动物实验的基本操作（动物的捉拿与给药方法）
小鼠 捉拿法有二种：一种是用右手提起尾部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后上方轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糙面，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤并用小指和手掌尺侧夹持其尾根部固定手中；另一种抓法是只用左手，先用拇指和食指抓住小鼠尾部，再用手掌尺侧及小指夹住尾根，然后用拇指及食指捏住其颈部皮肤。
大鼠 捉拿时，右手抓住鼠尾基部，将大鼠放在粗糙面上，左手戴上防护手套或用厚布盖住大鼠，抓住其整个身体并固定其头部以防咬伤。捉拿时勿用力过猛，勿捏其颈部，以免引起窒息。
家兔 捉拿时一手抓住其颈背部皮肤。轻轻将兔提起，另一手托住其臀部。
猫 捉拿时先轻声呼唤，再慢慢将手伸入猫笼中，轻抚猫的头、颈及背部，抓住其颈背部皮肤并以另一手抓其背部。如遇凶暴的猫，不让接触或捉拿时，可用套网捉拿，必要时可用固定袋将猫固定。
实验动物的给药方法 1． 灌胃法
小鼠灌胃法 将小鼠放在粗糙面上，左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤，无名指或小指将尾部紧压在手掌上，使小鼠腹部朝上，注意使口腔和食管成一直线。右手持灌胃针管从小鼠口角插入口腔内，经舌面紧贴上腭进入食管，进针2~3cm后，如此时动物安静并无呼吸异常，即可将药注入。如遇阻力或动物憋气时则应抽出重插，不能强插以免刺破食管或误入气管使动物死亡。
兔灌胃法 用兔固定箱，可一人操作。右手将开口器固定于兔口中，舌压在开口器下面，左手将导管经开口器中央小孔插入。如无兔固定箱，则需两人协作进行，一人就坐，腿上垫好围裙，将兔的躯体夹于两腿间，左手紧握双耳，固定其前身，右手抓住其两前肢。另一人将开口器横放于兔上下颌之间，固定在舌面上,将导管自开口器中央的小孔插入，慢慢沿兔口腔上腭壁插入食道约15～18cm。插管完毕将胃管的外口端放入水杯中，切忌伸入水过深。如有气泡从胃管逸出，说明不在食道内而是在气管内，应拔出来重插。如无气泡逸出，则可将药推入，并以少量清水冲洗导尿管保证管内药液全部进入胃内。
实验动物基本知识及基本操作实验方法
实验动物是指在实验室内用于科学研究目的的动物，为了保护人类和其他动物的生命、健康和安全，科学研究常常需要进行动物实验。以下内容将介绍实验动物的基本知识以及实验中的基本操作和实验方法。
一、实验动物的基本知识
1.实验动物种类
常见的实验动物种类包括小鼠、大鼠、兔子、猴子、猪等。其中，小鼠和大鼠是最常用的实验动物，因其生命周期短、繁殖能力强、易于养殖和管理，且与人类基因相似度较高。
2.实验动物的饲养环境
实验动物需要有严格的饲养环境，包括适宜的温度、湿度、光照和通风条件。饲养设施应具备合适的空间和设备，如饲养箱、自动饮水器、饲料箱等。
3.实验动物的繁殖和饲养
实验动物的繁殖需要注意选配合理的配对，控制种群数量和质量，以确保实验结果的可靠性。同时，对实验动物进行规范、科学的饲养，提供合适的饲料、清洁的饮用水、舒适的环境等。
二、实验中的基本操作
1.动物体重测定
动物体重是评估动物生长、健康状态的重要指标。测定体重时，可以用电子天平称量，将动物置于天平上并记录体重。 2.手术操作
一些研究需要进行手术操作，例如在动物体内植入微电极等。手术操作前需进行充分的准备工作，如消毒手术器具、获取麻醉剂等。手术操作过程中，需要保持操作区域清洁、注意操作技巧，保护动物的生命安全。
3.采集生物样本
实验动物的生物样本如血液、尿液、组织样本等，是研究动物健康状况和药物效果的重要依据。采集血液时，可以通过尾静脉抽血、眼眶静脉抽血等方法。采集尿液时，通常采用代谢笼或尿液收集器。
1.长期观察法
长期观察法是通过观察实验动物在不同条件下的生长发育、行为表现等来推断不同因素对动物的影响。例如，用不同饲料供给量观察动物的生长速度，用不同光周期观察动物的行为改变。
2.剖析法
剖析法是通过解剖实验动物，观察和记录各种器官的形态结构及组织病理变化，从而了解不同因素对动物生理功能和病理变化的影响。例如，观察动物心脏、肝脏、肺等器官的大小、形状和病理损伤。
1 实验动物学重点整理
1大小鼠年龄、体重、寿命的比较数据？
成年动物的年龄、体重和寿命比较
小鼠 大鼠
成年日龄（天）65-90 85-110
成年体重（克）20-28 200-280
平均寿命（年） 1-2 2-3
2动物实验的对照类型？
（一）空白对照：
不给任何措施的情况下观察动物自发变化的规律。家兔白细胞数每天上下午有周期性的生物钟变化。
（二）实验对照：
采用与实验组相同操作条件下对照，如给药实验中的溶媒（Nacl），手术，注射以及观察时的抚摩等都可以对动物发生影响。有人报告，针刺犬的人中穴对休克、心脏血液动力学有改变，但采用空白对照（不针刺）不够，应该设有针刺其它部位或穴部的实验对照。
（三）有效（标准）对照：
常用于药物研究。对一新药疗效可用一已知有效药或能引起标准反应药物做对照，可考核实验方法可靠性，又可通过比较，了解新药疗效和特点（普鲁卡因---对皮肤黏膜穿透力弱，用纳塞卡因---穿透力强，作用快、持久）。
（四）配对对照：
同一个体不同眼睛比较对照期和实验期差异（左眼试验，右眼对照）；同一种动物后代分成左右两部分进行对照和实验以比较差异，此法可大大减少抽样误差。实验中可用同卵双胎或同窝动物。
（五）组间对照：
将实验对象分成两组或几组比较其差异。这种对照个体差异和抽样误差比较大，可用交叉对照方法以减少误差。观察某药物疗效可用两组犬先分别做一次实验和对照，再相互交换，以原实验组做对照组，原对照组做实验组重复第一次实验，观察疗效或影响，切记检查指标和条件要等同。
1 总则
1.1 为保证生物制品生产、检定和科研的质量，必须加强对实验动物和动物试验的科学管理。
1.2 本规程所指的实验动物是指来源清楚或遗传背景明确，符合微生物控制指标要求，用于生物制品生产、检定及科研的动物。
1.3 本规程包括实验动物生产和动物试验两部分。实行国家有关实验动物的认证制度。各单位实验动物部门应根据本规程和具体条件，制定相应的实施细则执行。
2 实验动物设施
2.1 选址：应符合国家和地方对建筑物的要求。此外，应从实验动物卫生防疫的角度充分考虑。周围无家畜、家禽及其他动物饲养场，选择无可能成为中间宿主的昆虫滋生或可以控制滋生的区域。尽量选择无空气污染及噪音干扰的区域。
2.2 实验动物设施分实验动物生产和实验动物试验两类，动物生产和动物试验设施应严格分开。
2.3 应根据实验动物的品种、品系及微生物控制的级别，建造相应的实验动物设施。以防不同品种动物相互干扰，不同品系动物发生遗传污染，以及不同级别动物发生微生物等污染。
2.4 应有足够数量的试验动物饲养间，以利于不同品种、品系，不同微生物控制等级、不同试验目的的动物试验能隔离饲养。
2.5 进行有感染性和放射性等生物危害性试验的动物饲养间，应该与一般性试验的动物房严格分开，且有严格的安全防护措施，以防止生物有害物质的外泄和对工作人员健康的危害。
2.6 设施的建筑要求
2.6.1 应符合国家及地方对建筑物设计、建造的的一般要求，但要充分考虑实验动物设施的特殊性。内墙表面应光滑平整，阴阳角均为圆孤形，易于清洗、消毒。墙面应采用不易脱落、耐腐蚀、无反光、耐冲击的材料。地面应防滑、耐磨、无渗漏，下水设计合理，保证水流通畅。天花板应耐水、耐腐蚀。饲养室应有良好的气密性。走廊应有足够宽度、门宽不应小于900mm，送排风应能控制，符合所饲养动物的微生物控制级别要求。应有二路电力供应及备用发电设备，以保证通风设备正常运行。
