(完整)动物全血量及最大注射量

一、注射给药法①皮下注射：皮下注射较为简单，一般都取背部及后腿皮下。

小鼠通常在背部皮下注射，将皮肤拉起，注射针刺入皮下，把针尖轻轻向左右摆动，容易摆动则表明已刺入皮下，然后注射药物。

拔针时，以手指捏住针刺部位，可防止药液外漏。

熟练者可把小鼠放在金属网上，一只手拉住鼠尾，小鼠以其习惯向前方爬动，在此状态下，易将注射针刺人背部皮下，注射药物。

此法可用于大批注射时。

注射药量为0.1～0.3ml/kg体重。

家兔皮下注射时，用左手拇指及中指将免的背部皮肤提起使成一皱折，并用食指按压皱折的一端，使成三角队增大皮下空隙，以利针刺。

右手持注射器，自皱折下刺入。

证实在皮下时，松开皱折，将药液注入。

豚鼠、大鼠、狗、猫等背部皮肤较厚，注射器针头不易进人，硬进容易折断针头，故给这些动物作皮下注射时不应选用背部皮肤。

一般狗、猫多在大腿外例；豚鼠在后大腿内恻；大鼠可在左侧下腹部。

②皮内注射：此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。

将动物注射部位的毛剪去，酒精消毒。

用卡介苗注射器带4号细针头沿皮肤表浅层插入，随之慢慢注入一定量的药液。

当溶液注入皮内时，可见到皮肤表面马上会鼓起桔皮样小泡，同时因注射部位局部缺血，皮肤上的毛孔极为明显。

此小泡如不很快消失，则证明药液确实注射在皮内；如很快消失，就可能注在皮下，应重换部位注射。

③肌肉注射：此法比皮下和腹腔注射用得较少，但当给动物注射不溶于水而混悬于油或其它溶剂中的药物时，常来用肌肉注射。

选择动物肌肉发达部位注射，如猴、狗、猫、兔可注入两侧臀部或股部肌肉。

注射时固定动物勿使其活动，将臀部注射部位被毛剪去，右手持注射器，使注射器与肌肉成60°角，一次刺入肌肉中，为防止药物进人血管，注药液之前要回抽针栓，如无回血则可注药，注射完毕后用手轻轻按摩注射部位，帮助药液吸收。

大鼠、小鼠、豚鼠因其肌肉较小，不常作肌肉注射，如需肌注，可注射入大腿外侧肌肉。

用5～6号针头注射，小鼠每腿不超过0.1ml。

1.人类疾病动物模型：是指生物医学研究过程中所建立起来的拥有人类疾病模拟表现的动物实验对象及相关实验资料。

2.实验性动物模型：是指研究者经过使用物理的、化学和生物的致病因素作用于动物，造成动物组织、器官或全身必然的损害，出现某些近似人类疾病时的功能、代谢或毒使动物患相应的传生病，又如用化学致癌剂、放射线、致癌病毒引起动物的肿瘤等。

3.实验动物：是指经人工培育，对其携带的微生物推行控制；遗传背景明确或本源清楚的，用于科学研究、授课、生产、检定以及其他科学实验的动物。

4.实验用动物：是指所有应用于科学实验的动物，包括实验动物、野生动物、经济动物和欣赏动物。

5. 近交系动物：又叫纯系动物。

是采用同胞兄妹或亲子交配，连续生殖 20代以上所培育出来的，遗传上到达高度一致的动物群。

6.3R 原那么：○1Reduction〔减少〕指在科学研究中，使用较少量的动物获取同样多的试验数据或使用—定数量的地动物能获取更多实验数据的科学方法。

○ 2Replacement〔取代〕指派用其他方法而不用动物所进行的试验或其他研究课题，以到达某—试验目的。

或是使用没有知觉的试验资料取代过去使用神志清醒的活的脊椎动物进行试验的一种科学方法。

○ 3Refinement〔优化〕指在吻合科学原那么的基础上，经过改良条件，善待动物，提高动物福利：或完满实验程序和改良实验技术，防范或减少给动物造成的与实验目的无关的难过和紧张不安的科学方法。

7.无菌动物：应用现有技术，在体内、外检测不出任何活的微生物和寄生虫的动物。

本源于无菌手术剖腹取胎，饲养在无菌隔断器内，人工喂乳或保姆代养培育而成。

8. SPF级动物：体内不存在特定病原微生物和寄生虫的动物，简称 SPF动物。

是指无传生病的健康动物。

这类动物都是来自无菌动物或悉生动物，转移到屏障系统中饲养和实验。

9.隔断系统：无菌隔断系统是完满密封的，将药品、生物制品控制、并办理成无菌状态。

一个完满的操作过程可能需要假设干个隔断器组成的系统来完成，从而将整个流程与可能的污染源〔如：周围的设备和操作者〕完整分开。

动物实验●动物的选择选择的原则：一切实验动物应具有个体间的均一性，遗传的稳定性和容易获得三个基本要求。

1.从研究目的和实验要求选择，尽量选择与研究对象的机能，代谢，结构，疾病性质的动物。

2.是否易获得，是否经济，是否容易饲养。

●实验动物本实验室常用的实验动物多为小鼠和家兔1.小鼠(Mus musculus)实验小鼠是目前教学，医学科学研究工作中经常应用的，使用量最大的一种动物。

其性成熟早，产仔多，繁殖快，体型小，便于管理，价格低廉，应用极广，特别使用于需要大量动物进行的实验，如药物筛选，半数致死量，药物的效价比较等。

用人工接种或化学致癌物方法可以导致生长各种响应肿瘤，因此也很适应抗癌药物的研究。

我国医学实验中常用的小鼠是野生鼷鼠的变种，属于哺乳纲，啮齿目，鼠科，鼠属。

小鼠1.5-2 月龄体重达20g以上，可供实验使用。

常用的实验小鼠，尤其是纯品系小鼠，经过人们长期的定向培育与纯化之后，一般具有与野生动物或家畜不同的独有特性（对实验的敏感性和实验结果的一致性，个体动物遗传的均一性），这些都是衡量实验小鼠质量好坏的重要标志。

我国常用的实验小鼠品种有：Balb/c鼠，昆明鼠等。

2．家兔(Oryctolagus cunieulus Rabbits)兔形目，兔科。

常用的家兔为真兔属，由欧洲野生穴兔驯化而成，目前已有五十多个品种。

生物医学研究中常用的家兔均为欧洲兔的后代，使用最多的有新西兰兔，大耳白兔，青紫兰兔，荷兰兔，弗莱密西兔。

●抗原剂量的选择不同抗原的免疫原性强弱不同，取决于其分子量，化学活性基团，立体结构，物理性状和弥散速度等。

抗原的免疫剂量依照给予抗原的种类，免疫次数，注射途径以及受体动物的种类，免疫周期及所要求的抗体特性等而不同。

剂量过低不能形成足够强的免疫刺激，剂量过高，又有可能造成免疫耐受。

在一定范围内，抗体效价随注射抗原的剂量而增高。

蛋白质抗原的免疫剂量比多糖类抗原宽。

一般而言，小鼠首次抗原剂量为50-400μg/次，大鼠为100μg-1mg/次，加强免疫的剂量为首次剂量的1/5-2/5。

项目二十七常用实验动物的接种和采血方法一、接种方法(一) 皮下注射皮下组织疏松的部位都可皮下注射。

一般小鼠在腹部两侧，豚鼠在腹部或大腿内侧，家兔取背部，大腿内侧或耳根部皮下注射。

注射部位消毒后，左手提起皮肤，右手持注射器将针头水平刺入皮下，针头摆动无阻力，说明已进入皮下，慢慢注入，注射部位随即隆起。

注射完毕，用棉球压住针刺处，再拔出针头。

小鼠注入量一般为0.2～0.5ml。

家兔或豚鼠注入量为0.5～1.0ml．(二) 皮内注射先将动物注射部位的毛剪去，消毒，然后左手绷紧皮肢，针头斜面向上，紧贴皮肤表层刺入，然后向上挑起再稍刺入，缓慢注射。

若注入皮内，注射部位马上有小泡隆起。

皮内注射量一般为0.1～0.2ml。

(三) 肌内注射应选择肌肉发达、无大血管通过的部位。

一般多选臀部、大腿内侧或外侧。

针头直接刺入肌肉，回抽针栓如无回血即可注射。

家兔等大动物注射量不超过2ml。

(四) 腹腔注射小白鼠腹腔注射时，用右手拉鼠尾，左手食指和拇指捏住脑背部皮肤，翻转鼠体，把鼠尾和一侧的后腿夹于小指和无名指之间，使动物处于头低位，使内脏移向上腹，右手持注射器在下腹部左侧或右侧刺入皮下，沿皮下朝头部方向进针0.5～1.0cm，再以45°角刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液，尿液或血液即可缓缓注入。

家兔等较大动物注射，应先固定，于腹部腹中线旁侧1cm处进针。

小鼠注射量一般为0.5～1.0ml，家兔或豚鼠为5ml。

(五) 静脉注射1．家兔将家兔固定，用酒精棉球轻轻按摩耳翼，压迫耳根部静脉，使耳缘静脉扩张。

用左手拇指与中、食指抓住耳尖部，从耳尖部边缘静脉平行进针，试推进少量注射液，如果觉得没有阻力，局部也没有隆起，表示已进入静脉，将注射液缓缓注入。

若失败，再逐步向耳根部移位重新注射。

注射完毕，用棉球压住针眼处，拔出针头。

注射部位一般选用耳外缘静脉，易固定，表浅；耳内缘静脉深，不易固定，故不常用。

2．小鼠于尾部两侧静脉注射。