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第1篇一、实验目的通过对生活中常见动物的观察和研究，了解动物的生态习性、生理特征以及与人类生活的关系，提高对动物保护的意识。
二、实验内容1. 实验对象：家猫、家狗、麻雀、青蛙、蚂蚁等。
2. 实验方法：（1）观察法：通过肉眼观察动物的形态、行为、生活习性等。
（2）实验法：通过人工干预，观察动物在不同环境下的反应。
（3）文献查阅法：查阅相关资料，了解动物的生态习性、生理特征等。
三、实验过程1. 观察法：（1）家猫：家猫具有敏锐的听觉和视觉，善于捕捉老鼠等小动物。
在室内环境中，家猫喜欢躲在隐蔽处休息，善于攀爬。
（2）家狗：家狗是人类忠实的朋友，具有强烈的领地意识。
在户外环境中，家狗善于奔跑、捕猎，对人友善。
（3）麻雀：麻雀是一种小型鸟类，善于在树梢间跳跃、觅食。
在人类居住区，麻雀喜欢在屋檐、电线杆等地方筑巢。
（4）青蛙：青蛙是一种两栖动物，善于跳跃、游泳。
在湿地环境中，青蛙捕食昆虫，是生态系统中重要的捕食者。
（5）蚂蚁：蚂蚁是一种社会性昆虫，善于搬运食物、建造巢穴。
在野外环境中，蚂蚁具有强烈的分工合作精神。
2. 实验法：（1）将家猫放入一个陌生环境，观察其反应。
结果显示，家猫在短时间内适应了新环境，表现出好奇和探索行为。
（2）将家狗放入一个封闭空间，观察其反应。
结果显示，家狗在短时间内表现出焦虑、吠叫等行为，但很快适应了环境。
（3）将麻雀放入一个封闭空间，观察其反应。
结果显示，麻雀在短时间内表现出焦虑、鸣叫等行为，但很快适应了环境。
（4）将青蛙放入一个水盆中，观察其反应。
结果显示，青蛙在短时间内适应了水环境，表现出游泳、捕食等行为。
（5）将蚂蚁放入一个封闭空间，观察其反应。
结果显示，蚂蚁在短时间内表现出焦虑、搬运食物等行为，但很快适应了环境。
3. 文献查阅法：通过查阅相关资料，了解到以下内容：（1）家猫：家猫的祖先是野猫，经过驯化后成为人类的宠物。
家猫具有独立、自主的生活习性，善于捕捉老鼠等小动物。
（2）家狗：家狗的祖先是狼，经过驯化后成为人类的伙伴。
实验动物学实验报告学院：学号：姓名时间：实验一：小鼠实验一、实验目的1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握小鼠的标记方法;4、掌握小鼠的基本采血技术；5、掌握小鼠的常用给药方法;6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置;二、实验材料1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠；2、实验器械及试剂:鼠笼;小鼠固定器和小鼠固定板;眼科剪;眼科镊；解剖刀；1ml 注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料;葡萄糖液；2％水合氯醛；三、实验内容及方法1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时,用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中,把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。
幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌,远者为雄。
另外,雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。
3、小鼠的标记方法1）耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位.2）剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠；3）染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位,注意逆着毛发生长方向刷。
4、小鼠的基本采血1）剪尾采血当所需血量很少时采用本法.固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。
将鼠尾擦干,再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。
也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割,并自尾尖向尾根方向切割,每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血.这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血,进行血常规检查.2)眼眶后静脉丛取血当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。
动物医学实验报告模板一、实验目的本实验旨在探究某种药物对小鼠生理指标的影响，并比较不同剂量药物的作用差异。
二、实验设计2.1 实验对象实验对象为健康雄性小鼠，年龄12周。
2.2 实验组别将小鼠随机分为以下三组：•对照组：注射生理盐水；•低剂量组：注射1mg/kg的药物；•高剂量组：注射3mg/kg的药物。
2.3 实验方法将实验对象按照实验组别进行分组，每个组别的小鼠数为6只。
其中，对照组注射生理盐水，低剂量组注射1mg/kg的药物，高剂量组注射3mg/kg的药物。
注射药物前和注射后24小时，分别测量小鼠体温、血压、心率等指标，并记录每只小鼠的行为表现。
三、实验结果3.1 实验数据实验组别小鼠体温（℃）血压(mmHg) 心率（次/min）对照组37.4±0.3 120±5 426±17低剂量组37.2±0.3 115±4 422±19高剂量组37.1±0.2 110±3 416±15注射药物后24小时，对照组和低剂量组小鼠体温、血压、心率无明显变化，而高剂量组小鼠的体温、血压、心率均低于注射前水平，差异有显著性（P<0.05）。
3.2 实验行为观察注射药物后，小鼠出现以下不同程度的行为异常：•对照组小鼠活泼，毛发干净光滑；•低剂量组小鼠活泼，但毛发比对照组略有粗糙；•高剂量组小鼠活动减少，毛发凌乱。
四、实验结论本实验结果表明，该药物能够影响小鼠的生理指标，高剂量时更为明显。
同时，高剂量组小鼠出现明显的异常行为，提示该药物可能存在毒副作用。
五、实验建议在继续进行该药物的临床前期实验前，应进一步评估该药物的毒副作用风险，以确保临床研究的安全性和有效性。
一、实验名称二、实验目的三、实验原理四、实验材料1. 仪器设备：（1）显微镜（2）解剖器械（3）生理盐水（4）酒精（5）甲醛（6）剪刀（7）镊子（8）载玻片（9）盖玻片（10）显微镜支架2. 实验动物：（1）家兔（2）豚鼠（3）小白鼠3. 药品与试剂：（1）青霉素（2）链霉素（3）氨苄西林（4）生理盐水（5）抗生素药膏（6）碘酊（7）酒精（8）消毒液五、实验方法与步骤1. 实验动物的选择与准备：（1）选取健康家兔、豚鼠、小白鼠各一只。
（2）实验前禁食禁水12小时。
2. 实验操作：（1）观察动物的一般状况，如精神、活动、食欲、体重等。
（2）进行必要的生理指标检测，如体温、呼吸、心率等。
（3）进行实验室检查，如血液、尿液、粪便等。
（4）观察动物的行为变化，如步态、姿态等。
（5）对动物进行必要的手术操作，如剖腹、开颅等。
（6）进行病理切片制作，如取材、固定、脱水、透明、染色、封片等。
（7）在显微镜下观察病理切片，分析病理变化。
3. 实验结果记录：（1）记录实验动物的生理指标、实验室检查结果。
（2）记录动物的行为变化。
（3）记录病理切片的观察结果。
六、实验结果与分析1. 生理指标、实验室检查结果分析：（1）根据生理指标、实验室检查结果，判断动物的健康状况。
（2）分析生理指标、实验室检查结果与疾病的关系。
2. 行为变化分析：（1）根据动物的行为变化，判断疾病的发生。
（2）分析行为变化与疾病的关系。
3. 病理切片观察结果分析：（1）根据病理切片的观察结果，判断疾病的类型、程度。
（2）分析病理切片与疾病的关系。
七、结论根据实验结果，对动物疾病进行诊断、治疗，并提出预防措施。
八、讨论1. 实验过程中遇到的问题及解决方法。
2. 实验结果与理论知识的结合。
3. 对实验方法、实验条件的改进建议。
九、参考文献[1] 张三，李四. 兽医病理学[M]. 北京：科学出版社，2018.[2] 王五，赵六. 兽医临床诊疗技术[M]. 北京：中国农业出版社，2019.[3] 孙七，周八. 兽医解剖学[M]. 北京：中国农业出版社，2017.[4] 陈九，林十. 兽医临床病理学[M]. 北京：中国农业出版社，2016.[5] 刘十一，李十二. 兽医病理生理学[M]. 北京：科学出版社，2015.。
一、实验名称实验动物的基本操作技术二、实验目的1. 掌握健康小鼠的外观检查方法、性别鉴定、捉拿和固定方法。
2. 熟悉小鼠灌胃给药与小鼠腹腔注射给药等技术。
3. 掌握小鼠颈椎脱臼法处死方法、小鼠脏器系数的概念及其测定方法。
4. 了解实验动物的被毛去除方法、实验动物粪、尿的收集、小鼠血液样本采集方法。
三、实验材料与器材1. 实验动物：健康小鼠若干2. 器材：鼠笼、天平、注射器、灌胃针、止血钳、手术剪、平皿、托盘、烧杯若干。
四、实验方法1. 观察指标（1）小鼠的体型、发育情况；（2）毛发是否清洁浓密有光泽，是否顺贴不蓬乱；（3）行动是否迅速，反应是否灵敏；（4）眼睛是否明亮有神，瞳孔是否清晰等圆；（5）天然孔道是否干净、有无分泌物。
2. 小鼠捉拿（1）右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。
（2）此时迅速用左手拇指和食指捏住小白鼠颈背部皮肤，并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。
3. 小鼠性别鉴定（1）观察肛门与生殖器之间的距离。
雄性大鼠的距离较大，雌性的距离较小。
（2）成年雄鼠尾部可见睾丸，成年雌鼠可见乳头。
4. 小鼠称重（1）打开电子天平，待读数显示稳定后，将平皿置于天平上，去皮。
（2）将小鼠置于平皿中，待读数显示稳定。
5. 灌胃给药（1）将注射器装入药物溶液，装上灌胃针。
（2）将小鼠固定在实验台上，轻轻插入灌胃针，缓慢注入药物。
6. 腹腔注射给药（1）将小鼠固定在实验台上，选择注射部位。
（2）用注射器吸取药物，插入注射部位，缓慢注入药物。
7. 小鼠颈椎脱臼法处死（1）将小鼠固定在实验台上，选择颈椎部位。
（2）用左手握住小鼠头部，右手握住小鼠颈部，迅速将颈椎脱臼。
8. 脏器系数测定（1）取出小鼠脏器，用电子天平称重。
（2）计算脏器系数：脏器重量/体重。
9. 实验动物被毛去除（1）将实验动物固定在实验台上。
（2）用脱毛剂涂抹实验动物被毛。
（3）待脱毛剂起泡后，用刷子轻轻刷去被毛。
第1篇一、实验目的1. 培养学生对动物行为的观察和记录能力。
2. 了解动物在不同环境下的行为表现，探讨环境因素对动物行为的影响。
3. 增强学生对生物学知识的理解和应用。
二、实验材料1. 实验动物：小白鼠、金鱼、鸽子、蝴蝶等。
2. 实验器材：观察箱、显微镜、望远镜、录音笔、照相机等。
3. 实验环境：实验室、校园、动物园等。
三、实验方法1. 观察动物行为：观察不同动物在不同环境下的行为表现，如活动、觅食、交配、繁殖、防御等。
2. 记录观察结果：使用观察箱、显微镜、望远镜等工具对动物行为进行详细记录，包括时间、地点、行为特点等。
3. 分析数据：对观察到的动物行为进行分析，探讨环境因素对动物行为的影响。
四、实验步骤1. 观察小白鼠：a. 观察小白鼠的活动范围、活动规律；b. 观察小白鼠的觅食行为，记录其食物种类、数量；c. 观察小白鼠的繁殖行为，记录其繁殖时间、繁殖数量。
2. 观察金鱼：a. 观察金鱼的活动范围、活动规律；b. 观察金鱼的觅食行为，记录其食物种类、数量；c. 观察金鱼的繁殖行为，记录其繁殖时间、繁殖数量。
3. 观察鸽子：a. 观察鸽子的活动范围、活动规律；b. 观察鸽子的觅食行为，记录其食物种类、数量；c. 观察鸽子的繁殖行为，记录其繁殖时间、繁殖数量。
4. 观察蝴蝶：a. 观察蝴蝶的活动范围、活动规律；b. 观察蝴蝶的觅食行为，记录其食物种类、数量；c. 观察蝴蝶的繁殖行为，记录其繁殖时间、繁殖数量。
五、实验结果与分析1. 观察小白鼠：a. 小白鼠的活动范围较广，活动规律为白天休息，夜间活动；b. 小白鼠的觅食行为以植物种子为主，数量较少；c. 小白鼠的繁殖时间为春季，繁殖数量较多。
2. 观察金鱼：a. 金鱼的活动范围较窄，活动规律为白天觅食，夜间休息；b. 金鱼的觅食行为以水生植物、浮游生物为主，数量较多；c. 金鱼的繁殖时间为夏季，繁殖数量较多。
3. 观察鸽子：a. 鸽子的活动范围较广，活动规律为白天觅食，夜间休息；b. 鸽子的觅食行为以谷物、种子为主，数量较多；c. 鸽子的繁殖时间为春季，繁殖数量较多。
第1篇实验名称：动物实验研究一、实验目的本次实验旨在通过对动物进行实验研究，探讨动物在不同环境条件下的生理和行为反应，以及不同因素对动物生理和行为的影响。
二、实验材料1. 实验动物：小鼠（体重20-25g，雄性）2. 实验设备：电子天平、温度计、湿度计、录音设备、视频采集设备、动物笼具等3. 实验试剂：生理盐水、葡萄糖、乳酸、NaOH等三、实验方法1. 实验分组：将实验动物随机分为三组，分别为对照组、实验组A和实验组B。
2. 实验环境：将实验动物放置于温度为（25±2）℃、湿度为（60±5）%的实验室环境中。
3. 实验步骤：（1）对照组：将实验动物放置于正常环境中，观察其生理和行为反应。
（2）实验组A：将实验动物放置于高温（35±2）℃、高湿（80±5）%的环境中，观察其生理和行为反应。
（3）实验组B：将实验动物放置于低温（15±2）℃、低湿（40±5）%的环境中，观察其生理和行为反应。
4. 实验数据记录：记录实验动物在不同环境条件下的生理指标（如体温、心率、呼吸频率等）和行为表现（如活动量、摄食量等）。
四、实验结果1. 对照组：实验动物在正常环境条件下，生理指标和正常值相符，行为表现正常。
2. 实验组A：实验动物在高温、高湿环境中，体温升高，心率加快，呼吸频率增加，活动量减少，摄食量降低。
3. 实验组B：实验动物在低温、低湿环境中，体温降低，心率减慢，呼吸频率减少，活动量增加，摄食量升高。
五、实验分析1. 高温、高湿环境对实验动物的影响：高温、高湿环境会导致实验动物体温升高，增加能量消耗，降低食欲，影响消化吸收，进而导致生理功能紊乱。
2. 低温、低湿环境对实验动物的影响：低温、低湿环境会导致实验动物体温降低，新陈代谢减慢，降低免疫力，增加感染风险。
3. 实验动物在不同环境条件下的生理和行为反应：实验结果表明，环境因素对动物生理和行为具有重要影响，高温、高湿和低温、低湿环境均能导致实验动物生理指标和行为的显著变化。
第1篇一、实验目的1. 通过观察动物的行为，了解动物在不同环境下的行为特征。
2. 学习运用观察法、实验法等方法对动物行为进行研究。
3. 培养科学观察、分析问题的能力。
二、实验时间与地点实验时间：2023年4月15日实验地点：某动物园三、实验对象实验对象包括以下动物种类：1. 非洲象2. 长颈鹿3. 狮子4. 羊驼5. 鹦鹉四、实验方法1. 观察法：在自然状态下，运用感官和辅助工具对动物的行为进行观察和记录。
2. 实验法：在人为控制的环境下，对动物的行为进行观察和记录。
五、实验内容与过程1. 观察非洲象的行为（1）观察时间：上午9:00-10:00（2）观察地点：非洲象馆（3）观察内容：- 非洲象的进食行为：观察非洲象如何用长鼻子取食树叶，以及如何用牙齿咀嚼食物。
- 社群行为：观察非洲象的家族结构，以及家族成员之间的互动。
- 领域行为：观察非洲象如何用鼻子在地面划出领地范围。
2. 观察长颈鹿的行为（1）观察时间：上午10:30-11:30（2）观察地点：长颈鹿馆（3）观察内容：- 进食行为：观察长颈鹿如何用长颈取食树叶，以及如何用蹄子清理树叶上的灰尘。
- 社群行为：观察长颈鹿的家族结构，以及家族成员之间的互动。
- 领域行为：观察长颈鹿如何用蹄子在地面上划出领地范围。
3. 观察狮子的行为（1）观察时间：下午1:00-2:00（2）观察地点：狮子馆（3）观察内容：- 捕食行为：观察狮子如何捕食猎物，以及如何分配食物。
- 社群行为：观察狮子的家族结构，以及家族成员之间的互动。
- 领域行为：观察狮子如何用爪子在地面上划出领地范围。
4. 观察羊驼的行为（1）观察时间：下午2:30-3:30（2）观察地点：羊驼馆（3）观察内容：- 进食行为：观察羊驼如何用蹄子挖掘食物，以及如何用嘴巴取食。
- 社群行为：观察羊驼的家族结构，以及家族成员之间的互动。
- 领域行为：观察羊驼如何用蹄子在地面上划出领地范围。
5. 观察鹦鹉的行为（1）观察时间：下午4:00-5:00（2）观察地点：鹦鹉馆（3）观察内容：- 社交行为：观察鹦鹉如何与其他鹦鹉进行交流，以及如何进行群体活动。
第1篇一、实验名称医学检验动物实验二、实验目的1. 掌握动物实验的基本操作技能。
2. 了解医学检验的基本原理和方法。
3. 通过实验，提高对医学检验相关知识的理解和应用能力。
三、实验原理医学检验是通过检测生物体中的生理、生化、遗传、免疫等指标，以判断机体是否存在疾病或潜在疾病的一种方法。
本实验以动物为模型，通过实验操作，了解医学检验的基本原理和方法。
四、实验材料1. 实验动物：昆明小鼠4只（2雌2雄）。
2. 仪器：灌胃器2个、注射器4个、酒精、棉球、生理盐水、小鼠固定器1个、大鼠固定器1个。
3. 试剂：生理盐水、抗生素、实验药物、实验指示剂等。
五、实验步骤1. 抓取和固定1.1 抓取：左手抓小鼠的尾根部。
1.2 固定：左手抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部，右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
同样操作将大鼠抓取和固定。
2. 性别鉴定2.1 抓取和固定小鼠。
2.2 观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。
雄性：距离长，毛发密；雌性：距离短，毛发稀疏。
同样鉴别方法，重复鉴别大鼠。
3. 给药3.1 灌胃法：按正确方法用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。
固定后，右手持接灌胃针的注射器吸取药液，将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。
当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。
用大鼠重复同样操作。
3.2 注射给药：皮下注射，用左手抓取和固定小鼠，右手持注射器吸取药液，从皮下注射入小鼠体内。
4. 实验操作4.1 生理指标检测：测量小鼠的体温、心率、呼吸频率等生理指标。
4.2 生化指标检测：采集小鼠血液，检测血糖、血脂、肝功能等生化指标。
4.3 遗传指标检测：提取小鼠DNA，进行基因检测。
4.4 免疫指标检测：检测小鼠的免疫细胞数量、免疫功能等指标。
一、实验目的（简要描述实验的目的和预期达到的效果）二、实验材料1. 实验动物：- 种类：_______- 数量：_______- 饲养条件：_______- 饲料：_______2. 实验仪器：- 天平：_______- 移液器：_______- 显微镜：_______- 离心机：_______- 其他仪器：_______3. 实验试剂：- 试剂名称：_______- 浓度：_______- 规格：_______- 供应商：_______三、实验方法1. 实验动物的处理：- 麻醉方法：_______- 处理过程：_______2. 实验操作步骤：- 第一步：_______- 第二步：_______- 第三步：_______- 以此类推...3. 数据收集方法：- 观察指标：_______- 记录方式：_______四、实验结果1. 实验数据记录：- 实验动物编号：_______- 实验指标：_______- 数据记录：_______2. 实验结果分析：- 数据处理方法：_______- 结果分析：_______五、实验讨论1. 实验结果与预期是否一致？2. 实验过程中可能存在的问题及原因分析： - 问题一：_______- 原因分析：_______- 解决方案：_______- 问题二：_______- 原因分析：_______- 解决方案：_______3. 实验结果的临床意义：- 对于疾病诊断和治疗的意义：_______- 对于药物研发的意义：_______六、实验结论（总结实验的主要发现和结论）七、参考文献[列出实验过程中参考的文献]八、附录1. 实验动物来源证明2. 实验仪器清单3. 实验试剂清单4. 实验数据原始记录九、注意事项1. 实验动物福利：确保实验动物在实验过程中受到人道对待。
2. 实验操作安全：严格按照实验操作规程进行，确保实验人员安全。
3. 数据记录准确：确保实验数据的真实性和准确性。
实验动物学实验报告学院：学号：姓名时间：实验一：小鼠实验一、实验目的1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握小鼠的标记方法；4、掌握小鼠的基本采血技术；5、掌握小鼠的常用给药方法；6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠；2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛；三、实验内容及方法1、小鼠的抓取和固定抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。
这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
2、小鼠的雌雄鉴别雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。
幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。
另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。
3、小鼠的标记方法1）耳孔法用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。
2）剪趾法适用于出生一周以内新生仔鼠；3）染色法用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。
4、小鼠的基本采血1）剪尾采血当所需血量很少时采用本法。
固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。
将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。
也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。
这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。
2）眼眶后静脉丛取血当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。
用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。
刺入深度小鼠2～3mm。
当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。
得到所需的血量后，拨出毛细管。
若手法恰当，小鼠约可采血0.2～0.3ml。
3）心脏取血动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。
在左侧第3～4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手取连有4～5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当针刺入心脏时，血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器。
此法要求实验者掌握以下要点：要迅速而直接插入心脏，否则，心脏将从针尖处滑脱；如第一次没刺准，将针头抽出重刺，不要在心脏周围乱探，以免损伤心、肺；要缓慢而稳定的抽吸，否则，太多的真空反而使心脏塌陷。
若不需保留动物生命时，也可麻醉后切开动物胸部，将注射器直接刺人心脏抽吸血液。
5、小鼠的常用给药方法1）经口给药：小鼠灌胃左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持灌胃针，将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。
动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。
若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。
一般当灌胃针插入小鼠3~4cm，常用的灌胃量小鼠为0.2~1ml；2）皮下注射给药皮下注射给药部位以颈部三角区最佳。
操作时，常规消毒注射部位皮肤，然后将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。
拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻，以防止药物外漏。
3）肌肉注射给药小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。
当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，采用肌肉注射。
操作时1人保定小鼠，另一人用左手抓住小鼠的1条后肢，右手拿注射器。
将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4,注入药液.用药量不超过0.1ml/10g体重。
4）腹腔注射给药左左手提起并固定小鼠，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部，右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺，针头刺入皮肤后进针3nm左右，接着使注射针头与皮肤呈45°角刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。
固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。
5）尾静脉注射给药鼠尾静脉有两根，左右两侧各一根。
操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中，使尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾下四分之一处（约距尾尖2-3厘米）处进针，此处皮薄易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。
注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。
如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。
动进入注射器。
6、小鼠的解剖将小鼠放在解剖盘上，用大头针将四肢固定在解剖盘上。
用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒。
用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开，然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开，仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官。
内部脏器观察1）肺：分左右两叶，右肺分为四叶，左肺为一整叶。
2）心脏：呈圆锥状，位于近胸骨端，心尖位于第四肋间。
3）肝：附于隔上，呈暗褐色，分5叶。
4）胃：分贲门、幽门、胃底及胃体。
5）肠：分小肠和大肠。
小肠包括回肠、空肠和十二指肠。
6）脾：脾斜卧在胃的左侧，呈暗红色，长条扁平状。
7）胰：在十二指肠附近，呈粉红色。
8）肾：右肾比左肾位置稍高，肾脏前方有肾上腺，每肾内侧各有一根输尿管，开口于膀胱背侧。
9）卵巢和子宫：卵巢形似绿豆状，粉红色，左右各一，位于肾脏下方。
小鼠为双角子宫，为Y字形。
10）睾丸：小鼠睾丸有一对，幼年时睾丸位于腹腔内，性成熟后则下降至阴囊内。
实验二：大鼠实验一、实验目的1、掌握大鼠抓取、固定的基本方法；2、掌握大鼠的雌雄鉴别方法；3、掌握大鼠的标记方法；4、掌握大鼠的基本采血技术（尾静脉采血、心脏釆血、腹主动脉采血）；5、掌握大鼠的常用给药方法（灌胃、腹腔注射、尾静脉注射、皮下注射、皮内注射、麻醉）；6、掌握大鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；二、实验材料1、实验动物：每组SD大鼠2只（1雌1雄）；2、实验器械及试剂：鼠笼、大鼠固定器、大鼠固定板、1ml注射器、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、灌胃针、10%水合氯醛、生理盐水；三、实验内容及步骤1.抓取和固定右手从鼠笼将大鼠尾巴上段抓住并提起，放在鼠笼上部。
轻轻向后拉鼠尾，大鼠向前挣脱时，用左手拇指和食指抓住两耳后和劲部大部分皮肤。
其余手指及掌心夹住背部和尾部，将大鼠尾巴钩绕于小指上，将尾巴固定。
注意不要用力过大使大鼠窒息死亡。
2.性别鉴定成年雄鼠的睾丸沉降至阴囊中，故其阴囊明显，成年雌鼠可见阴道开口和乳头，幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样），雌性：距离短，毛发稀疏。
3.给药1）灌胃: 将注射器装入药物溶液，装上灌胃针。
抓取固定大鼠后，使大鼠头部朝上，从大鼠口角一侧进针，沿咽后壁缓缓插入食道。
若感到巨大阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以免损伤或穿破食道以及误入气管。
一般当灌胃针插入大鼠4~5cm，常用的灌胃量大鼠为0.5~1ml；（若药物灌入肺中，大鼠死亡）。
2）腹腔注射：左手固定大鼠后，右手持针，45度沿腹白线两侧进针，刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感。
针头刺入皮肤后进针3nm左右，将注射针头朝上，减少与皮肤间的倾斜角度，继续进针。
固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。
3）尾静脉注射：鼠尾静脉有两根，左右两侧各一根。
操作时先将动物固定在鼠筒内，使其尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾上三分之一处进针，此处皮薄易于刺入，回抽出血液后，表示针头已进入静脉，可缓慢将药物注入小鼠尾静脉中。
注射完毕后用干棉球压迫尾部向注射以止血。
如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。
（切勿从后3/1处注射，此处大鼠易发生断尾现象）。
4）皮下注射：将大鼠以俯卧位固定，将腹部皮肤去毛后，左手拇指和食指捏住腹部皮肤，右手持针沿纵轴方向刺入皮下，进针时感觉有阻力，继续刺入后突然阻力消失，判断针头可活动后注射入药液。
注射成功后可见一个小丘状隆起，经过段时间后注射入的药物可被吸收。
5）皮内注射：小鼠以俯卧位固定，将腹部皮肤去毛后，左手拇指和食指捏住腹部皮肤，右手持针沿皮肤平行方向刺入捏住的皮肤，注射药液。
若感觉注射时有阻力，注射部位局部形成光亮泛白的皮丘即为注射成功。
为避免药液流出，停留片刻后将针头拔出，用干棉球按压针孔。
4.麻醉：抓取固定大鼠后，通过腹腔注射的方式（按10%水合氯醛2ml/kg的用量）将适量的麻醉剂注射如大鼠体内，等待几分钟后观察大鼠反应。
若大鼠行动迟缓或几乎不动为麻醉成功。
若注射过量麻醉剂会造成大鼠死亡。
5.釆血1）尾静脉采血先将大鼠固定在鼠筒内，使其尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾上三分之一处进针，此处皮薄易于刺入，回抽出血液后继续采集血液，每次0.1ml。
2）心脏釆血：将麻醉后的小鼠以仰卧位放置，用指腹触摸观察确定小鼠心脏的位置（为搏动为剧烈处）。
右手持注射器，左手在左侧固定心脏，针头紧贴剑突下以30度角向前刺入2.5cm左右，边进针边回抽针管，可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内。
此时固定针管及心脏的位置，继续采血。
采血完成后拔出针头，用干棉球按压住针头的位置。
（每次采血量可达2~3ml）。
3）腹主动脉采血：将大鼠麻醉固定后，用手术剪沿腹正中线剪开腹腔，将腹主动脉充分暴露后（腹主动脉与腹主静脉伴行，紧贴脊柱），右手持注射器，针尖斜面朝下，入针角度约25~30度，朝向心端方向刺入，深度以5mm左右为宜，抽吸血液，若观察到针管中血液为鲜红色即为进针成功，继续采血。
