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mcao拟血管性痴呆大鼠模型的建立一、引言血管性痴呆（Vascular Dementia，VD）是一种由脑血管疾病引起的认知功能障碍，严重影响了患者的生活质量。
目前，VD的病理机制尚不完全清楚，因此建立可靠的动物模型对于深入研究VD的发病机制、早期诊断和治疗具有重要意义。
本研究旨在通过改进线栓法制备大脑中动脉阻塞（Middle Cerebral Artery Occlusion，MCAO）大鼠模型，以模拟VD的病理过程，为VD的研究提供一个新的工具。
二、材料与方法1. 实验动物选取健康雄性SD大鼠，体重在250300g之间，饲养于清洁级动物房，自由摄食和饮水。
动物实验符合动物伦理学要求。
2. MCAO模型的制备（1）手术准备：大鼠术前禁食12小时，不禁水。
术前10分钟腹腔注射10%水合氯醛（350mg/kg）麻醉。
麻醉后，将大鼠仰卧位固定于手术台上，剪去颈部毛发，消毒皮肤。
（3）模型评估：术后24小时进行神经功能缺损评分（Neurological Severity Score，NSS）和脑梗死体积测量。
NSS评分包括运动、感觉和平衡功能，总分018分，分数越高表示神经功能缺损越严重。
脑梗死体积通过TTC染色法测量，梗死体积百分比（%）=（梗死体积/半球体积）×100%。
3. 数据处理采用SPSS 22.0软件对数据进行统计分析。
计量资料以均数±标准差（±s）表示，组间比较采用t检验。
P<0.05为差异有统计学意义。
三、结果1. MCAO模型的制备成功率本实验共制备MCAO大鼠模型40只，成功率为95%（38/40）。
失败原因包括术中出血、术后死亡等。
2. 神经功能缺损评分术后24小时，MCAO组大鼠的NSS评分为（14.5±1.8）分，显著高于假手术组（1.8±0.5）分（P<0.01）。
3. 脑梗死体积术后24小时，MCAO组大鼠的脑梗死体积百分比为（38.5±5.2）%，显著高于假手术组（0.0±0.0）%（P<0.01）。
实验前准备实验器材：干棉球、酒精棉球、75%酒精、生理盐水、注射器(1ml、2ml)、黑色记号笔、固定大鼠用粗线绳、大鼠板、染色小烧杯、标本瓶手术器械：备皮剪子1、眼科剪1、大直镊 1 只、小弯镊 1 对、(动脉夹2)、止血钳2-3、缝合线、缝合针、持针器麻醉剂：10%水合氯醛( 400mg/kg)保温：60W白炽灯，于37cm高处直接照射能使肛温保持在37C栓线：直径0.24mm,头端光滑圆钝；在栓线18mm的位置用黑色记号笔标记；75%酒精清洁后置1: 2500单位肝素化生理盐水中备用。
体重与栓线直径：直径0.24mm的栓线适用于体重220-280g的SD大鼠。
TTC的配制：用L磷酸缓冲液(PBS)配成2%TTC溶液()，避光保存。
药物配制：无论生理盐水还是受试药物标签均采用代号，给药及评分均采用单盲。
仪器激光多普勒血流仪(Laser Doppler Flowmetry, LDF)系统，包括：PeriFlux 5001 Ma in Unit，PF5010 LDPM Unit (激光多普勒微血流灌注量检测单元) ，LD Probe 407-1 ( Perimed Co., Jarfalla, Sweden ;大鼠脑立体定位仪(深圳市瑞沃德生命科技有限公司)；牙科手钻(Stron g 90#, Korea);大鼠脑切片模具；荧光正置显微镜(NIKON ECLIPSE 80i, X400)及成像系统( ACT-2U NIKON Imaging System)。
大脑中动脉栓塞( MCAO )模型的制备参照Zea Lon ga等［2］建立的大鼠大脑中动脉内栓线阻断方法，作适当改进。
10 %水合氯醛溶液400mg/kg，腹腔注射麻醉动物。
大鼠仰卧位固定，颈部正中切开皮肤，钝性分离各层组织，暴露右侧颈总动脉(CCA) 。
分离至颈内动脉(internal carotid artery，ICA)、颈外动脉(external carotid artery，ECA)分叉后一段，仔细分离避免损伤迷走神经和气管，置线备用。
全脑缺血再灌注动物模型建立方法一、引言脑缺血再灌注模型是研究脑缺血再灌注损伤的重要手段，对于深入理解缺血性脑损伤的病理生理机制，探索新的治疗方法具有重要意义。
本文将详细介绍全脑缺血再灌注动物模型的建立方法。
二、准备工作1. 实验动物：选择健康成年小鼠、大鼠或兔，确保其无疾病、无遗传性疾病。
2. 设备：准备好手术器械、显微镜、止血钳、无创血压计、冰冻浴盆、恒温湿毛巾等。
3. 药物：准备适量麻醉剂、抗生素、输液用品等。
三、全脑缺血模型的建立1. 麻醉：使用麻醉剂对实验动物进行全身麻醉。
2. 暴露手术部位：对实验动物进行全身消毒，打开腹腔，暴露手术部位。
3. 制作全脑缺血：使用特制的夹子将实验动物的脑血管夹闭，制造全脑缺血。
具体夹闭部位和时间需要根据实验需求进行调整。
四、再灌注过程的控制1. 解除血管夹闭：缺血时间结束后，缓慢解除血管夹闭，恢复血流。
2. 观察再灌注情况：在再灌注过程中，密切观察实验动物的神态、行为变化，以及脑部颜色、肿胀等情况。
五、模型评估与结果记录1. 评估再灌注效果：再灌注过程结束后，评估实验动物的全脑缺血再灌注效果，记录相关数据。
2. 观察病理变化：对实验动物的大脑组织进行病理学检查，观察缺血再灌注损伤后的病理变化。
3. 结果记录与分析：将观察到的结果进行记录，并对结果进行分析，为后续研究提供基础数据。
六、注意事项1. 麻醉剂的使用要适量，避免对实验动物造成过大的伤害。
2. 手术过程中要保持无菌操作，避免感染。
3. 制作缺血模型时，要确保夹闭的血管部位准确，时间适当，避免影响实验结果。
4. 再灌注过程要缓慢，确保血流的恢复不会对实验动物造成过大的刺激。
5. 病理学检查要取样准确，切片处理要规范，确保检查结果的准确性。
七、总结本文详细介绍了全脑缺血再灌注动物模型的建立方法，包括准备工作、缺血模型的建立、再灌注过程的控制和结果记录等。
该模型可用于研究脑缺血再灌注损伤的病理生理机制和探索新的治疗方法。
脑缺血MCAO模型制作及注意事项广州佳灵生物技术有限公司术前准备：线栓：目前市场上主要有硅胶和多聚赖氨酸两种材质的线栓，另外还有不多的石蜡线栓和指甲油等线栓。
强烈建议大家采用硅胶线栓（可购买广州佳灵生物技术有限公司的硅胶线栓，质量堪比进口线栓，模型质量高），国外很少看到有用多聚赖氨酸线栓的。
这是因为多聚赖氨酸对血管内皮细胞损伤严重，容易引起血小板聚集，导致血栓形成，因此拔出线栓后，用多普勒血流仪检测血流的恢复程度，每只动物血流恢复的程度差异很大（0-70%之间），最终导致梗死差异大。
也有部分动物模型是非再灌模型。
体重与栓线直径：参照佳灵公司的产品介绍（附件1）。
麻醉剂：常用的麻醉剂有：异氟烷（安全性高，撤去麻醉面罩后，动物2分钟可清醒，但是需要配麻醉机，并且异氟烷损耗大，成本较高）、水合氯醛（安全性较好，控制好量可以连续麻醉3 h，缺点是误打入肠道后可引起肠梗阻，导致动物死亡；对动物的提问下降比较明显，需要控制好动物的体温）。
手术器械：工欲善其事必先利其器，实验专配的镊子、剪刀等器械可大大提高实验效率（有些人30分钟一只模型，有些人5分钟一只模型，除了技术水平的差异外，也与手术器械是否顺手有莫大关系）。
广州佳灵生物技术有限公司为脑缺血模型实验准备了专用的器械包，可购买。
保温设备：60W白炙灯照射或者放置于保温垫上，使肛温保持在 37℃。
温度对梗死大小影响非常显著（温度越低，梗死越小），北方的实验室，尤其是冬天做实验的时候，一定要注意保温。
TTC的配制：用0.2mol/L磷酸缓冲液（PBS）配成0.5-2% TTC溶液（pH7.5），避光保存。
实验方法：动物用10％水合氯醛（400 mg/kg）腹腔注射麻醉。
仰卧位固定，颈正中线切口，沿胸锁乳突肌内缘分离肌肉和筋膜，分离左侧颈总动脉（CCA）、颈外动脉（ECA）和颈内动脉（ICA），在CCA 远心端和近心端及ECA处挂线备用。
用微动脉夹暂时夹闭ICA，然后近心端结扎CCA、ECA。
mcao造模流程脑卒中造模技术（Middle cerebral artery occlusion，MCAO）是一种常用的脑卒中模型制备方法，通过阻塞大脑中动脉的某一分支（通常选用大脑中动脉主干的一支——Middle cerebral artery），模拟缺血性脑卒中的发病机制，进而研究脑卒中的病理生理机制、药物治疗效果等。
下面将详细介绍MCAO造模流程。
一、选择动物模型1.1 实验动物选择常见的实验动物包括小鼠、大鼠和猪等，其中小鼠是最常用的实验动物，其体型小、价格低廉、易于饲养管理，同时其脑血管结构较为接近人类，是进行脑卒中研究的理想动物模型。
1.2 动物品系选择在进行动物实验前，需要选择适合的动物品系。
一般选择体重在20-30g之间的健康雄性小鼠，如C57BL/6、BALB/c等品系。
在选择动物时，需注意保证动物的健康状况，确保实验结果的可靠性。
二、MCAO造模手术准备2.1 手术器械准备准备各种手术器械，如手术刀、镊子、显微镊子、细胞吸管等。
保证手术操作的顺利进行。
2.2 麻醉和固定动物将实验动物置于麻醉机中，给予全身麻醉，使其处于深度麻醉状态。
然后将动物固定在手术台上，以确保手术操作的稳定性。
2.3 消毒处理在手术前，需对手术器械、手术区域进行消毒处理，以减少术后感染的风险。
一般使用碘酒或酒精等对皮肤和手术器械进行消毒。
2.4 体温调节在手术过程中，需要注意保持动物的体温稳定，可在手术台下方放置保温器，以保持动物的体温在恒定水平。
三、MCAO造模手术操作3.1 手术部位定位根据动物的头骨特征，在颅骨的边缘位置找到上颞嵴和眼轴之间的凹陷处，这个位置即为手术部位。
3.2 手术切口和暴露动脉在手术部位进行皮肤切口，暴露颅骨表面后，使用高速齿钻穿透颅骨，直至到达脑膜下，用细钳和显微镊子逐层剥离组织，直至暴露中动脉。
3.3 中动脉闭塞使用单根尼龙线或血栓栓钳，在中动脉主干或其分支处进行闭塞，通过牵拉线或闭钳将中动脉关闭，模拟缺血性脑卒中的病变过程。
mcao造模流程第一步是动物准备。
在进行MCAO模型制备之前，需要选择适合的实验动物。
常用的实验动物包括大鼠和小鼠，如SD大鼠和C57小鼠。
在选择实验动物时，需要考虑动物的性别、年龄、体重等因素。
通常情况下，选择健康的雄性实验动物，并确保它们符合实验要求的相关标准。
同时，在实验之前需要对动物进行适当的饲养和适应，以保证实验的可靠性和稳定性。
第二步是手术准备。
在进行MCAO手术之前，需要准备手术所需的器械和药品。
首先，需要准备好手术台、手术灯和手术器械。
其次，需要准备麻醉药物和止血药物，如氯胺酮、异氟醚和肾上腺素等。
另外，还需要准备术前消毒液和无菌手术盖布等器械。
在进行手术准备时，需要确保手术台面整洁、器械无菌，并严格遵守手术操作规范，以保证手术的成功和实验的顺利进行。
第三步是手术操作。
在进行MCAO手术时，需要遵循严格的操作流程和规范。
首先，需要将实验动物置于手术台上，并进行术前准备和局部麻醉。
然后，通过切割皮肤和肌肉组织，找到颅骨和颅骨骨缝。
接着，需要使用穿孔钻头在颅骨上制作钻孔，以插入栓子。
在插入栓子之前，需要准确测量插入的深度和角度，并使用显微镜进行操作，以确保栓子的准确放置。
在手术过程中，需要密切观察动物的生命体征和术中情况，及时调整手术操作和药物使用，以确保手术的安全和成功。
第四步是术后处理。
在进行MCAO手术后，需要对实验动物进行术后处理和观察。
首先，需要使用止血药物和缝线对手术创口进行处理和缝合。
然后，需要将实验动物置于恒温箱内，并观察其术后表现和生命体征。
在术后观察中，需要特别注意动物的行为和神经系统症状，如运动能力、感觉反应和躯体疼痛等。
最后，需要及时记录实验动物的术后情况和相关数据，以便后续的数据分析和结果解读。
综上所述，MCAO模型的制备流程包括动物准备、手术准备、手术操作和术后处理等步骤。
通过严格遵循操作规范和实验流程，可以保证MCAO模型的制备成功和实验结果的准确性。
同时，需要密切观察实验动物的生命体征和术后情况，及时调整操作和处理方法，以保证实验的顺利进行并获得可靠的实验结果。
脑缺血模型实验的建立1.小鼠急性脑缺血模型的建立[1,2]1.1方法：昆明小鼠，60只，雌雄各半，分成6组每组10只。
分别为模型组,假手术组,阳性对照组，受试药高、中、低剂量组。
阳性对照组每天腹腔注射舒血宁注射液5．2ml／kg，假手术组及模型组腹腔注射等剂量的生理盐水，受试药高、中、低剂量组分别腹腔注射等量的相应药物，连续给药5d。
于末次给药30min后．各组小鼠用乙醚麻醉，暴露双侧颈总动脉及迷走神经，并用细手术线结扎该动脉及神经．缝合皮肤．假手术组除不结扎血管神经外均同于受试药组。
小鼠结扎10min后立即断头取脑（保留大脑及间脑），称重。
用4℃生理盐水冲洗．并用4℃生理盐水制成10％的脑组织匀浆（约取0.1或0.3g）。
此匀浆液4℃3000r／min离心10min，取其上清液。
1.2观察指标：（脑指数=脑湿重/体重×100%）、小鼠脑组织匀浆中LDH、SOD、MDA活性和Ca2=-ATPase、Na=-K=- ATPase的含量。
2．线栓法建立MCAO脑缺血模型的建立[3,4]2.1方法：SD大鼠120只，雄性，分成6组每组20只。
分别为模型组,假手术组,阳性对照组，受试药高、中、低剂量组。
阳性药物组及受试药物组每天腹腔注射(ip)给药1次．连续给药3d，术后持续给药3d后处死。
假手术组及模型组术前3d及术后3d给予腹腔注射生理盐水。
MCAO 脑缺血模型制备：各组大鼠用10%水合氯醛（0.4-0.5ml/100g）腹腔注射麻醉，大鼠固定于手术台上，颈部正中作2cm长切口，逐层暴露左侧颈总动脉（CCA）、颈内动脉（ICA）、颈外动脉（ECA）。
在ECA深面穿二条细线，近心端打一活结，并推向ECA根部，远心端结扎ECA及其分支，分离ICA主干至翼腭动脉（PPA），并在其根部小心结扎PPA，同时夹闭CCA，在ECA残端剪0.2mm小口，然后将用浓度为2.4×106/L肝素钠溶液浸泡好的栓线（4-0尼龙线）插入，轻推尼龙线尾端经CCA分叉部沿ICA入颅，至大脑前动脉（ACA）（约19～20mm），再往回拉约2mm 即至大脑中动脉口，以阻断大脑中动脉（MCA）及颅内反流来源的血流。
脑缺血模型的制作：1.动物模型制作原理制作脑缺血动物模型的方法很多，但常用方法主要有结扎法和栓塞法两种，结扎法是运用外科手段结扎脑的供血动脉，中止脑的血氧供应，它可以进一步分为颅内结扎和颅外结扎。
颅外结扎主要是用于制作全脑缺血模型，可进一步分为①4血管结扎，即结扎颈总动脉/颈内动脉和椎动脉；②2血管结扎，即结扎两侧颈总/颈内动脉，同时抽取动物一定量的血液，使血压降低到50mmHg以下，达到造成全脑缺血的目的。
这种方法因为需要监视和控制血压，实验条件要求严格，且因椎动脉未予结扎，往往造成的脑缺血是不完全的。
另一种两血管结扎法是用沙土鼠（Gerbil）进行，利用沙土鼠脑底Willis动脉环发育不全后交通动脉缺如的特点，结扎两侧的颈总或颈内动脉造成前脑缺血。
2. 实验动物实验动物的选择对脑缺血模型是非常重要的，理论上兔、猫、狗和灵长类都可被用来制作脑缺血模型，但更多的人倾向于选择使用鼠作实验。
这主要是基于如下认识：因为鼠是小动物，价格便宜，躯体小，消耗药品试剂较少；鼠的脑血管解剖和生理与高级动物无明显差异；一些在体的实验操作更容易进行，甚至在伦理学上更容易接受等等。
3. 仪器和设备制作脑缺血动物模型的仪器设备分为二类：一类是为动物手术服务，包括一套手术器械，手术显微镜，颅钻，脑立体定位仪，温度控制装置（控温仪、红外线灯和加热垫），呼吸机；另一类是用于监测和分析的仪器，包括脑电记录装置，血压记录装置，多谱勒血流记录仪，血气血糖分析仪。
4. 四血管结扎脑缺血模型的制作这是一个广泛应用的脑缺血模型。
最常用的为Pulsinelli的改良方法。
该模型选用Wistar大鼠，可以在清醒和自由运动状态下制作严重的脑缺血和恒定的病理学改变。
该模型分二个阶段制作，第一阶段：将动物麻醉，按置在脑立体定位仪上，调节耳杆和门齿高度使鼠头前倾约30度，同时用橡皮栓住鼠尾给以轻度的牵拉力，使颈椎伸直，翼孔呈水平位，便于观察。
枕骨下第一颈椎水平正中切口，仔细分离两侧第一颈椎横突，暴露第一颈椎横突上的翼孔，翼孔下有两则椎动脉通过，用小的单极或双极电凝器插入翼孔烧灼闭塞双侧椎动脉。
脑缺血动物模型具体步骤及详细方法原型物种人来源脑缺血再灌注（MCAO线栓法）模式动物品系Balb/c 小鼠，SPF级，雄性，健康，体重25g~30g实验分组随机分组：对照组，模型组，阳性药物组和药物组，每组15只实验周期24 hours, 3 days or 7 days建模方法1. 3%戊巴比妥钠麻醉小鼠，颈部备皮，消毒，插入肛温探头，保持体温在37±0.5℃。
2. 颈部正中切口，暴露右侧颈总动脉，颈内动脉和颈外动脉。
使用7-0丝线在距离颈总动脉分叉2mm处结扎颈外动脉远心端，在颈外动脉穿入另一根7-0丝线，在靠近颈总动脉分叉处打一个活结。
3. 使用动脉夹夹闭颈总动脉。
在距离颈总动脉分叉处1.5mm处的颈外动脉上剪一个小口，将一根头端处理过的0.18mm直径的尼龙线从小口中插入，进入颈内动脉，并向内插入大脑中动脉，尼龙线的插入深度距离颈总动脉分叉处约9±1mm。
4. 缺血后60min拔掉线栓，用7-0丝线结扎外动脉近心端，用5-0丝线缝合颈部伤口，活力碘消毒伤口，将小鼠放在加热垫上，待清醒后放入恒温抚养箱饲养。
5. 术后24h，对小鼠进行神经功能评分，然后麻醉小鼠，取大脑进行TTC染色和病理染色。
应用疾病模型1.神经功能缺失体征评分参考Longa及Bederson的5分制法在动物麻醉清醒后24h进行评分，分值越高,说明动物行为障碍越严重。
0分:无神经损伤症状1分:不能完全伸展对侧前爪2分:向对侧转圈3分:向对侧倾倒4分:不能自发行走,意识丧失2.TTC染色麻醉小鼠后，取小鼠脑组织，放入-20℃冰箱冷冻30min。
用PBS配置1% TTC（W/V），37℃水浴至TTC溶解，将冻好的脑组织切片，置于10ml TTC 溶液中，37℃恒温孵育10min。
不时翻动脑片，使组织均匀染色。
正常脑组织染色后呈鲜红色，而梗死区呈苍白色。
取脑后用4%多聚甲醛溶液固定，蔗糖溶液脱水后，经OCT包埋做冰冻切片，切片10um，做尼氏染色，可做梗死面积的评价。
大鼠MCAO模型制作学习大鼠是常用的实验动物之一，在中风研究中，大鼠的MCAO（脑缺血再灌注）模型被广泛应用。
本文旨在介绍制作MCAO模型的步骤和必要的操作要点，以帮助读者更好地理解和应用该模型进行相关研究。
本文为第二版，相较于第一版，进行了更新和补充，以提供更详尽和准确的信息。
1.实验动物的选取在制作MCAO模型前，需要选择合适的实验动物。
一般情况下，成年雄性大鼠是最常用的模型动物。
选择同一品系和年龄相仿的大鼠，以减小实验结果的差异性。
2.麻醉和固定在操作前对大鼠进行全身麻醉，常用的麻醉药物有：45 mg/kg的氯丙嗪、35 mg/kg的阿托品和5 mg/kg的氯胺酮。
氯胺酮在操作过程中可以作为镇痛药物使用。
麻醉后，将大鼠固定在手术台上。
可以使用特制的外耳道委内瑞拉套和鼻鼻夹来固定大鼠的头部，以保证操作的准确性。
3.手术前准备首先，在头部的横纹上进行刮毛和消毒。
然后，注射青霉素（40,000 U）和伯氨喹（0.02 mg）以预防感染。
同时，使用外科剪刀剪开皮肤，将双眼收敛于外侧，暴露侧枕中动脉和颈内动脉。
4.暴露颈外动脉用外科剪刀剪开皮肤和筋膜，小心地将侧脖肌肉向后收拢，可以使用吸引器来辅助。
将剪开的筋膜用湿纱布或者胶布临时覆盖住。
5.分离颈外动脉和侧脑动脉用显微镊子小心地拉开组织，找到颈外动脉和侧脑动脉，将其两者之间的分支切断。
注意不要损伤到其他周围的组织。
6.模拟大脑缺血使用小血管夹或者线缚住颈外动脉，是的血流中断。
夹或者线的拇指静脉下方位置比较理想，但是要注意不要损伤到其他组织。
7.设定缺血时间一般情况下，将血流中断一小时可以模拟大脑缺血，如果需要模拟更严重的缺血，可以延长血流中断的时间。
8.再灌注当需要终止大脑缺血时，可以通过解开夹子或者拆除线来恢复大脑的血流。
再灌注后，动物会逐渐恢复意识并呈现异常的行为和生理反应，比如抽搐、四肢不协调等。
9.手术封口待实验结束后，用缝合线或者胶布将切口封闭。
局灶性脑缺血动物模型制作步骤及方法大脑中动脉(Middle cerebral artery, MCA)是人类脑卒中的多发部位，大脑中动脉闭塞(Middle cerebral artery occlusion, MCAO)模型被普遍认为是局灶性脑缺血的标准动物模型，主要方法有线栓法、电凝法、光化学法和血栓栓塞法。
1线栓法(thread occlusion of the middle cerebral artery)(1)复制方法雄性SD大鼠，体重为250～300g。
经腹腔注射水合氯醛(350～400mg/kg体重的剂量)或戊丨巴丨比丨妥丨钠(50～60mg/kg体重的剂量)麻醉，仰卧位固定，剃除颈部毛发，手术区域皮肤常规消毒。
切开右侧颈部皮肤，钝性分离胸锁乳突肌和胸骨舌骨肌，显露右侧OCA及迷走神经。
结扎CCA、颈外动脉(exterial cerebral artery, ECA)及其分支动脉。
分离右侧颈内动脉(interial cerebral artery, ICA)，至鼓泡处可见其颅外分支翼腭动脉，于根部结扎该分支。
在ICA 近端备线、远端放置动脉夹，在ECA结扎点(距颈内、颈外动脉分叉5mm处)剪一小口，将一直径为0.22～0.249mm(4-0号)的尼龙线经ECA上剪口插入。
插入前加热处理使插入端变钝(也可在尼龙线头端用L-多聚赖氨酸涂抹后置肝素中浸泡，使成功率增高，梗塞面积恒定)，并做好进入线长度标记。
扎紧备线，松开动脉夹，将尼龙线经ECA、ICA分叉处送入ICA，向前进入17～19mm时会有阻挡感，说明栓线已穿过MCA，到达大脑前动脉的起始部，堵塞MCA开口，造成脑组织局部缺血。
1～3h后可缓慢退出尼龙线实施再灌注。
(2)模型特点线栓法的优点为：无须开颅，动物损伤小，MCA闭塞效果较为理想，目前该模型被认为是惟一能观察到再灌流的局灶性脑缺血模型，近年来较为常用。
注意点：线选择极为重要，较细时不容易穿到MCA，且缺血不明显；较粗时缺血重，容易造成实验动物的死亡。
小鼠MCAO总结小鼠MCAO（大脑中动脉结扎）是一种常用的动脉结扎模型，用于研究缺血性脑卒中。
在该模型中，通过结扎小鼠颈部的大脑中动脉，导致大脑供血不足，从而引发脑组织缺血和神经细胞死亡。
本文将对小鼠MCAO的实验步骤、方法以及该模型的应用进行总结和分析。
首先，进行小鼠MCAO实验的前提是具备动物实验的合理伦理和实验条件。
对于伦理问题，需要获得相关实验动物伦理委员会的批准，并遵守国家和地区的法律法规以及世界卫生组织的相关指导原则。
对于实验条件，需要具备适当的动物设施，例如温度和湿度适宜的动物房、合适的饲养和免疫条件等。
接下来是小鼠MCAO的实验步骤。
首先，需要选择适合的小鼠品系和年龄。
常用的小鼠品系包括C57BL/6和Wistar。
选择小鼠的年龄一般在8-12周之间，因为在这个年龄段，小鼠的大脑动脉易于结扎。
然后，对小鼠进行术前准备，例如麻醉、剃毛和消毒等。
麻醉可以选择使用异氟醚、氯胺酮等。
在实施术中，首先需要进行颈部的切开，然后定位大脑中动脉。
一般通过显微镜或放大镜来观察和定位。
之后，使用一根丝线或者闭夹器进行结扎，以阻断大脑中动脉的血流。
结扎的位置一般选择在颈动脉与大脑中动脉的分叉处。
结扎时间一般为30分钟至1小时，可以根据实验需求来决定。
至于恢复期，可以选择24小时、72小时或更长的时间。
MCAO模型的评价标准主要有神经行为学、组织学和分子生物学等方面。
神经行为学评价包括笼中循环、运动协调、行动能力评估等。
组织学评价主要是通过HE染色或免疫组化等方法，观察和统计脑组织的损伤程度、核染色和胶质增生等指标。
分子生物学评价主要是通过检测相关蛋白或基因的表达水平来评价大脑组织的病理改变。
小鼠MCAO模型是研究缺血性脑卒中的重要模型，具有较好的再现性和可操作性。
其主要应用包括：研究病理生理机制，例如缺血再灌注损伤、神经炎症反应、胶质增生等；评估潜在的治疗方法，例如药物和干细胞治疗等；评估神经保护剂或治疗方式的效果，例如针刺、脉冲电磁场等；研究缺血性脑卒中的早期诊断和预防方法，例如影像学、生物标志物等。
小鼠MCAO模型实验造模方法MCAO模型MCAO即大脑中动脉闭塞，该模型阻断颈外动脉及其分支，且阻断翼腭动脉，以切断颅外来源的侧副循环血流。
从颈外动脉插入栓线，经颈内动脉到大脑前动脉，机械性阻断大脑中动脉发出处的血供来建立大脑中动脉缺血模型。
No.1小鼠麻醉剂量戊巴比妥现在买不到，氯胺酮可能引起血压升高，血管扩张，所以推荐使用水合氯醛麻醉或者异氟烷气体麻醉（需要仪器）。
No.2剔除颈部的背毛剃毛法：先用刷子蘸温肥皂水将需剃毛部位的被毛充分浸润透，然后用剃毛刀顺被毛方向进行剃毛。
若采用电动剃刀，则逆被毛方向剃毛。
脱毛剂法：此种方法常用于作大动物无菌手术，局部皮肤刺激性试验，观察动物局部血液循环或其他各种病理变化。
常用的脱毛化学药品有：硫化钠、硫化碱、硫化钙、硫化钡、三硫化二砷等。
No.3手术仰卧位固定，可在小鼠背后垫试管使头部后仰，60W白炙灯照射或者放置于保温垫上，使体温保持在37 ℃，温度对梗死大小影响非常显著（温度越低，梗死越小）。
颈正中线切口，分离肌肉和筋膜，钝性分离后用棉签搓粗血管，见到颈动脉鞘了则要注意细致分离迷走神经，若损伤则可能影响其呼吸而死亡。
分离左侧颈总动脉（CCA）、颈外动脉（ECA）和颈内动脉（ICA），在CCA远心端和近心端及ECA处挂线备用。
用微动脉夹暂时夹闭ICA，然后近心端结扎CCA、ECA。
然后在距CCA分叉部4mm处剪一小口（剪一个斜行的切口，眼科剪与血管约成45度），插入拴线，这时用绕在CCA远心端的细线轻轻系牢拴线。
（不可不扎，否则出血较多。
但不可过紧，否则插线困难），松开ICA上的动脉夹，用眼科镊轻推拴线一点一点推进去，直到遇到轻微阻力停止插线，紧紧系牢CCA远心端的细线（栓线不能在血管里反复进退，否则很容易造成蛛网膜下腔出血，误解为模型成功，因为这时的神经功能改变也很明显，但并不是由于栓塞引起的）。
血管外的栓线不要留得过长，避免小鼠醒来后会自己拔出。
缝合伤口，单笼饲养观察（单笼饲养可避免动物间相互踩踏，提高存活率）。
线栓法大鼠大脑中动脉阻断实验(MCAO模型)的经验大脑中动脉阻断(MCAO)模型是神经科学领域中常用的大鼠模型。
其通过阻塞大脑中动脉，模拟人类中风事件，研究其神经生理学和病理学特征。
其中线栓法(MCAO)是最常用的方法之一。
在此分享我们实验室的线栓法大鼠大脑中动脉阻断实验的经验。
器材和试剂•线栓：0.25 mm 在线自收缩线(ETHICON)•麻醉药品：氯丙嗪(SP)，异丙酚，芬太尼，低温麻醉药戊巴比妥(CooperSurgical)•体外保温罩•50mL离心管，注射器•玫瑰灌注液(Rose Bengal)•激光•带有选定项的二氧化碳激光打印机•小鼠充氧仪实验步骤1. 麻醉和体外保温在实验前，给大鼠注射氯丙嗪50mg / kg和芬太尼0.05mg / kg进行麻醉。
然后将其放在温控加热膜上，在37°C的环境中保持温暖，避免体温下降，影响实验结果。
2. 大脑中动脉的阻断通过颅骨开窗术来暴露左大脑前动脉（MCA）和大脑中动脉（CCA）。
然后将一根0.25mm的ETHICON线栓通过MCA插入CA1段，并通过其向上提拉，直到线栓嵌塞MCA，被阻断的程度可通过检查大鼠是否出现神经功能损伤来估计。
3. 脑卒中检测通过检查神经功能损伤来确定阻断是否成功。
此外，在大脑中动脉阻断模型中，使用玫瑰灌注液作为标记物，使脑组织变为黄色，并用二氧化碳激光打印机将其扫描并记录，以测量阻塞后卒中区域的大小。
4. 恢复当所有实验数据都被记录下来时，位置应该被清理干净，手术区域应该被缝合。
大鼠应该被放回到保暖的笼子中，直到醒来。
在恢复期间，鼠标应以其正常饮食的50％的速度进食。
针头和注射器使用过后应正确处理。
线栓法大鼠大脑中动脉阻断实验是一个耗时、复杂的实验，但它是研究脑卒中和其他神经疾病的有效模型。
正确执行实验步骤和仔细注意实验细节是保证实验安全和有效的关键。
我们希望通过分享这些实验经验，能够为闵行科学家提供一些有价值的参考建议。
线栓法大鼠脑缺血再灌注模型制备前言相信不少神经内科的研究生都作过或将要作大鼠线栓模型，都有一个从查文献了解方法到跟师兄、师姐学习再到自己体会摸索直至熟练的过程，在模型制作的过程中可能的经历了从模型不成功的郁闷到熟练后成功的喜悦（我们是有这样的感觉）。
为了缩短各位将要作或刚开始作MCAO模型的战友的摸索过程，提高模型制作的成功率，我们愿意将自己的经验与大家分享，相信各位战友看过后将对制作大鼠线栓模型有更深的认识，并以其为乐趣，同时欢迎各位熟练的战友与我们交流经验。
第一部分线栓模型制备理论及经验⒈ 插线法局灶性脑缺血模型简介八十年代 Koizumi 和 Longa 创用了不开颅的大鼠 MCA 可逆性脑梗塞模型，此后，应用插线法制备大鼠局灶性脑缺血再灌注模型的方法不断改进和完善，已渐趋成熟，目前该法已逐渐取代开颅法而成为最流行的方法。
该模型先阻断颈外动脉（ECA）及其分支，且阻断翼腭动脉（PPA），以切断颅外来源的侧副循环血流。
从 ECA 插入尼龙线，经颈内动脉（ICA）到大脑前动脉（ACA），机械性阻断大脑中动脉（MCA）发出处的血供来建立大脑中动脉缺血模型。
此模型可在无麻醉状态下拔出尼龙线，恢复血流，实现再灌注。
1994 年 Huang 等[55]首次将线栓技术应用于小鼠局部永久性脑缺血模型。
1997 年 Hara等[56]将线栓技术改进后应用于小鼠局部暂时性脑缺血模型。
此后不断有学者借助于显微技术和多功能生理监测手段建立小鼠局部线栓脑缺血模型[57,58]。
国内蒋晓帆等[59]，王芙蓉等[60]也对该方法进行了研究。
线栓法具有不开颅、效果肯定、可准确控制缺血及再灌注时间的优点，用于研究神经元对缺血的敏感性、耐受性，药物疗效观察以及再灌注损害和治疗时间窗较为理想，同时也具有对全身影响小、动物存活时间长的特点，适于慢性脑损伤的研究。
控制好易变因素，可避免实验结果的不稳定性。
但线栓造模也并非完美无缺，存在着下列不足：①线栓造模过程是非直视下的手术，血流是否完全阻断不能即刻得知。
脑缺血MCAO模型制作及注意事项
广州佳灵生物技术有限公司
术前准备：
线栓：
目前市场上主要有硅胶和多聚赖氨酸两种材质的线栓，另外还有不多的石蜡线栓和指甲油等线栓。
强烈建议大家采用硅胶线栓（可购买广州佳灵生物技术有限公司的硅胶线栓，质量堪比进口线栓，模型质量高），国外很少看到有用多聚赖氨酸线栓的。
这是因为多聚赖氨酸对血管内皮细胞损伤严重，容易引起血小板聚集，导致血栓形成，因此拔出线栓后，用多普勒血流仪检测血流的恢复程度，每只动物血流恢复的程度差异很大（0-70%之间），最终导致梗死差异大。
也有部分动物模型是非再灌模型。
体重与栓线直径：参照佳灵公司的产品介绍（附件1）。
麻醉剂：
常用的麻醉剂有：异氟烷（安全性高，撤去麻醉面罩后，动物2分钟可清醒，但是需要配麻醉机，并且异氟烷损耗大，成本较高）、水合氯醛（安全性较好，控制好量可以连续麻醉3 h，缺点是误打入肠道后可引起肠梗阻，导致动物死亡；对动物的提问下降比较明显，需要控制好动物的体温）。
手术器械：工欲善其事必先利其器，实验专配的镊子、剪刀等器械可大大提高实验效率（有些人30分钟一只模型，有些人5分钟一只模型，除了技术水平的差异外，也与手术器械是否顺手有莫大关系）。
广州佳灵生物技术有限公司为脑缺血模型实验准备了专用的器械包，可购买。
保温设备：60W白炙灯照射或者放置于保温垫上，使肛温保持在 37℃。
温度对梗死大小影响非常显著（温度越低，梗死越小），北方的实验室，尤其是冬天做实验的时候，一定要注意保温。
TTC的配制：用0.2mol/L磷酸缓冲液（PBS）配成0.5-2% TTC溶液（pH7.5），避光保存。
实验方法：
动物用10％水合氯醛（400 mg/kg）腹腔注射麻醉。
仰卧位固定，颈正中线切口，沿胸锁乳突肌内缘分离肌肉和筋膜，分离左侧颈总动脉（CCA）、颈外动脉（ECA）和颈内动脉（ICA），在CCA 远心端和近心端及ECA处挂线备用。
用微动脉夹暂时夹闭ICA，然后近心端结扎CCA、ECA。
然后在距CCA分叉部4mm处剪一小口，将拴线插入到ICA，这时用绕在CCA远心端的细线轻轻系牢拴线。
（不可不扎，否则出血较多。
但不可过紧，否则插线困难）用眼科镊轻推拴线（线栓是分几次一点点插进去的，而不是夹住线栓的中间部分一下子插进去的。
说线栓太软不好用的，都是试图一下子插进线去的，这是错误的），直到遇到轻微阻力停止插线，紧紧系牢CCA远心端的细线（动作轻柔，不要使ICA有任何的牵拉，否则栓线会脱出ACA，可能会造成缺血失败）。
血管外的栓线不要留得过长，避免大鼠醒来后会自己拔出。
缝合伤口，单笼饲养观察（单笼饲养可避免动物间相互踩踏，提高存活率）。
如果需要再灌的话，就把拴线抽出即可（线栓可不比全部拔出，把到硅胶线头到结扎的位置，遇到阻力就好了。
全部拔出来往往会出血）。
拔线的时候，务必确保动物是出于麻醉状态的（清醒状态下拔线，动物死亡率在80%左右，记住了吗？？）。
注意事项：
1、分离时要层次清楚：正中剪开SD大鼠颈部皮肤，分离皮下结缔组织时会发现该组织与颈部两侧鼓泡腺体（很多人误认为那是甲状腺）结合紧密，因此不必分离过于太细，直接在正中两侧鼓泡腺体之间分离，这样能不接触胸锁乳突肌而直接暴露颈前颈群且不会损伤腺体造成过多出血。
下一步是分开颈前肌群，这时候要注意用小钳子作撑开分离动作要在左右肌肉块之间而不是一块肌肉的肌纤维之间，虽然它们看起来很模糊，但这样能保证不会出现较多条索状细肌纤维条影响下一步颈内动脉的寻找与分离，并且能整块地向一侧牵开颈前肌群暴露颈动脉鞘。
见到颈动脉鞘了则要注意细致分离迷走神经，若损伤则可能影响其呼吸而死亡的。
2、分离血管时，要尽量将血管剥离的干净些，这样在用眼科剪剪口时就不会误剪外膜（误剪的话再剪就很容易把口剪大了或者剪断了，要注意口子越小越好插线），且要剪一个斜行的切口（眼科剪与血管约成45度），这样在血液刚流出时仍能看上翻的断口管壁，这样即容易插入栓线且血管受得了插线时一定的牵拉。
当然，切勿牵拉过猛，以免使血管发生痉挛，导致栓线不能顺利进入。
3、注意尽量不要损伤神经。
4、栓线进入后颈内动脉后即可逐渐插入了，有时候很顺利一插到底，但有时候在中间就怎么
也进不去了，这是因为在血管入颅穿过颅骨时有一个狭窄或者角度。
因此，碰上这种明显阻力时，一定不能盲目向前使力插，越插栓线前端变形越进不去且容易损伤血管。
这时候正确的作法是往外抽出较多栓线，也许会有一定的动脉血流出，不必慌，只要顺着血管走行调整一下进线角度轻柔的使劲，一般都能进去，反复试几次还不行最好换根栓线，很可能前端也经变形角度变了！颈内动脉的走向为内上方，可以用镊子夹住鱼线插,但进去后要注意，别太用力，要不血管就要破了。
5、栓线不能在血管里反复进退，否则及容易造成蛛网膜下腔出血，而且很容易误解为模型成功，因为这时的神经功能改变也很明显，但并不是由于栓塞引起的。
6、进线时，使栓线有一定程度的弯曲，且只要保证栓线向屋顶方向弯曲，一般都能将线插如颅内，决不会进入翼腭A。
7、术后一定要注意保暖。
8、性激素对脑梗死面积有较大影响，应采用单一性别的动物进行实验。
9、大鼠大脑中动脉永久性闭塞性脑缺血模型，梗死体积出现的最小时间点可能为2 h，体积随时间进行性增大，至12h基本趋于稳定
10、对于插线已经熟练的操作者来说，如果一次遇到大多数动物插不进线去或者死亡率特别高，就要考虑是否是动物的问题。
动物往往出现血管变异，尤其是饲养很久的动物。
动物来源对死亡率影响很大。
舍去标准：
1、栓线插入深度不足18 mm,且无明显神经功能缺损表现或症状很轻的大鼠
2、蛛网膜下腔出血、MCA起始部或其附近的willis环动脉有凝血块的大鼠，因为这是出血性脑损伤或永久性脑缺血损伤，而非MCAO/Reperfusion损伤。
3、手术时出血较多，症状很重的动物。
死亡原因分析：
1、首先要找出死亡原因，解剖死亡大鼠的脑，先看是否有蛛网膜下腔出血，如有出血，表明死因是插线太深，以后注意插线深度；
如无出血，则还要再看是否有严重的半球水肿，如水肿严重，则表明死因是脑缺血时间太重，需要缩短缺血时间；如既无出血，又无明显的脑水肿，那就要注意动物状态或生活环境是否太差。
2、动物死亡主要出现在手术后24 h内，24 h后动物死亡率明显下降。
24 h后死亡的动物主要是由于动物难以进食进水饥饿而死。
术后应加强护理。
3、手术后的动物非常脆弱，应放置在安静的环境中，避免给药时对动物产生过大的刺激，轻拿轻放。
实验图解
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附件一。
