下载文档原格式
细胞瞬时转染原理
细胞瞬时转染是指将外源DNA转入细胞内，并在短时间内获
得目标基因的表达。
细胞瞬时转染原理主要有两种：
1. 物理方法：包括电穿孔、微注射和基因枪。
其中，电穿孔是最常用的方法。
通过施加电场，使细胞膜通透性增加，使外源DNA能够进入细胞内。
微注射是直接利用微注射针将外源
DNA注入到细胞内。
基因枪则是利用高压气体将外源DNA射入细胞。
2. 化学方法：包括钙磷共沉淀、脂质体介导转染和聚合物转染。
钙磷共沉淀是利用DNA与钙离子和磷酸盐共同形成沉淀，通
过该沉淀进入细胞内。
脂质体介导转染则是利用脂质体与
DNA结合形成复合物，通过与细胞膜融合进入细胞。
聚合物
转染利用带正电荷的聚合物与DNA结合形成复合物，通过静
电相互作用进入细胞。
总的来说，细胞瞬时转染方法通过物理或化学手段使外源
DNA能够进入细胞内，并被细胞内的转录和翻译机器所利用，从而实现目标基因的表达。
瞬时转染实验步骤全文共四篇示例，供读者参考第一篇示例：瞬时转染实验是一种常用的基因转染技术，可用于将外源DNA或RNA导入到目标细胞中，以研究基因表达和功能。
本文将介绍瞬时转染实验的步骤及注意事项。
一、实验前准备1.1 制备转染试剂：根据所需的转染试剂种类，准备相应的试剂。
常用的转染试剂包括有机溶剂转染试剂（如Lipofectamine 2000）、阳离子聚合物转染试剂（如Polyethylenimine，简称PEI）等。
1.2 制备转染质粒：准备含有目标基因的转染质粒。
转染质粒应进行质粒提取、纯化并测序确认。
1.3 培养细胞：细胞应在培养皿中充分培养至70%～90%的浓度，以保证转染效率。
1.4 预热培养基：将足够的培养基提前预热至37℃，以用于细胞培养和转染。
二、转染操作步骤2.1 向细胞培养皿中加入转染试剂：按照转染试剂的使用说明书，向培养皿中加入适量的转染试剂，并在无血清培养基中混合均匀。
2.2 加入转染质粒：将准备好的转染质粒溶液滴加入培养皿中，注意避免空气泡。
2.3 孵育细胞：将培养皿放置在37℃的培养箱中孵育一定时间，通常为4～6小时。
2.4 更换培养基：在转染后适当时间内更换含有血清的培养基，以保证细胞正常生长。
2.5 收获样品：根据实验设计和研究目的，选择合适的时间点收获转染后的细胞样品。
三、注意事项3.1 转染试剂浓度：转染试剂的浓度应根据实验目的和细胞类型进行优化，以达到最佳的转染效果。
3.2 转染时间和转染效率：转染时间过长或过短都可能影响转染效果，应根据实际情况进行调整。
3.3 质粒浓度和纯度：转染质粒应具有足够的纯度和浓度，以确保转染效果。
3.4 细胞密度和状态：细胞应在良好的状态下进行转染，过高或过低的细胞密度都会影响转染效果。
3.5 实验控制组：应设置适当的对照组，以进行比较和验证实验结果的可靠性。
总结：瞬时转染实验是一种常用的基因转染技术，通过适当的实验操作步骤和注意事项，可获得可靠的实验结果。
脂质体转染原理及操作步骤脂质体转染是一种常用的基因传递技术，用于将外源的核酸（例如DNA、RNA）转入细胞内。
脂质体是由人工合成的类似于细胞膜的双层脂质膜组成，具有较好的生物相容性和可降解性，因此可以用来包裹并传递外源核酸进入目标细胞内。
本文将详细介绍脂质体转染的原理和操作步骤。
脂质体由两个疏水性脂质尾部和一个亲水性脂质头部组成，形成类似生物细胞膜的双层结构。
这种双层结构使得脂质体可以包裹水溶性的外源核酸，并形成脂质体-核酸复合物。
当复合物与细胞膜接触时，由于脂质体的类似性，这些复合物可以与细胞膜融合，并释放外源核酸进入细胞。
然而，简单地将脂质体-核酸复合物添加到细胞培养基中并不能有效地将外源核酸转入细胞内。
为了提高转染效率，常常需要使用电穿孔或钙磷共沉淀等方法，以增加细胞膜的通透性。
操作步骤：1.准备工作：-完整的脂质体转染试剂盒。
-DNA或RNA溶液。
-靶细胞。
-无菌操作条件下的实验室。
2.重组脂质体的合成：-按照试剂盒说明将脂质体复合物合成。
-使用无菌的工具和试剂。
3.核酸引物的制备：-将外源DNA或RNA与引物混合，使其形成核酸复合物。
4.细胞处理：-将培养皿中的细胞进行冲洗，去除培养基。
-将适量的细胞培养基添加到培养皿中，以保证细胞的正常生长。
5.导入核酸：-将所制备的核酸复合物滴加到细胞培养基中。
-将细胞培养皿置于无菌环境中，以便细胞吸收和利用核酸。
6.细胞培养：-按照细胞类型和所使用的培养基，将细胞置于恰当的培养条件下，并进行培养。
-根据需求添加所需要的生长因子和抗生素。
7.观察和分析：-在一定的培养时间后，观察细胞是否发生了显著的变化。
- 使用适当的实验方法（如PCR、Western blot等）检测外源基因的表达。
-观察并记录实验结果。
以上是脂质体转染的原理和操作步骤。
脂质体转染是目前常用的基因传递技术之一，可以用于研究基因功能、疾病治疗等领域。
随着技术的不断发展，转染效率和特异性将逐渐提高，为研究和治疗带来更多的机会和挑战。
脂质体转染操作步骤进行实验之前，请先规划好实验，一般细胞转染需要24h-72h，所以要充分了解细胞生长速度，计算所需脂质体和DNA的储备量，并确认准备好所需试剂：Opti-MEM无血清培养基，Lipofectamine转染试剂，以及DNA，这个一定要确认好。
1、细胞铺板（1）一般会选择复苏细胞传代3-4次（汇合率达到90%之前对细胞进行传代，不要长到100%），从解冻过程中恢复过来可以稳定生长的细胞进行细胞转染，传代次数高(>30-40)时，细胞的生长速度和形态会改变。
（2）如果提总蛋白，一般选择六孔板进行转染，因为转染的细胞提取蛋白的总量能达到200ug，一般够做并且需要的DNA和Lipofectamine又相对比较少。
（3）传代条件取决于所用的细胞系。
对于快速生长的细胞，倍增时间为16小时(如HEK293)。
对于生长缓慢的细胞，倍增时间为36小时(如原代细胞)。
（4）转染当天，将细胞铺板。
如果在转染前一天或更早时间铺板，转染效率可能下降，如果是简单细胞系的转染，可以直接在前一天晚上铺板，第二天来转染。
转染时，细胞密度会影响转染效率，细胞密度保持在汇合率为70-90%（这个前提是转染24h，如果转染48h则需要汇合率为50-70%），细胞的铺板和转染也可同时进行。
2、细胞转染吸去培养皿中的培养基，用PBS或者无血清培养基清洗一次。
更换无血清培养基。
准备转染制备液，用灭菌后的EP管制备。
以六孔板为例，A液：用200μl Opti-MEM稀释4μg质粒；B液:用200μl Opti-MEM稀释10μl lipo2000，分别将A液、B液轻轻混匀，静置5min，吸取B液加入至A液中，轻轻混匀，室温静置20min。
加入转染试剂到每个孔的培养基中，6h后，更换成完全培养基，继续培养到24-48小时（不同的质粒和脂质体最佳搭配比例不同，转染前，应该摸一个最佳配比。
质粒：脂质体=1：1，1：1.5，1：2，1：2.5，1：3，1：3.5的梯度比例来检测最佳转染比例，一般质粒有带荧光，可以通过观察每组荧光强弱来判断转染效率）。
脂质体转染原理及操作步骤
脂质体转染是一种常用的基因传递方法，通过将目标基因以及负载该基因的脂质体添加到细胞培养物中，使其与细胞膜融合，并将基因导入到细胞内。
脂质体转染的操作步骤如下：
1. 提取脂质体：首先，从脱脂牛奶或其它来源中提取脂质体。
可以通过超声处理、离心等方法将脂质体分离出来。
2. 混合目标基因与脂质体：将目标基因与脂质体混合，目标基因可以是质粒DNA、RNA等。
将基因加入脂质体溶液中，进
行充分混合。
3. 孵育：将脂质体-基因混合物在室温下孵育一段时间，通常
为15-30分钟。
这一步主要是让脂质体与基因充分结合。
4. 加入细胞：将孵育好的脂质体-基因混合物加入需要转染的
细胞培养物中。
细胞种类可以是哺乳动物细胞、脊椎动物细胞、细菌等。
5. 孵育细胞：将细胞培养物保持在适宜的培养条件下，孵育一定时间，让细胞充分吸收脂质体-基因复合物。
6. 收获转染细胞：经过一定时间的孵育后，可从培养物中收获转染细胞。
可以根据实验需要进行后续分析。
需要注意的是，脂质体转染的效率与脂质体组分、浓度、孵育时间、细胞类型等因素密切相关，需要进行参数优化才能达到较高的转染效果。
质粒导入动物细胞的方法导言动物细胞内的质粒导入是生命科学中一项重要的技术，用于研究基因功能、制备重组蛋白以及疾病治疗等方面。
质粒导入方法主要包括物理法、化学法和生物法。
在本文中，我将详细介绍这些方法以及它们的优缺点，以帮助读者了解质粒导入动物细胞的原理和应用。
一、物理法1. 电穿孔法电穿孔法是通过电压脉冲将质粒导入细胞。
高电场脉冲会导致细胞膜上形成暂时的孔道，使得质粒能够进入细胞内。
该方法适用于许多细胞类型，包括植物细胞和动物细胞。
然而，电穿孔法对细胞有一定的损伤，并且操作复杂，需要特殊的电穿孔设备。
2. 微弹珠法微弹珠法是将质粒与微弹珠共同添加到含有细胞的培养基中，然后通过一定压力的激光束或气压将微弹珠推入细胞内，从而实现质粒的导入。
这种方法简单易行，可以同时导入多个质粒，但对细胞的损伤较大。
3. 基因枪法基因枪法是将质粒与金粒等物质共同添加到基因枪的炮弹中，然后利用气压或爆炸将炮弹射入细胞中。
这种方法适用于质粒导入动物细胞以及其他非细胞的样本。
基因枪法操作相对简单，但对细胞的损伤较大。
二、化学法1. 钙磷共沉法钙磷共沉法是将质粒与钙盐和磷酸盐等化合物共同添加到细胞培养基中，形成复合物后从而导入细胞内。
这种方法适用于质粒导入动物细胞，操作相对简单，但效率较低。
2. 脂质体转染法脂质体转染法是将质粒与合适的脂质体混合后，形成质粒-脂质体复合物，并与细胞膜发生相互作用，从而实现质粒的导入。
这种方法适用于许多细胞类型，操作简单，但效率有限。
3. 聚合物转染法聚合物转染法是将质粒与聚合物复合后，与细胞膜发生相互作用，实现质粒的导入。
这种方法适用于许多细胞类型，操作简单，但由于聚合物体积大，导致质粒的导入效率较低。
三、生物法1. 病毒介导的转导病毒介导的转导是利用病毒载体将质粒导入细胞，并使质粒在细胞内复制和表达。
这种方法适用于许多细胞类型，操作简单，但需要特殊的实验环境和设备，且存在一定的安全隐患。
2. 瞬时共转染法瞬时共转染法是利用适当的方法同时将质粒和辅助质粒导入细胞中，使细胞在短时间内同时表达两者。
脂质体转染原理
脂质体转染是一种常用的基因传递工具，可以将外源DNA有效地引导进入目标细胞。
其原理基于脂质体的特殊结构和细胞膜的特性。
脂质体是由疏水性和亲水性分子组成的结构，可以形成类似细胞膜的双层结构。
在细胞培养条件下，脂质体会与目标DNA 结合，形成脂质体/DNA复合物。
当脂质体/DNA复合物与目标细胞接触时，由于脂质体与细胞膜的亲和性，复合物可以通过与细胞膜融合的方式进入细胞。
一旦脂质体/DNA复合物进入细胞，复合物会被内吞作用包裹成内吞体，内吞体随后与溶酶体融合形成溶酶体内嘌呤体。
在溶酶体内，复合物会被酸性环境和溶酶体内含的酶分解，释放出DNA分子。
最后，释放出的DNA会进入到细胞核中，并与细胞核中的染色体相结合，启动目标基因的表达。
脂质体转染的原理可以归纳为三个步骤：脂质体与DNA结合形成复合物，复合物与细胞膜融合进入细胞，复合物在细胞内释放DNA并进入细胞核。
这个过程提供了一种可靠的手段，用于将外源DNA引导进入目标细胞，实现基因传递和表达。
脂质体转染实验步骤脂质体（LR）试剂是阳离子脂质体DOTMA和DOPE脂质体转染实验步骤脂质体（LR）试剂是阳离子脂质体DOTMA和DOPE的混合物（1：1）。
它适用于把DNA转染入悬浮或贴壁培养细胞中，是目前条件下最方面的转染方法之一。
转染率高，优于磷酸钙法，比它高5-100倍，能把DNA和RNA转染到各种细胞。
用LR进行转染时，首先需要优化转染条件，应找出该批LR对转染某一特定细胞适合的用量、作用时间等，对每批LR都要做。
先要固定一个DNA的量和DNA/LR混合物与细胞相互作用的时间，DNA可从1-5ug和孵育时间6h，开始，按这两个参数绘出相应LR需用量的曲线，再选用LR和DNA两者最佳的剂量，确定出转染时间。
因LR对细胞有一定的毒性，转染时间以不超过24h为宜。
细胞种类：COS-7、BHK、NIH-3T3、Hela和Jurkat等任何一种细胞均可作为受体细胞。
1、操作步骤（方法一）：（1）：取6孔培养板，向每孔中加入2ml含（1-2）x 10^5个细胞的培养基，37℃、18% CO2培养基40%-60%汇合时。
（2）转染液制备：在聚苯乙烯管中制备以下两液（为转染1个空细胞所用的量）。
A液：用不含血清培养基稀释DNA使浓度为1-10ug，终量100ul。
B液：用不含血清培养基稀释LR，使终浓度为2-50ug，终量100ul。
轻轻混合A液、B液，室温中置10-15min，稍后会出现微浊现象，但并不妨碍转染。
（3）转染准备：用2ml不含血清培养基漂洗2次，再加入1ml 不含血清培养基。
（4）转染：把A/B复合物缓缓加入培养基中，摇匀，置37℃温箱中6-24h，吸除无血清转染液，换入正常培养基继续培养。
（5）其余处理：如观察、筛选、检测等与其他转染法相同。
（6）注意：转染时切勿加血清，血清对转染效率有很大影响。
2、快速脂质体转染法操作步骤（方法二）：● 将细胞以5 x 10^5个/孔接种于6孔板中培养24h，使其达到50%-60%板底面积。
外源基因进入细胞主要有四种方法：电击法、磷酸钙法和脂质体介导法和病毒介导法。
电击法是在细胞上短时间暂时性的穿孔让外源质粒进入；磷酸钙法和脂质体法是利用不同的载体物质携带质粒通过直接穿膜或者膜融合的方法使得外源基因进入细胞；病毒法是利用包装了外源基因的病毒感染细胞的方法使得其进入细胞。
但是由于电击法和磷酸钙法的实验条件控制较严、难度较大；病毒法的前期准备较复杂、而且可能对于细胞有较大影响；所以现在对于很多普通细胞系，一般的瞬时转染方法多采用脂质体法。
利用脂质体转染法最重要的就是防止其毒性，因此脂质体与质粒的比例，细胞密度以及转染的时间长短和培养基中血清的含量都是影响转染效率的重要问题，通过实验摸索的合适转染条件对于效率的提高有巨大的作用。
一、实验材料1、宿主细胞CHO（贴壁细胞）2、脂质体LIPOFECTAMINE 2000（invitrogen公司）3、6孔细胞培养版4、无血清培养基OPTI-MEM（GIBICO）5、转染级质粒二、实验步骤invitrogen的LIPOFECTAMINE 2000说明书上列举了24孔、12孔、6孔......板的实验体系，因为需要转染的细胞量大，所以一直采用的是6孔版做的转染。
以下是以6孔板为例说明一下我的体系和方法吧！1、转染前一天，以合适的细胞密度接种到6孔培养板上。
（我的接种密度是3~4*105/ml.）转染时，细胞要达到90~95%的融合。
2、溶液1：240ul 无血清培养基+ 10 ul lipofectamine 2000 per well （总体积250 ul）（温育5min）3、溶液2：X ul 无血清培养基+ 4 ug 质粒per well（总体积250 ul）4、将溶液1与溶液2混合，室温下置20min。
5、与此同时，将6孔板中的细胞用无血清培养基冲洗细胞两遍后，加入2ml 无血清培养基。
6、将溶液1与溶液2的混合液逐滴加入孔中，摇动培养板，轻轻混匀。
一、质粒瞬时转染
用脂质体转染试剂LipofectamineTM 2000 (Invitrogen，CA)对细胞系进行转染，转染荧光素酶报告基因质粒（含不同等位基因）及化学合成的miRNA mimics。
共转染目的质粒及pRL-SV40 (海肾荧光素酶，作为内参照)，具体操作如下：(1) 将细胞接种于24孔培养板中，使用含有10%胎牛血清不含抗生素的培养基培养24 h；
(2) 待细胞长到80-90%，将质粒0.8 μg DNA与miRNA mimics/NC(20 pmol) 溶于无抗生素无血清的培养基50 μl中，混匀；将1 μl Lipofectamine 2000溶于无抗生素无血清的培养液50 μl中，混匀后室温静置5 min；将上述二者混合均匀后，室温孵育30 min 后加入细胞培养孔；
(3) 将细胞继续放入细胞培养箱中培养，于转染48 h后，检测细胞抽提物中荧光素酶基因活性；每个实验质粒每次实验设置3个平行孔，重复转染3次。
二、荧光素酶活性检测(参照Promega报告基因检测试剂盒)
转染24h后，取出细胞培养板，去除培养基→ 加入1 ×PBS 清洗细胞，去除脱落的细胞及剩余的培养基→ 去除PBS 后，加入裂解液→将培养板置于振荡摇床上，室温低速振荡30min →收集细胞裂解液上清20 μl移入干净的仪器检测板→利用化学发光仪检测双荧光素酶活性。
脂质体转染原理
脂质体转染是一种常用的基因转染方法，通过将外源基因载体包裹在脂质体内，使其能够穿过细胞膜并进入细胞内，从而实现基因的转染和表达。
脂质体转染原理主要包括脂质体的结构特点、转染机制和影响因素等内容。
首先，脂质体是由磷脂双分子层和蛋白质组成的囊泡结构，其外层为亲水性头部，内层为疏水性尾部。
这种特殊的结构使得脂质体能够与细胞膜融合，释放内部载体进入细胞质。
其次，脂质体转染的机制主要包括吸附、内化、溶酶体逃逸和核内释放等步骤。
当脂质体与细胞表面结合后，通过内化形成内体，随后内体融合成溶酶体，脂质体内的载体得以逃逸进入细胞质，最终进入细胞核并释放出目的基因。
最后，影响脂质体转染效率的因素包括细胞类型、脂质体与基因载体的比例、转染时间和温度等。
不同的细胞类型对脂质体转染的敏感性不同，而适当的脂质体与基因载体比例、转染条件的优化则能够提高转染效率。
总的来说，脂质体转染原理是通过脂质体与细胞膜的融合，将内部携带的基因
载体释放到细胞质中，最终实现基因转染和表达。
了解脂质体转染的原理和影响因素，对于基因转染实验的设计和结果解读具有重要的指导意义。
因此，在进行脂质体转染实验时，需要充分考虑脂质体的特点和转染机制，合理设计实验方案，以提高转染效率，为后续的基因功能研究奠定基础。
希望本文能够帮助读者更好地理解脂质体转染的原理和应用，为科研工作者提
供一定的参考价值。
Lipofectamine 2000 转染试剂转染步骤（24孔板/6孔板）：一:瞬时转染(贴壁细胞)1.转染前一天，胰酶消化细胞并计数，细胞铺板在500 μl/2ml含血清，不含抗生素的正常生长的培养基中(每孔0.5-2×105 /3×105 胞)。
使其在转染日能达到90-95％的融合。
2.对于每孔细胞，使用50ul/250 ul无血清培养基（如OPTI-MEM I培养基）稀释0.8ugDNA/ 4.0ugDNA，轻轻混匀。
3.使用前将Lipofectamine 2000转染试剂轻轻混匀，每孔细胞用50ul/250 ul 无血清培养基（如OPTI-MEM I培养基)稀释2ul/10ul Lipofectamine 2000转染试剂.轻轻混匀,室温孵育5分钟。
NOTE：Lipofectamine 2000稀释后，在5分钟后同稀释的DNA混合（<30分钟）。
长时间孵育会降低活性.若使用DMEM培养基稀释，则需在5分钟内同稀释的DNA 混合。
4.混合稀释的DNA（第二步）和稀释的Lipofectamine 2000（第三步）, 此时总体积是100 ul/ 500ul。
轻轻混匀,室温放置20分钟以使DNA- Lipofectamine 2000复合物形成。
溶液可能会比较浑浊,但这不影响转染效率. DNA- Lipofectamine 2000复合物室温放置6小时都比较稳定.5.（optional）将24孔板中的旧营养液吸出，用无血清培养基清洗两次。
加入0.5ml/2ml无血清配养基。
6.逐滴加入100 ul/500ul 脂质体/DNA混合物到每孔中（从培养孔一边到另一边），边加边前后来回摇动培养板，轻轻混匀。
中孵育24-48小时。
无需去掉复合物或更换培养基。
或者在7.在37℃，5％CO24-5小时后更换培养生长基也不会降低转染活性。
8.在细胞中加入复合物24-72小时后，荧光镜下观察转染效率, 分析细胞抽提物或进行原位细胞染色，检测各项指标。
瞬时转染实验步骤-概述说明以及解释1.引言1.1 概述瞬时转染实验是一种广泛应用于分子生物学研究的技术手段。
通过该实验，研究人员能够将外源基因材料有效地传递到细胞内，从而实现对基因功能和细胞过程的研究。
瞬时转染实验的步骤相对简单，同时能够快速地获得实验结果，因此在许多研究领域被广泛应用。
本文旨在介绍瞬时转染实验的具体步骤，并讨论其研究结果的分析方法。
首先，我们将详细介绍实验前的准备工作，包括培养细胞、制备转染试剂以及优化实验条件等。
其次，我们将重点介绍瞬时转染的步骤，包括选择适当的转染方法、判断转染效率以及确定最佳转染时间等方面的内容。
最后，我们将展示如何对实验结果进行分析，包括利用荧光染料观察转染效果、使用定量PCR或Western blot等方法检测目标基因的表达水平。
通过本文的研究，我们旨在总结瞬时转染实验的操作步骤，为其他研究人员提供一种快速、高效的细胞转染方法，并探讨转染结果的研究意义。
此外，我们还将展望未来研究方向，包括进一步优化转染方法、完善转染效果评价体系以及探索转染技术在临床治疗中的应用前景等。
通过本文的阅读，读者将能够全面了解瞬时转染实验的实施步骤和结果分析方法，为自己的研究工作提供有价值的参考。
同时，我们也期望读者通过本文的阅读，进一步深入探索转染技术的应用领域，并为未来的基础研究和临床应用做出更多的贡献。
1.2文章结构文章结构：本文主要包括引言、正文和结论三个部分。
引言部分分为概述、文章结构和目的三个小节。
概述部分主要介绍瞬时转染实验的背景及其在生命科学研究中的重要作用，以及当前已有的研究进展和存在的问题。
文章结构部分主要说明整篇文章的组织结构，从而使读者对后续内容有一个整体的了解。
该部分提供了文章的目录，方便读者查阅。
目的部分则明确了本文研究的目标，即通过瞬时转染实验步骤的介绍和实验结果的分析，探索某一具体问题或验证某一假设，为相关研究提供依据。
正文部分主要包括实验准备、瞬时转染步骤和实验结果分析三个小节。
细胞转染方法根据不同的试验目的，外源DNA导入哺乳细胞有两种类型：瞬时转染和稳定转染。
瞬时转染是指外源基因进入受体细胞后，存在于游离的载体上，不整合到细胞的染色体上，在外源基因导入细胞1-4天后收获细胞进行分析；稳定转染需要外源基因整合到细胞的染色体上，从而得到稳定的转染细胞株。
下面介绍几种转染方法：DEAE-葡聚糖：这是早在1965年出现的转染方法。
带正电的DEAE-葡聚糖或polybrene(多聚季胺)多聚体可以结合带负电的DNA分子，使得DNA复合物结合在带负电的细胞表面。
通过使用DMSO或甘油获得的渗透休克，也可能是细胞内吞作用使得DNA复合体进入细胞。
DEAE-葡聚糖仅限于瞬时转染，可重复性好，转染时要除掉血清。
磷酸钙共沉淀转染：最早在1973年开始采用。
氯化钙+DNA+磷酸缓冲液按一定的比例混和，形成极小的磷酸钙-DNA复合物沉淀黏附在细胞膜表面，借助内吞作用进入细胞质。
沉淀颗粒的大小和质量对于转染的成功至关重要，pH值、钙离子浓度、DNA浓度、沉淀反应时间、细胞孵育时间乃至各组分加入顺序和混合的方式都可能对结果产生影响，重复性不佳。
此法较易得到稳定转染，但转染原代细胞比较困难。
电穿孔法：通过短暂的高电场电脉冲处理细胞，沿细胞膜的电压差异会导致细胞膜的暂时穿孔。
DNA被认为是穿过孔扩散到细胞内的。
电脉冲和场强的优化对于成功的转染非常重要，因为过高的场强和过长的电脉冲时间会不可逆地伤害细胞膜而裂解细胞。
理论上说电穿孔法可用于各种细胞，且不需要另外采购特殊试剂，但需要昂贵的电转仪。
此法每次转染需要更多的细胞和DNA，因为细胞的死亡率高。
每种细胞电转的条件都需要进行多次优化。
脂质体法：中性脂质体是利用脂质膜包裹DNA，借助脂质膜将DNA 导入细胞膜内。
带正电的阳离子脂质体则不同，DNA并没有预先包埋在脂质体中，而是带负电的DNA自动结合到带正电的脂质体上，形成DNA-阳离子脂质体复合物，从而吸附到带负电的细胞膜表面，经过内吞被导入细胞。
