药理学实验的基本知识和基本技术
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第一章药理学实验的基础知识一、药理学实验课的目的和要求药理学实验课的目的在于通过实验,使学生掌握进行药理学实验的基本方法,了解获得药理学知识的科学途径,验证药理学中的重要基本理论,更牢固地掌握药理学的基本概念。
在实验课中还应培养学生科学工作的严肃的态度、严格的要求、严密的工作方法和实事求是的作风,并初步具备客观地对事物进行观察、比较、分析、综合和解决实际问题的能力。
为了达到上述目的,要求做到下列事项:实验前(1)仔细阅读实验指导,了解实验目的、要求、方法和操作步骤,领会其设计原理;(2)结合实验内容,复习有关药理学和生理学、生化学等方面理论知识达到充分理解;(3)估计实验中可能出现的情况和发生的问题。
实验中(1)将实验器材妥善安排,正确装置;(2)严格按照实验指导书上的步骤进行操作,准确计算给药量,防止出现差错意外;(3)认真、细致地观察实验过程中出现的现象,随时记录药物反应的出时间、表现以及最后转归,联系课堂讲授内容进行思考;(4)注意节约实验材料。
实验后(1)整理实验结果,经过分析思考,写出实验报告,按时交给指导教师;(2)整理实验器材,洗净擦干,妥为安放。
将存活和死亡动物分别送至指定处所。
做好实验室的清洁卫生工作。
二、实验动物的捉持和给药法实验1.1 蛙和蟾蜍的捉持和给药法[目的] 学习蛙和蟾蜍的捉持和淋巴囊给药法。
[材料] 蛙或蟾蜍;注射器、针头、生理盐水。
[方法] 1.捉持法通常以左手握持,用食指和中指夹住左前肢,用拇指压住右前肢,将下肢拉直,用无名指及小指夹住。
2.淋巴囊内注射法蛙及蟾蜍皮下有多个淋巴囊,注入药物后易于吸收。
通常将药物注射于胸、腹或股淋巴囊。
蛙及蟾蜍的皮肤很薄,缺乏弹性,注射后药物易自针眼漏出,故作胸部淋巴囊注射时应将针头插入口腔,由口腔底部穿过下颌肌层而达胸部皮下;作股淋巴囊注射时,应由小腿皮肤剌入,通过膝关节而达大腿部皮下。
这样才可避免药液外漏。
注入药液量一般为0.25ml∽0.50ml试以生理盐水作胸淋巴囊和股淋巴囊注射练习。
药理学实验的基础知识药理学是研究药物对生物体产生作用的科学,而药理学实验是用来研究、验证药物的药效、毒性和代谢等特性的重要手段。
在进行药理学实验之前,研究人员需要掌握一些基础知识,以确保实验的可靠性和科学性。
药理学实验的分类药理学实验通常可以分为体外实验和体内实验两大类。
体外实验体外实验是在体外环境(如离体器官、细胞培养皿等)中进行的实验,用于研究药物对细胞、基因等的作用机制和生物效应。
体内实验体内实验是在动物模型或人体中进行的实验,用于评价药物的生物活性、毒性和药代动力学特性等。
药理学实验的设计原则进行药理学实验时,必须遵守一些设计原则,以确保实验结果的准确性和可靠性。
1.随机分组:实验对象在实验前应随机分配到不同的实验组,以减少实验结果的偶然性。
2.双盲对照:在动物实验中,研究人员应当实现实验组和对照组的盲法实验,以减少实验结果的主观影响。
3.样本量控制:实验设计时需要合理确定实验组和对照组的样本量,以保证实验结果的统计学意义。
4.质量控制:在进行实验的过程中,需要确保实验操作的标准化和一致性,以减少操作误差。
药理学实验的常用技术在药理学实验中,有许多常用技术可以帮助研究人员获取所需数据和信息,例如:•ELISA检测技术:用于测定细胞因子、蛋白质等分子在样本中的浓度。
•Western blot:检测蛋白质表达水平和结构特征的技术。
•细胞色素释放试验:用于评价药物对细胞毒性的影响。
•动物行为学实验:评估药物对动物运动、认知等行为的影响。
药理学实验的伦理和安全注意事项在进行药理学实验时,研究人员需要遵守相关的伦理规范和安全措施,以保障实验对象的权益和研究人员的安全。
1.动物实验伦理:研究人员应当遵守动物实验的伦理规范,尽量减少动物的痛苦和不必要的死亡。
2.实验室安全:在实验室操作时应当穿戴个人防护装备,确保实验操作的安全。
3.数据保密:研究人员需要确保实验数据的保密性,防止实验数据泄露。
结语药理学实验作为药物研发的重要环节,需要研究人员具备扎实的基础知识和实验技术,以确保实验结果的科学性和可靠性。
药理学实验须知一、明确药理实验的目的要求药理学实验课是药理学教学的一个重要组成部分。
它的目的任务一方面是验证理论,巩固并加强对理论知识的理解;另一方面是通过实验掌握研究药物作用的基本操作方法和技能,培养对科学工作严肃的态度,严肃的方法和严格的要求,培养根据客观实际分析问题和解决问题的能力,为今后进行科学研究,打下初步基础,以便为实现中西医药结合作出贡献。
药理实验包括进行实验操作(有些部分可进行病例讨论)、整理实验结果写出实验报告等环节。
为了提高实验效果,实验前应作好预习,明确本次实验目的、方法步骤和原理,做到心中有数,避免实验中出现忙乱和差错。
实验过程中要在教师指导下加强培养独力操作能力,克服对教师的依赖性。
通过实验操作要求在生理生化实验的基础上掌握固定动物和各种给药方法,掌握剂量换算和麻醉方法,学会观察记录主要生理生化指标,掌握注射器、天平、磅秤、二导生理记录仪、药理生理多用仪及描记装置等用法,掌握离体心脏、肠管、子宫和在体动物血压、呼吸及各系统药物的主要实验方法。
二、作好实验结果的处理药理实验结果有生理记录仪等记录的曲线、测量资料(如血压、心率、瞳孔大小、睡眠时间等测量的数据)和计数资料(如动物死活数、阴性和阳性反应数等数据)等几种。
要如实地准确地对观察到的数据及时加以记录,决不可想当然地用主要观想象或书本理论代替实验观察到的客观事实。
实验完毕对结果分别加以整理。
记录曲线要加以剪裁。
注明动物性别、体重、日期、实验题目、给药剂量等。
计数资料和测量资料应酌情列表或画图以便比较,使结果一目了解。
三、写好实验报告写实验报告是培养文字表达能力和概括综合分析问题能力的重要训练方法。
每次实验后要求用统—实验报告本写好报告,交负责教师评阅。
在实验报告中要求列出实验题目、实验方法和实验结果。
有时要对实验结果产生的原理或对实验结果异常的原因略加讨论。
讨论不可离开实验结果去抄书。
实验指导所列思考题或讨论题是为加深对实验的理解,如果与实验结果无关,不必写入实验报告。
针对药理学有关知识容与实验课的要求,拟开设以下几个方面的实验:实验一:药理学实验的基本知识及基本技能训练(4学时)实验目的与要求:通过实验使学生掌握药理实验有关的动物选择、应用、捉拿、给药、采血等基本知识及基本技能的训练。
要点:一、常用动物捉持方法⑴小鼠捉持⑵家兔捉持二、常用动物给药方法⑴小鼠灌胃——;皮下注射——;腹腔注射——;肌肉注射——;尾静脉注射——;⑵家兔灌胃——;耳缘静脉给药——;三、常用动物取血方法⑴小鼠后眼眶静脉丛取血——用拇指和食,中指捏住鼠颈部,利用捏紧的压力,使静脉丛淤血.将一特制硬玻璃吸管(约长15cm,前端拉成管壁略厚的毛细管),从眼角插入眼睑和眼球之间,轻轻香眼底方向移动,并略加捻转,血即自然顺便玻璃管流出。
⑵眼眶动脉、静脉取血——左手抓住小鼠,拇指和食指尽量将头部皮肤捏紧,使眼球突出,用无钩弯镊将眼球摘除,将鼠倒置,血即流出1. 小鼠捉持法以右手捉小鼠尾,将小鼠放于粗糙面上,向后轻拉小鼠尾部,使小鼠固定于粗糙面上。
用左手的拇指、食指和中指捏住小鼠两耳及头部皮肤,无名指、小指和掌心夹住背部皮肤和尾部,使头部朝上,颈部拉直但不宜过紧,以免窒息(见图1—1)。
另一种捉持方法是只用左手,先用食指和拇指抓住小鼠尾巴,后用手掌及小指和无名指夹住其尾部,再以拇指及食指抓住两耳和头部皮肤(见图1—2)。
前者易学,后者便与快速捉拿给药。
图1—1 小鼠的捉拿方法1 图1—2 小鼠的捉拿方法22. 小鼠灌胃以左手捉持小鼠,头部朝上,使其头颈充分拉直。
右手拿起装有灌胃针头的注射器,自口角插入口腔,再从舌面紧沿上腭进入食道(见图1—3)如插入正确,灌胃针头容易进入,如遇阻力,可能插入气管,应退出再插。
灌胃液最多不超过0.1ml。
图1—3小鼠的灌胃法图1—4小鼠的皮下注射法3. 小鼠皮下注射将小鼠至于铁丝网上,左手抓住小鼠,以拇指扣食指捏起背部皮肤,右手持注射器刺入背部皮下注射药液。
(见图1—4)。
药理学基础实验实验一药理学实验的基本知识和技术 6课时一、动物实验的基本知识和技术(一)实验动物的要求和选择药理学实验要求根据不同的实验目的选用相应合格的医学实验动物。
实验动物按微生物控制分为四级:一级为普通动物,要求不带有人兽共患病的病原体以及体外寄生虫;二级为清洁动物,在一级要求基础上还必须不带有动物传染病的病原体;三级为无特定病原体的动物;四级为无菌动物。
药理教学实验可选用一级普通动物,科研实验必须用二级以上的实验动物。
1.青蛙和蟾蜍其心脏能在离体情况下保持较持久地节律性搏动,可用来观察药物对心脏的作用;其坐骨神经腓肠肌标本可用来观察药物对周围神经、横纹肌或神经肌肉接头的作用,用于局麻药和肌松药实验。
2.小鼠最为常用,易大量繁殖,适用于需要大量动物的实验,如半数致死量测定和药物的初筛实验。
3.大鼠用途与小鼠基本相同。
主要用于一些用小鼠不便进行的实验,如血压实验等。
大鼠对炎症反应较为灵敏,其踝关节炎模型常用于观察药物的抗炎作用。
4.豚鼠对组胺特别敏感,是筛选平喘药和抗组胺药最理想的动物。
5.家兔性情温顺,易饲养,亦是药理实验中最常用的动物之一,用于观察药物对心脏、血压、呼吸的影响。
6.狗易于通过驯养与人合作,因而很适合于慢性实验,如用手术造成胃瘘、肠瘘以观察药物对胃肠蠕动及分泌功能的影响;高血压的实验治疗;新药临床前毒性试验等。
(二)实验动物的捉持方法2.小鼠右手提起鼠尾,放在鼠笼(或其他粗糙面)上,向后轻拉其尾,迅速用左手拇指和食指捏住小鼠头颈部皮肤,并以左手小指、无名指压其尾部于手掌尺侧。
另一方法是只用左手,先用食指和拇指抓住小鼠尾巴后用手掌尺侧和小指夹住尾根部,然后用左手拇指和食指捏住头颈部皮肤。
(三)实验动物的给药方法1.灌胃小鼠:左手捉持小鼠,使头部朝上,颈部拉直,腹部朝向操作者,右手持灌胃管,自口角插入口腔,使灌胃管与食管成一直线,再从舌面紧沿上腭缓慢进入食管2cm~3cm,将药液缓慢注入。
药学专业药理学实验设计与操作指南药理学是药学专业的一门重要课程,通过实验来研究药物在生物体内的作用机制和药效学特性。
本文将为药学专业的学生提供一份药理学实验设计与操作指南,帮助他们更好地理解和掌握实验技巧。
一、实验前准备1. 实验目的:明确实验的目标和预期结果。
2. 实验原理:了解实验所涉及的药物、试剂和动物模型的基本原理和作用机制。
3. 实验材料准备:准备所需的药物、试剂、仪器设备和实验动物等。
4. 实验安全措施:了解实验中可能存在的危险因素,并采取相应的安全措施。
5. 实验步骤设计:根据实验目的和原理,设计合理的实验步骤和操作流程。
二、实验操作技巧1. 药物制备:按照实验要求准备药物溶液,注意溶解度和浓度的调配。
2. 动物模型制备:根据实验需要选择适当的动物模型,并进行相应的处理和麻醉。
3. 药物给药:选择合适的给药途径和剂量,注意给药的时间和频率。
4. 采样和分析:根据实验设计,按时采集样本并进行相应的分析和测定。
5. 数据处理和统计:对实验结果进行数据处理和统计分析,得出科学合理的结论。
三、常见实验技术1. 动物行为观察:观察动物在给药后的行为变化,如活动性、食欲、睡眠等。
2. 组织切片制备:将动物组织标本进行切片处理,用于形态学和组织学观察。
3. 酶活性测定:通过测定酶的活性来评估药物对生物体内酶的影响。
4. 细胞培养技术:利用细胞培养技术研究药物对细胞的作用机制和毒性效应。
5. 分子生物学技术:应用PCR、Western blot等技术研究药物对基因表达和蛋白质水平的影响。
四、实验注意事项1. 实验记录:详细记录实验步骤、操作细节和实验结果,保证实验数据的准确性和可靠性。
2. 实验质量控制:严格按照实验要求进行实验操作,避免实验误差和干扰因素的影响。
3. 实验伦理:遵守实验伦理规范,保护实验动物的权益和福利。
4. 废弃物处理:正确处理实验废弃物,避免对环境和人体造成污染和危害。
5. 实验结果分析:对实验结果进行科学合理的分析和解释,得出结论并提出进一步研究的建议。
实验一药理学实验基本知识和技术实验目的:1、掌握基本操作,锻炼动手、动脑能力;2、更好地掌握药理学基本理论知识;3、培养科学思维。
实验内容:一、药理实验的基本目的与要求二、实验动物:1、动物的选择;2、动物的标记与捉拿、固定方法;3、动物的取血方法(尾尖、眼眶静脉丛、摘眼球、断头);4、动物的给药方法(灌胃、腹腔、皮下、尾静脉);5、动物的麻醉方法;6、动物的处死方法。
三、实验设计基本原则。
实验步骤:一、药理学实验的基本目的与要求药理学实验课在药理学教学中占有非常重要的地位。
药理学实验课的目的在于通过实验验证药理学的基本理论,加深理解与掌握药理学的基本知识和规律;也是了解获得药理学知识的科学途径。
同时,培养学生独立思考,独立工作,科学思维的能力;培养学生动手操作、分析问题和解决问题的能力;还应培养学生对科学工作的严肃的态度、严格的要求、严密的工作方法及实事求是的工作作风。
为了达到上述目的,要求做到下列事项:1. 实验前:预习实验内容并复习相关理论知识;2. 实验时:(1)实验分小组进行,实验前分工明确,实验时密切配合;(2)确定实验仪器、药品、动物与实验指导相符时,将实验器材妥善安排,正确装置、保管;(3)实验操作按步骤进行,仔细观察实验中出现的现象,实事求是地做好记录;(4)注意爱护动物、节约实验药品;(5)实验过程中保持实验室肃静、清洁。
3. 实验后:⑴各组同学将实验动物处死,实验台擦干净,将实验方盘送回准备室;⑵值日生搞好实验室卫生,将死亡动物送至指定场所;⑶整理实验结果,经分析思考作出结论,按要求写出实验报告,按时交给指导老师。
实验报告的书写1.题目2.目的3.原理4.材料:实验动物,器材,药品5.方法:用自己的语言简单扼要描述出来;6.结果:要求真实、清楚;7.讨论:将实验结果进行比较、分析;实验中有哪些不足之处;结果异常或失败的原因;8.结论:将实验结果进行归纳总结,应带有提示性质。
药理学实验教程 〔中、英文版〕主编 叶春玲 钟玲暨暨南南大大学学药药学学院院药药理理教教研研室室22000077年年55月月药理学实验教程目目 录录第一篇 药理学实验基本知识第一章 药理学实验须知一、药理学实验课的目的和要求二、实验结果的整理和实验报告的撰写第二章 药理学实验设计的基本知识一、实验设计的基本原那么二、药理实验设计中的剂量效果三、药理实验设计中的预试效果第三章 药理学实验的统计处置原那么一、计量资料的统计剖析二、计数资料的统计剖析三、药效和剂量依赖关系〔相关性〕的统计剖析四、两药药效的等效性剖析第四章 常用实验植物的基本操作一、实验植物的选择及捉拿固定二、实验植物的编号三、实验植物的给药方法四、实验植物的麻醉和取血第五章 药理学实验常用仪器操作技术BL-410生物机能实验系统第六章 药物剂型与处方学一、药物剂型二、处方学第二篇 药理学总论实验第一章 药动学实验实验一 磺胺类药物静脉给药后的药时曲线实验二 磺胺类药物非血管内给药后的药时曲线实验三 3P87 计算药物动力学参数实验四磺胺类药物在体内的散布实验五磺胺嘧啶的血浆蛋白结合率测定实验六磺胺类药物在麻醉大鼠体内经胆汁和尿排泄的实验第二章药效学总论实验实验一不同给药途径对药物作用的影响实验二肝功用形状对药物作用的影响实验三量效关系曲线和有关药效学参数测定第三章平安性实验实验一药物急性半数致死量〔LD50〕的测定实验二最大耐受量〔MTD〕测定第三篇药理学各论实验第一章传入迷经系统药物实验实验一药物对麻醉植物血压的影响实验二药物对麻醉植物血活动力学的影响实验三药物对离体兔自动脉环的作用第二章中枢神经系统药物实验实验一药物对小鼠自发活动的影响实验二药物对益智作用的影响实验三抗癫痫药和抗惊厥实验实验四镇痛药实验第三章心血管系统药物实验实验一利多卡因对哇巴因诱发心律正常的拮抗作用实验二强心苷对家兔在体衰竭心脏的作用实验三药物对垂体后叶素所致的急性心肌缺血心电图变化的影响第四章内脏系统药物实验实验一呋塞米对小鼠尿量及电解质的影响实验二药物对组胺诱发豚鼠哮喘的作用实验三药物对大鼠的利胆作用第五章激素类及抗炎药物实验实验一糖皮质激素对毛细血管通透性的影响实验二糖皮质激素对单核巨噬细胞吞噬功用的影响实验三抗炎药物对大鼠足跖肿胀的影响第四篇实践运用才干训练第一章设计性实验第二章病历讨论附录一、常用植物离体实验的生理溶液二、植物实验常用麻醉药的用法与用量三、不同植物采血部位与采血量的关系四、常用实验植物的最大平安采血量与最小致死采血量五、不同种属植物单位体重〔kg〕剂量折算系数六、植物常用正常数据七、成年植物的年龄、体重和寿命比拟第一篇药理学实验基本知识第一章药理学实验须知一、药理学实验课的目的和要求1目的药理学实验课的目的在于经过实验,使先生掌握药理学实验的基本方法,了解取得药理学知识的迷信途径,验证药理学中的重要实际,更结实地掌握药理学的基本概念和基本知识。
药理学实验基础知识点总结药理学实验是药物发现、研究和开发的重要环节,通过实验对药物的药理学特性进行评估,包括药理学作用、药动学、毒性等。
药理学实验要求严谨的实验设计和操作,同时也需要具备丰富的药理学知识和实验技能。
本文将针对药理学实验的基础知识点进行总结,包括实验设计、药理学作用评价、药动学评价、毒性评价等方面的内容。
一、药理学实验的基础知识点1. 实验设计实验设计是药理学实验的重要环节,合理的实验设计可以保证实验结果的可靠性和准确性。
常见的实验设计包括随机对照实验、对照组设计、交叉设计等。
在实验设计中需要考虑到实验对象的选择、样本数量、实验组织、数据分析等方面的内容。
2. 药理学作用评价药理学作用评价是对药物在生物体内产生的药理效应进行评估。
常见的药理学作用评价方法包括体外实验、体内实验、生物化学实验等。
通过这些实验可以评价药物对生物体的生理功能、生化代谢等方面的影响。
3. 药动学评价药动学评价是对药物在生物体内的吸收、分布、代谢和排泄等动力学过程进行评估。
常见的药动学评价方法包括药物浓度-时间曲线、体内动力学参数的测定等。
通过这些实验可以评价药物在生物体内的药代动力学特性。
4. 毒性评价毒性评价是对药物在生物体内产生的毒性反应进行评估。
常见的毒性评价方法包括急性毒性实验、慢性毒性实验、致畸毒性实验等。
通过这些实验可以评价药物对生物体产生的毒性效应和毒性机制。
二、药理学实验的常用技术和方法1. 细胞培养技术细胞培养技术是现代药理学实验中常用的技术之一,通过对细胞系和细胞器官进行培养,可以评价药物对细胞的毒性和药理学作用。
常用的细胞培养技术包括细胞传代培养、凋亡检测、免疫细胞化学染色等。
2. 动物实验技术动物实验技术是药理学实验中常用的技术之一,通过对动物进行给药和实验观察,可以评价药物的药理学作用、药代动力学特性和毒性效应。
常用的动物实验技术包括造模实验、行为学实验、代谢实验等。
3. 分子生物学技术分子生物学技术是药理学实验中常用的技术之一,通过对药物靶标和信号通路进行研究,可以揭示药物的作用机制和药效基础。
一、实验目的1. 了解药物的基本作用,包括兴奋和抑制作用。
2. 掌握药物剂量与药效的关系。
3. 学习观察和记录实验结果的方法。
4. 熟悉实验操作的规范和注意事项。
二、实验原理药物是用于预防、治疗和诊断疾病的化学物质。
药物的基本作用包括兴奋和抑制作用。
兴奋作用是指药物能增强组织或器官的功能活动,如提高心肌收缩力、增强神经传导等。
抑制作用是指药物能减弱组织或器官的功能活动,如降低血压、抑制神经传导等。
药物剂量与药效的关系是药理学研究的重要内容。
在一定范围内,药物剂量与药效成正比关系,即剂量越大,药效越强。
但当剂量超过一定范围时,药效不再随剂量增加而增强,甚至会出现毒副作用。
三、实验材料1. 实验动物:小白鼠2. 药物:肾上腺素、心得安、咖啡因、戊巴比妥钠3. 仪器:电子天平、滴定管、量筒、秒表、观察室、记事本四、实验步骤1. 将小白鼠分为两组,分别命名为A组和B组。
2. A组给予肾上腺素,B组给予心得安。
3. 观察并记录两组小白鼠的兴奋或抑制作用,如活动度、呼吸频率、心率等。
4. 分别给予两组小白鼠咖啡因和戊巴比妥钠。
5. 观察并记录两组小白鼠的兴奋或抑制作用。
6. 对实验数据进行统计分析。
五、实验结果及分析1. A组给予肾上腺素后,小白鼠表现出兴奋症状,如活动度增加、呼吸加快、心率增加等。
2. B组给予心得安后,小白鼠表现出抑制作用,如活动度降低、呼吸减慢、心率降低等。
3. A组给予咖啡因后,小白鼠表现出兴奋症状,与肾上腺素作用类似。
4. B组给予戊巴比妥钠后,小白鼠表现出抑制作用,与心得安作用类似。
5. 对实验数据进行统计分析,结果显示肾上腺素、咖啡因对A组小白鼠具有兴奋作用,心得安、戊巴比妥钠对B组小白鼠具有抑制作用。
六、结论1. 药物的基本作用包括兴奋和抑制作用。
2. 药物剂量与药效的关系是药理学研究的重要内容。
3. 药物作用具有选择性,不同药物对不同器官或组织具有不同的作用。
七、讨论1. 药物作用的机制:药物作用的机制复杂多样,包括受体学说、离子通道学说、酶学说等。
实验一药理学实验的基本技能一、实验动物的基本技能和实验技术基础1.实验动物的标记大、小鼠和白色家兔的标记常用3~5%黄色苦味酸溶液涂于皮毛上标号。
常用的方法:1号 ---左前腿2号 ---左腰部3号 ---左后腿4号 ---头部5号 ---正中6号 ---尾根部7号 ---右前腿8号 ---右腰部9号 ---右后腿10号 ---不标记2.实验动物的捉持(大、小鼠)(1)小鼠的捉持用右手提起鼠尾,放在粗糙物(如鼠笼盖)上面,向后轻拉鼠尾;用左手拇指和食指捏住其两耳颈背部皮肤,将小鼠固定在掌中,使其腹部朝上,然后以无名指和小指夹住鼠尾或小鼠的左后肢。
(2)大鼠的捉持捉持和固定方法基本同小鼠,无经验者可戴上防护手套,并应动作轻柔。
用右手捉住鼠尾,放在鼠笼盖上,向后轻拉鼠尾;左手掌面向鼠背,食指和中指压住鼠的头顶,拇指和无名指分别从鼠的两腋下插入,将鼠的两前肢卡住;或拽紧鼠后颈及后背皮肤即可。
图 1 小白鼠捉持法3、实验动物的给药方法(大、小鼠)(1)小鼠的给药方法灌胃(ig):将小鼠固定后,使颈部拉直,右手持装有灌胃针头的注射器,自口角插入口腔,压其头部,使口腔与食道成一直线,沿上腭壁向鼠口腔的后下方轻轻插入食道。
如遇阻力,可将针头抽出再插,以免刺破食管或误入气管。
一般给药量为0.1~0.3ml/10g(体重)。
图 2 小白鼠灌胃法实验图 3 小白鼠腹腔注射法皮下注射(H或sc):常在背部皮下。
轻轻捏起背部皮肤,将注射针头刺入皮下,稍稍摆动针头,若容易摆动则表明针尖位于皮下。
然后注入药液。
一般给药量为0.1~0.20ml/10g (体重)。
图 4 小白鼠皮下注射法腹腔注射(ip):左手固定动物,右手持注射器,从下腹部外侧,呈45度角刺入腹腔,进针约3~5mm,一般给药量为0.1~0.3ml/10g(体重)。
肌内注射(im):多注射于后肢股部肌肉,一般每侧不超过0.1ml。
尾静脉注射(iv):将小鼠置于固定筒内,使尾部露在外面,用70%~75%的乙醇棉球擦尾部,或将鼠尾浸入45~59ºC温水中,待尾部左右侧静脉扩张后,左手拉尾,右手进针。
药理学实验基本知识与技能实验报告1.了解药理学实验的基本知识、技能及主要实验方法;2.培养对药物作用的判断能力和评价能力;3.掌握实验中的操作技能和实验数据的处理方法。
实验内容:本次药理学实验主要包含以下内容:1.药物实验的基本知识:药物性质、用药途径、药物剂量和使用方法、药物评价方法等;2.药物作用的评价方法:包括药效学、副作用和毒性、药代动力学等;3.药物实验的操作方法:包括药物制剂的制备和制剂的性质分析、动物实验等操作。
实验步骤:1.药物制剂的制备和性质分析a、选取需要制备的药物制剂并准备所需要的药物原料;b、根据药品说明书,确立合适的配伍方案并计算药物配比;c、将药物原料按照配方比例称量,配合制剂的制备;d、对制剂进行性状分析,例如外观、气味、颜色、味道等。
2.动物实验的操作a、准备实验所需动物(小鼠、大鼠、猪等),按照正常条件下饲养一段时间,保持体内环境平稳;b、按照计划的剂量模式,将药物给予动物口服、注射、吸入等途径,然后观察动物的生理状况变化;c、记录药物作用的时间和程度,并观察药物的治疗效果和不良反应;d、分析动物实验结果,得出药物的作用目标、剂量规律等信息。
实验结果分析:经过对本次实验数据的统计分析,我们得出以下结果和结论:1.药物制剂的制备和性质分析这一步主要在于制备药品初步探讨药品相对的性质,包括物理性质和化学性质等。
药品初制后,需要分析其外观特点、颜色、气味、味道、纯度和含量等参数,以评价药品质量。
2.动物实验的操作本实验选择了小鼠模型,并按照剂量递增的模式给予药物,观察小鼠的生理变化,并记录药物的作用时间和不良反应。
实验结果表明,在本剂量下,药物的作用效果比较显著,但也存在一些不良反应,需要进一步的研究和评估。
结论:通过对本次实验的操作和数据分析,我们得出以下结论:1、药物的制备和性质分析是一项必不可少的工作,对于药品的质量保证有重要作用;2、动物实验是一种可靠的实验方法,但也有一些限制和缺陷,需要加以改进和完善;3、本实验显示出了药物的作用效果比较显著,但也存在一些不良反应,需要进一步的评估和改进。
药理学实验的基本知识和基本技术一、实验动物的种类选择药理学实验常用的动物有小白鼠、大白鼠、豚鼠、家兔、猫、犬、蛙、蟾蜍等。
常根据实验目的和要求选用不同的实验动物。
由于不同的动物具有不同的特点,故所选用的动物应能较好地反映试验药物的选择性作用,并符合节约的原则。
小白鼠:系实验室最常用的一种动物。
易于大量繁殖,且价廉,适用需要大量动物的实验,如药物筛选、半数致死量测定、药物效价比较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。
大白鼠:与小白鼠相似。
一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠,如药物抗炎作用的实验常选用大白鼠踝关节制备关节炎的模型。
此外也可用大白鼠直接记录血压、作胆管插管,或用大白鼠观察药物的亚急性或慢性毒性。
大白鼠的血压和人相近,且稳定,现常用于抗高血压药物实验。
豚鼠:是实验室常用动物之一。
对组织胺很敏感,容易致敏,常用于平喘药和抗组胺药的实验。
对结核菌亦敏感,故也用于抗结核药的研究。
此外还用于离体心脏及平滑肌实验,其乳头肌和心房常用于电生理特性及心肌细胞动作电位实验,研究抗心律失常药物的机理。
家兔:温顺、易饲养,常用于观察药物对心脏、呼吸的影响及农药中毒和解救的实验。
亦用于研究药物对中枢神经系统的作用、体温实验、热原检查及避孕药实验。
猫:与家兔比较,猫对外科手术的耐受性强,血压较稳定,故常用于血压实验。
但价格较贵。
此外,猫也常用于心血管药物及中枢神经系统药物的研究。
犬:药理实验需大动物时常用犬。
常用于观察药物对心脏泵功能和血流动力学的影响,心肌细胞电生理研究,降压药及抗休克药的研究等。
犬还可以通过训练,用于慢性实验研究,如条件反射、高血压的实验治疗、胃肠蠕动和分泌实验、慢性毒性实验。
蛙和蟾蜍离体心脏能较持久地有节律地搏动,常用于观察药物对心脏的作用;坐骨神经和腓肠肌标本可用来观察药物对周围神经、神经肌肉或横纹肌的作用;蛙的腹直肌还可以用于鉴定胆碱能药物的作用。
须注意:由于动物对外界刺激的反应存在个体差异,在选择实验动物时,还应注意动物的年龄、体重、性别、生理状态、健康状况及其品系、等级等因素对实验的影响。
二、实验动物的编号药理实验中常用多只动物同时进行实验,为避免混乱应将动物进行编号。
实验动物编号的目的在于将观察范围内的同种动物进行区别,以便于观察。
常用的方法有染色法、耳缘剪孔法、烙印法和号牌法等,可根据实验目的、动物种类和具备的条件选用,一般编号应具有清晰易辨、简便耐久的特点。
猫、犬、兔等较大的动物可用特别的号码牌固定于身上。
小白鼠、大白鼠及白色家兔等用黄色苦味酸涂于动物不同部位进行染色标记而编号。
例如在小白鼠,右前肢皮肤外侧涂色标记为1号,腹部右外侧皮肤涂色标记为2号,右后肢皮肤外侧涂色标记为3号,头部皮肤涂色标记为4号,背部正中皮肤标记为5号,尾巴根部标记为6号,7、8、9号在左侧同1、2、3号,第10号不涂黄色。
大白鼠的编号与小白鼠相同。
三、实验动物的捉拿1、小白鼠可采取双手法和单手法两种形式。
双手法:右手提起鼠尾,放在鼠笼盖或其他粗糙面上,向后方轻拉,小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。
此时迅速用左手拇指和食指捏住小白鼠颈背部皮肤,并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部,固定于手中。
单手法:小白鼠置于笼盖上,先用左手食指与拇指抓住鼠尾,手掌尺侧及小指夹住尾根部,然后用左手拇指与食指捏住颈部皮肤。
2、大白鼠:容易激怒咬人,捉持时左手应戴防护手套或用厚布盖住大鼠,先用右手抓住鼠尾,再用左手拇指和食指握住头部,其余手指与手掌握住背部和腹部(图2-2)。
不要用力过大,切勿捏其颈部,以免窒息致死。
3、豚鼠:性情温顺不咬人,可用左手直接从背侧握持前部躯干,体重小者用一只手捉持,体重大者宜用双手,右手托住臀部。
4、家兔:用左手抓住颈背部皮肤(抓的面积越大,其吃重点越分散)。
将兔提起,以左手托住其臀部,使兔呈坐位。
5、猫:猫较为温顺,可用一只手捉住猫的颈部皮肤,另一只手托起四肢部抱起(图2-5)。
对凶暴猫,将手慢慢伸入笼内,轻抚猫的背、头、颈部。
一只手抓住猫的颈部,取出笼外,另一只手捉住从背到腰部的皮肤。
当猫不许手接触它的皮肤时,可用皮手套或用网捉拿。
6、犬:用一捕犬叉夹住犬颈,另一人用一粗棉带绑住嘴巴,使其不能咬人。
如系驯顺犬,可突然捉住两耳,将前足提高,然后绑嘴巴。
绑嘴的方法是将扁带绕上下颌一周,在上颌上打一结,然后转向下颌,再作一结,最后将带牵引至头后颈背上打第三结,在此结上须再打一活结以固定之。
7、蛙和蟾蜍:左手握持蛙或蟾蜍,食指和中指夹住左前肢,拇指压住右前肢;右手将双下肢拉直,左手无名指及小指将其压住而固定。
此法用于淋巴囊注射。
毁脑和毁脊髓则用左手食指和中指夹持蛙或蟾蜍的头部,拇指和无名指小指握持双下肢,右手持刺针进行操作。
四、实验动物常用的给药途径与方法1、小白鼠:灌胃(po):左手固定小鼠,右手持灌胃器,灌胃针头自口角进入口腔,紧贴上腭插入食道,如遇阻力,将灌胃针头抽回重插,以防损伤。
常用灌胃量为0.1~0.2 ml/10g。
皮下注射(ih):可用腹部、背部、腹股沟的皮下,此处皮肤比较松弛,也可由助手协助。
注药量一般为0.1~0.2 ml/10g。
肌肉注射(im):一人抓住小鼠头部皮肤和尾巴,另一人持连4号针头的注射器,将针头刺入后腿外侧肌肉。
注射量一般不超过0.1~0.2 ml/只。
静脉注射(iv):将小鼠置入固定器,酒精涂擦尾部,以使血管扩张。
自尾部末端刺入,刺入血管后抽针芯可见回血。
常用注射量为0.1~0.2 ml/10g。
腹腔注射(ip):将小鼠固定后,从下腹部外侧进针,深度较皮下注射深(图2-8)。
常用注射量为0.1~0.2 ml/10g。
2、大鼠:灌胃、腹腔注射、皮下注射及尾静脉注射与小鼠相似。
静脉注射也可在麻醉下行舌下静脉注射。
3、家兔灌胃:一人将兔身固定于腋下,一手固定兔头,另一手将开口器放入兔口。
另一人将导尿管从开口器孔插入口内,再慢慢插入食道和胃。
为慎重起见,可将胃管外端放入水中,如无气泡,则可证实导尿管在胃内。
灌胃量一般为10 ml/kg。
如用兔固定盒,可由一人操作。
静脉注射:一人固定兔身和兔头,另一人在使兔耳边缘血管(耳缘静脉)扩张后,从静脉末端刺入血管,左手拇指和食指固定针头和兔耳,右手注药。
注药量一般为2 ml/kg,等渗液可达10 ml/kg。
皮下、肌肉、腹腔注射与鼠类相似。
常用注药量分别0.5、1.0、5.0 ml/kg。
4、豚鼠:腹腔、皮下注射法同鼠类。
5、犬腹腔注射:犬被夹住后,用力将犬的颈、头压在地上,提起侧后肢,将药注入腹腔。
静脉注射:可从后肢外侧小隐静脉或前肢皮下头静脉注射。
6、蛙或蟾蜍:蛙皮下有数个淋巴囊,注药易吸收,常用腹淋巴囊。
注药时,将蛙四肢固定,使腹部向上,注射针头从蛙大腿上部刺入,经大腿肌层入腹壁肌层,再浅出至腹壁皮下,即是腹淋巴囊。
此法可避免药液外漏。
注药量一般为0.25~1.0 ml/只。
五、实验动物的取血方法1、小鼠和大鼠剪尾取血法:将清醒鼠装入深颜色的布袋中,将鼠身裹紧,露出尾巴,用酒精涂擦或用温水浸泡使血管扩张,剪断尾尖后,尾静脉血即可流出,用手轻轻地从尾根部向尾尖挤捏,可取到一定量的血液。
取血后,用棉球压迫止血。
也可采用交替切割尾静脉方法取血。
用一锋利刀片在尾尖部切破一段尾静脉,静脉血即可流出,每次可取0.3~0.5 ml,供一般血常规实验。
三根尾静脉可替换切割,由尾尖向根部切割。
由于鼠血易凝,需要全血时,应事先将抗凝剂置于采血管中,如用血细胞混悬液,则立即与生理盐水混合。
眼球后静脉丛取血法:左手持鼠,拇指与中指抓住颈部皮肤,食指按压头部向下,阻滞静脉回流,使眼球后静脉丛充血,眼球外突。
右手持1%肝素溶液浸泡过的自制吸血器,从内呲部刺入,沿内下眼眶壁,向眼球后推进4~5 mm,旋转吸血针头,切开静脉丛,血液自动进入吸血针筒,轻轻抽吸血管(防止负压压迫静脉丛使抽血更困难),拔出吸血针,放松手压力,出血可自然停止。
也可用特制的玻璃取血管(管长7~10 cm,前端拉成毛细管,内径0.1~1.5 mm,长为1 cm,后端管径为0.6 cm)。
必要时可在同一穿刺孔重复取血。
此法也适用豚鼠和家兔。
眼眶取血法:左手持鼠,拇指与食指捏紧头颈部皮肤,使鼠眼球突出,右手持弯镊或止血钳,钳夹一侧眼球部,将眼球摘出,鼠倒置,头部向下,此时眼眶很快流血,将血滴入预先加有抗凝剂的玻璃管内,直至流血停止。
此法由于取血过程中动物未死,心脏不断跳动,一般可取鼠体重4%~5%的血液量,是一种较好的取血方法,但只适用一次性取血。
心脏取血:动物仰卧固定于鼠板上,用剪刀将心前区毛剪去,用碘酒、酒精消毒此处皮肤,在左侧第3~4肋间用左手食指摸到心搏,右手持连有4~5号针头的注射器,选择心搏最强处穿刺,当针头正确刺入心脏时,鼠血由于心脏跳动的力量,血自然进入注射器。
断头取血:实验者带上棉手套,用左手抓紧鼠颈部位,右手持剪刀,从鼠颈部剪掉鼠头迅速将鼠颈端向下,对准备有抗凝剂的试管,收集从颈部流出的血液,小鼠可取血0.8~1.2 ml,大鼠可取血5~10 ml。
颈动静脉、股动静脉取血:麻醉动物背位固定,一侧颈部或腹股沟部去毛,切开皮肤,分离出静脉或动脉,注射针沿动静脉走向刺入血管。
20 g小鼠可抽血0.6 ml,300 g 大鼠可抽血8 ml。
也可把颈静脉或颈动脉用镊子挑起剪断,用试管取血或注射器抽血,股静脉连续多次取血时,穿刺部位应尽量靠近股静脉远心端。
2、豚鼠心脏取血:需二人协作进行,助手以两手将豚鼠固定,腹部面向上,术者用左手在胸骨左侧触摸到心脏搏动处,一般在第4~6肋间、选择心跳最明显部位进针穿刺。
针头进入心脏,则血液随心跳而进入注射器内,取血应快速,以防在试管内凝血。
如认为针头已刺入心脏,但还未出血时,可将针头慢慢退出一点即可。
失败时应拔出重新操作,切忌针头在胸腔内左右摆动,以防损伤心脏和肺脏而致动物死亡。
此法取血量大,可反复采血。
背中足静脉取血;助手固定动物,将其右或左后肢膝关节伸直提到术者面前,术者将动物脚背用酒精消毒,找出背中足静脉,以左手的拇指和食指拉住豚鼠的趾端,右手拿注射针刺入静脉,拔针后立即出血,呈半球状隆起,用纱布或棉花压迫止血。
可反复取血,两后肢交替使用。
3、家兔心脏取血:将动物仰卧在兔板上,剪去心前区毛,用碘酒、酒精消毒皮肤。
用左手触摸胸骨左缘第3~4肋间隙,选择心脏跳动最明显处作穿刺点,右手持注射器,将针头插入胸腔,通过针头感到心脏跳动时,再将针头刺进心脏,然后抽出血液。
耳缘静脉取血:选好耳缘静脉,拔去被毛,用二甲苯或75%酒精涂擦局部,小血管夹子夹紧耳根部,使血管充血扩张.术者持粗针头从耳尖部的血管逆回流方向入静脉取血,或用刀片切开静脉,血液自动流出,取血后用棉球压迫止血,一般取血量为2~3 ml,压住侧支静脉,血液更容易流出,取血前耳缘部涂擦液体石蜡,可防止血液凝固。