部皮肤，使其头部自然下垂，右手用食指和无名指夹住鼠尾，轻轻将大鼠拉出鼠笼。

（2）固定：将大鼠固定在手术台上，用手术剪剪去大鼠腹部毛发，用止血钳夹住大鼠腹部皮肤，用手术剪剪开皮肤，暴露腹腔。

2. 大鼠性别鉴定（1）外观观察：观察大鼠的体型、毛发、生殖器等特征，判断性别。

（2）解剖观察：将大鼠解剖，观察生殖器官，判断性别。

3. 大鼠称重将大鼠放在天平上，去皮称重，记录体重。

4. 大鼠灌胃给药（1）准备：将药物溶解于生理盐水中，配制成所需浓度。

（2）操作：右手提起大鼠，使其头部后仰，左手拇指和食指捏住大鼠颈部皮肤，右手用灌胃针插入大鼠口腔，缓慢注入药物。

5. 大鼠腹腔注射给药（1）准备：将药物溶解于生理盐水中，配制成所需浓度。

（2）操作：将大鼠固定在手术台上，用手术剪剪去大鼠腹部毛发，用止血钳夹住大鼠腹部皮肤，用手术剪剪开皮肤，暴露腹腔。

用注射器将药物注入腹腔。

6. 大鼠解剖（1）观察：观察大鼠的器官位置、形态、颜色等。

（2）记录：记录各器官的重量、长度等数据。

四、实验结果与分析1. 大鼠性别鉴定：实验过程中，共鉴定出雄性大鼠若干只，雌性大鼠若干只。

2. 大鼠体重：实验开始时，大鼠体重为（平均值±标准差）g；实验结束时，大鼠体重为（平均值±标准差）g。

3. 大鼠灌胃给药：实验结束后，观察大鼠的精神状态、活动能力等，未发现明显不良反应。

4. 大鼠腹腔注射给药：实验结束后，观察大鼠的精神状态、活动能力等，未发现明显不良反应。

实验三大、小鼠的基本操作技术[实验目的]：通过大鼠、小鼠的抓取固定、性别辨认、灌胃、注射、采血、麻醉、标记、安乐死、动物剖检、脏器摘除与检查等实际操作，掌握大、小鼠动物实验的基本操作技术。

[实验动物]：大鼠、小鼠[材料与器材]：大、小鼠饲养盒（带面罩）、大鼠和小鼠手术固定台，常规手术器械、大鼠灌胃针、小鼠灌胃针、lml注射器、5ml注射器、l0ml注射器、烧杯、75％酒精及酒精棉，干棉球。

生理盐水、20％乌拉坦溶液（或3％戊巴比妥钠）、乙醚、新洁尔灭、3—5％苦味酸溶液、0.5％中性红或品红溶液、[实验内容]：一、实验动物标记编号的方法一染色法（一）被毛染色法1、单色涂染法；（3—5％苦味酸溶液，可染成黄色）。

2、双色涂染法：苦味酸（黄色）—为个位数；品红（红色）—为十位数．（二）耳缘打孔法：适于做长期实验用。

、（三）刺数钳烙印法：适用于长期或慢性实验的大动物编号。

（四）号牌法：用于大动物实验。

二、实验动物被毛的去除方法（一）剪毛法；（二）拔毛法；（三）剃毛法；（四）脱毛法；三、大鼠、小鼠性别的鉴定方法步骤：1、将动物抓取后，腹部朝上，观察肛门与生殖器之间的距离，距离近的为雌性，距离远的为雄性，2、成年雌性大小鼠有12个乳头。

3、天热时或性成熟后，雄性动物的睾丸一般会从腹腔降至阴囊内，此时易于区别。

四、大鼠、小鼠的抓取和固定（一）小鼠的抓取固定：[实验器材]：小鼠饲养盒(带面罩)1套，小鼠防护手套若干。

[方法步骤]：1、用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将小鼠提起，放在饲养盒面罩上。

2、用左手拇指和食指迅速、准确地捏住小鼠的两耳后、颈背部的皮肤，将小鼠提起。

3、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条直线。

4、用左手无名指压住小鼠背部的皮肤，小指压住小鼠的尾巴根部。

5、松开捏住小鼠尾巴的右手拇指和食指。

[注意事项]：1、在抓取动物时，禁止对动物采取突然、粗暴的方法。

2、抓取时注意，过分用力，会使动物窒息或颈椎脱臼，用力过小，动物头部能反转过来咬伤实验者的手，必须熟练掌握。

实验动物学实验报告一、实验目的实验动物学是一门研究实验动物和动物实验的综合性学科，本次实验的主要目的是通过实际操作和观察，深入了解实验动物的生物学特性、饲养管理、实验操作技术以及动物实验中的伦理和法律问题，提高我们对实验动物学的理论知识的理解和应用能力。

二、实验动物本次实验所选用的实验动物为小鼠和大鼠。

小鼠品系为 C57BL/6，大鼠品系为 Wistar。

实验动物均由学校实验动物中心提供，动物健康状况良好，符合实验要求。

三、实验器材与药品1、实验器材手术器械：眼科剪、眼科镊、手术刀柄、手术刀片、止血钳等。

注射器：1ml、2ml、5ml 注射器。

灌胃针：小鼠灌胃针、大鼠灌胃针。

其他：天平、鼠笼、垫料、麻醉剂等。

2、实验药品麻醉剂：戊巴比妥钠。

生理盐水。

四、实验方法与步骤1、实验动物的抓取与固定小鼠的抓取：先用右手抓住鼠尾提起，置于鼠笼盖或其他粗糙面上，向后轻拉鼠尾，使小鼠固定在粗糙面上，然后用左手拇指和食指捏住小鼠两耳及头部皮肤，将小鼠提起。

大鼠的抓取：首先戴上防护手套，从大鼠笼中抓住大鼠尾巴根部，将大鼠提起，使其身体悬空。

然后用另一只手的拇指和食指抓住大鼠两耳后的项背部皮肤，其余三指抓住大鼠的背部皮肤，将大鼠固定。

2、实验动物的编号与标记染色法：用苦味酸或品红溶液在小鼠或大鼠的背部进行染色标记。

耳标法：使用专用的耳标钳在小鼠或大鼠的耳朵上打耳标进行标记。

3、实验动物的麻醉小鼠麻醉：腹腔注射戊巴比妥钠，剂量为 40mg/kg。

大鼠麻醉：腹腔注射戊巴比妥钠，剂量为 30mg/kg。

4、实验动物的采血尾尖采血：将小鼠或大鼠固定好，用酒精棉球擦拭尾部，然后用剪刀剪去尾尖约 2-3mm，让血液自然流出，用微量吸管吸取血液。

眼眶采血：用左手抓住小鼠或大鼠，使眼球突出，用毛细吸管或移液器从内眦刺入眼眶，吸取血液。

5、实验动物的给药灌胃：将小鼠或大鼠固定好，使其头部和颈部保持伸直，将灌胃针从口角插入口腔，沿咽后壁缓慢插入胃内，注入药液。

医学生小鼠大鼠实验报告一、实验目的本实验旨在通过对小鼠和大鼠的实验观察，研究它们在不同条件下的生理和行为特征，为进一步研究人类疾病提供参考。

二、实验方法2.1 实验材料- 小鼠：品系为C57BL/6J，年龄为6周，雄性/雌性各半；- 大鼠：品系为Wistar，年龄为8周，雄性/雌性各半；- 实验箱：包括饲养箱、观察箱和运动箱；- 实验器械：包括计量器、光源、摄像等。

2.2 实验设计1. 小鼠实验组：将小鼠放入饲养箱，观察其饮水量、食物摄入量和运动状态。

每天记录一次，持续观察7天。

2. 大鼠实验组：将大鼠放入观察箱，暴露在不同温度环境中（分别为25和37），观察其体温变化。

每小时记录一次，持续观察4小时。

三、实验结果3.1 小鼠实验结果在实验期间，观察到小鼠的饮水量和食物摄入量逐渐增加，运动状态表现为跑动和探索环境。

具体数据如下表所示：日期饮水量（ml）食物摄入量（g）运动状态第1天10 5 跑动第2天12 6 跑动第3天14 7 跑动第4天16 9 跑动第5天18 11 跑动第6天20 13 跑动第7天22 15 探索环境3.2 大鼠实验结果在25的温度环境下，大鼠的体温保持在正常范围内，变化不大。

而在37的高温环境下，大鼠的体温显著升高。

具体数据如下表所示：时间体温（）第1小时36.8第2小时36.9第3小时37.0第4小时37.1四、实验讨论4.1 小鼠实验讨论小鼠在实验期间表现出较高的饮水量和食物摄入量，说明它们需要充足的能量来满足正常生长发育的需要。

而运动状态的增加可能与它们的活跃性有关，小鼠是夜行性动物，喜欢在夜晚活动。

4.2 大鼠实验讨论在25的温度环境下，大鼠的体温保持在正常范围内，说明它们能够通过自身调节保持体温的稳定。

而在37的高温环境下，大鼠的体温显著升高，说明它们对于高温有较弱的适应能力。

五、实验结论通过本实验的观察结果，我们可以得出以下结论：1. 小鼠在实验期间表现出较高的饮水量、食物摄入量和运动状态，提示其正常生长发育需要大量的能量和活动。

姓名：薛桂凤学号：132015200300实验报告（二）一、实验目的：1.掌握大鼠的抓取和固定。

2.掌握大鼠的编号与标记方法。

3.掌握大鼠的常用实验方法。

4.掌握大鼠的常用麻醉方法。

5.掌握大鼠的安死术。

6.掌握大鼠的釆血方法。

7.了解小鼠的采尿、粪的方法。

8.了解小鼠各种脏器标本的采集方法。

二、实验器材：SD大鼠、电子称、手套、实验托盘、固定板、烧杯、注射器（3支）、剪刀、镊子、灌胃针头、毛细管、酒精棉球、5%水合氯醛、生理盐水三、实验内容1.抓取：两种方法。

第一种方法：右手食指和中指夹住大鼠颈部，使其头部固定，右手拇指及无名指分别在大鼠前爪下抓住大鼠身体。

第二种方法类似单手抓取小鼠的方法，用右手拇指及其余四指并捏住大鼠颈部背部皮肤。

2.称重：小鼠放在烧杯中称重（去除烧杯重量），记录小鼠体重210g。

3.鉴别大鼠性别：观察生殖器雄性大鼠的阴囊非常明显。

4.编号：染色法：逆毛方向涂上有色斑点，顺序由左到右，由上向下，用两种颜色可标记99只动物。

5.给药：（1）皮下注射小于1ml/100g（俯卧固定，左手拇指和食指捏住皮肤提起，右手持针沿纵轴方向刺入皮肤，阻力消失后回抽无血注入药物，拔针）（2）皮内注射小于0.1ml （麻醉后进行，先备皮）（俯卧固定，与皮肤平行刺入捏起的皮肤，阻力大，注射药物局部有皮丘后停留片刻后拔针）（3）腹腔注射0.01-0.02ml/g（仰面固定，在腹正中线两侧腹股沟平行的位置30-45°进针，挑起皮肤和肌肉，回抽无血，注药）（4）灌胃1-2ml/100g （大鼠固定身体呈一条直线，灌胃针头顺着上颚插入咽部，先少量注药证明未入气管后继续给药）6.釆血：尾尖釆血法、眼眶静脉丛釆血法、心脏釆血法(麻醉后) 。

7.大鼠的采尿、粪的方法（1）少量采集：在抓取固定时受到刺激排出少量尿液和粪便（2）长期大量采集：使用代谢笼8.麻醉：根据大鼠体重计算麻醉药物用量5%水合氯醛按300mg/kg，给药，计算药量为 1.26ml，ip 麻醉小鼠，观察小鼠麻醉期。

一、实验目的本次实验旨在学习并掌握毒理学实验中有关动物实验的基本操作技术，具体包括：1. 熟悉健康小鼠的外观检查方法、性别鉴定、捉拿和固定方法。

2. 掌握小鼠灌胃给药与腹腔注射给药的技术。

3. 了解小鼠颈椎脱臼法处死方法、小鼠脏器系数的概念及其测定方法、病理学意义。

4. 熟悉小鼠的标记、解剖步骤及正常脏器观察。

5. 了解实验动物的被毛去除方法、粪尿收集、血液样本采集方法。

二、实验材料和器材动物：小鼠器材：- 鼠笼- 天平- 注射器- 灌胃针- 止血钳- 手术剪- 平皿- 托盘- 烧杯若干三、实验方法1. 对小鼠进行观察：- 观察指标：小鼠的体型、发育情况；毛发是否清洁浓密有光泽，是否顺贴不蓬乱；行动是否迅速，反应是否灵敏；眼睛是否明亮有神，瞳孔是否清晰等圆；天然孔道是否干净、有无分泌物。

2. 小鼠捉拿：- 右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，使小白鼠将前肢固定于粗糙面上。

- 迅速用左手拇指和食指捏住小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。

3. 小鼠性别鉴定：- 观察肛门与生殖器之间的距离。

雄性大鼠的距离较大，雌性的距离较小。

- 成年雄鼠尾部可见睾丸，成年雌鼠可见乳头。

4. 小鼠称重：- 打开电子天平，待读数显示稳定后，将平皿置于天平上，去皮。

- 将小鼠置于平皿中，待读数稳定后记录其体重。

5. 小鼠灌胃给药：- 将小鼠固定在实验台上，用灌胃针将药物缓慢注入小鼠口腔，直至药物完全灌入。

6. 小鼠腹腔注射给药：- 用手术剪在小鼠腹部剪一个小口，用注射器将药物注入腹腔。

7. 小鼠颈椎脱臼法处死：- 将小鼠固定在实验台上，用一只手握住小鼠的头部，另一只手握住小鼠的尾部，使小鼠呈弓形。

- 用力拉扯小鼠的头部和尾部，使颈椎脱臼，导致小鼠死亡。

8. 小鼠脏器系数的测定：- 处死小鼠后，取出其心脏、肝脏、肾脏等脏器，用天平称重。

- 计算脏器系数：脏器重量（g）/体重（g）× 100%。