动物实验的基本操作（动物的捉拿与给药方法）
小鼠 捉拿法有二种：一种是用右手提起尾部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后上方轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糙面，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤并用小指和手掌尺侧夹持其尾根部固定手中；另一种抓法是只用左手，先用拇指和食指抓住小鼠尾部，再用手掌尺侧及小指夹住尾根，然后用拇指及食指捏住其颈部皮肤。
大鼠 捉拿时，右手抓住鼠尾基部，将大鼠放在粗糙面上，左手戴上防护手套或用厚布盖住大鼠，抓住其整个身体并固定其头部以防咬伤。捉拿时勿用力过猛，勿捏其颈部，以免引起窒息。
家兔 捉拿时一手抓住其颈背部皮肤。轻轻将兔提起，另一手托住其臀部。
猫 捉拿时先轻声呼唤，再慢慢将手伸入猫笼中，轻抚猫的头、颈及背部，抓住其颈背部皮肤并以另一手抓其背部。如遇凶暴的猫，不让接触或捉拿时，可用套网捉拿，必要时可用固定袋将猫固定。
实验动物的给药方法 1． 灌胃法
小鼠灌胃法 将小鼠放在粗糙面上，左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤，无名指或小指将尾部紧压在手掌上，使小鼠腹部朝上，注意使口腔和食管成一直线。右手持灌胃针管从小鼠口角插入口腔内，经舌面紧贴上腭进入食管，进针2~3cm后，如此时动物安静并无呼吸异常，即可将药注入。如遇阻力或动物憋气时则应抽出重插，不能强插以免刺破食管或误入气管使动物死亡。
兔灌胃法 用兔固定箱，可一人操作。右手将开口器固定于兔口中，舌压在开口器下面，左手将导管经开口器中央小孔插入。如无兔固定箱，则需两人协作进行，一人就坐，腿上垫好围裙，将兔的躯体夹于两腿间，左手紧握双耳，固定其前身，右手抓住其两前肢。另一人将开口器横放于兔上下颌之间，固定在舌面上,将导管自开口器中央的小孔插入，慢慢沿兔口腔上腭壁插入食道约15～18cm。插管完毕将胃管的外口端放入水杯中，切忌伸入水过深。如有气泡从胃管逸出，说明不在食道内而是在气管内，应拔出来重插。如无气泡逸出，则可将药推入，并以少量清水冲洗导尿管保证管内药液全部进入胃内。
毒理学动物实验基本操作
一， 实验目的
1. 了解动物实验是毒理学研究的重要手段之一
2. 掌握小鼠动物实验的基本操作
二，实验器材
电子称，小鼠固定器，注射器，灌胃针，棉签，镊子，生理盐水，苦味酸。
三，实验内容
1.实验动物（小鼠、大鼠）性别鉴定：
性别鉴定依据：性器官与肛门的距离
2.实验动物抓取和固定。
3.大鼠和小鼠的称重和编号标记方法
大鼠均为 250g 编号方法如图所示：
实验动物基本信息如下表：
编号 性别 类别 体重/g
13 雌 小鼠 22.63
27 雄 小鼠 23.92
56 雌 小鼠 22.78
7 雄 大鼠 250.00
18 雌 大鼠 250.00
124 雄 大鼠 250.00
179 雄 大鼠
250.00
4 .大鼠和小鼠的灌胃给药方法：
灌胃时灌胃针按在注射器上，吸入药液。左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，沿咽喉壁徐徐插入食道。动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。常用灌胃量：小鼠0.2ml，大鼠1ml。
5. 小鼠腹腔注射给药： 左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左下腹部刺入皮下，使针头向前推0.5~1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液。
6. 小鼠尾静脉注射给药：
操作时，应将小鼠头部用棉手套盖住，用酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头与尾部平行的角度进针，开始注射时少量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，便可进行注射。
7. 处死方法（股动脉放血）：各组留取全血5 ml备用（15 ml离心管，加抗凝剂）
方法是：将老鼠固定于固定架上，剪开腹股沟处皮肤，即可看到股静脉，剪开此静脉用15ml离心管采血即可。大鼠可采8ml血。
8. 处死方法（颈椎脱臼）
方法是：右手抓住鼠尾用力向后拉，同时左手拇指与食指用力按住鼠头，鼠便立即死亡。
第二章 动物实验的基本操作与技术
动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。
第一节 实验动物的抓取固定方法
一、小鼠抓取固定方法
小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。
图2-1 小鼠的抓取固定方法
图2-2 小鼠尾静脉注射方法
二、大鼠的抓取固定方法
大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。
小鼠实验的基本技术和方法
小鼠实验是生物学和医学研究中常用的实验手段之一，可以用来研究生理学、病理学、药理学等领域。小鼠实验的基本技术和方法包括实验前准备、实验动物的选取和饲养、实验设计、实验操作和数据分析等环节。
一、实验前准备：
1.确定研究目的和假设：明确研究的目的和需要回答的科学问题，设计合理的假设并制定实验方案。
2.文献调研：查阅相关的文献，了解研究背景和前人的研究成果，为实验设计提供参考和依据。
3.实验设备和试剂准备：检查和准备实验所需的设备和试剂，确保实验过程中的顺利进行。
4.伦理审批：确保实验符合相关伦理要求，并获得实验伦理委员会的审批。
二、实验动物的选取和饲养：
1.动物选用：选择与研究目的相符的小鼠品系，例如野生型小鼠、转基因小鼠、敲除小鼠等。确保选取的小鼠具有一定的年龄和性别分布，以保证实验数据的可靠性和统计学的可行性。
2.饲养条件：提供适宜的饲养环境，保证小鼠的健康和生长。饲养室要维持适宜的温度、湿度和光照条件，并保持清洁度。提供适宜的饲料和水源，并定期更换和清洁。
三、实验设计： 1.随机分组：将实验动物随机分为不同的处理组和对照组，以减小实验误差和对结果的干扰。
2.正反平衡：在实验设计中应该考虑到正负对照组的平衡，通过随机分组来减轻实验误差。
3.重复性：为了确保实验结果的可靠性，应该重复实验，将同样的处理方法在不同的时间或不同的实验动物上进行。
四、实验操作：
1.麻醉和解剖：使用适当的麻醉剂将小鼠麻醉，然后进行解剖，取出需要分析的组织样本。
2.组织处理：对取出的组织样本进行适当的处理，例如固定、冷冻等，以保持样本的完整性和稳定性。
3. 实验操作：根据实验设计的要求，对样本进行相应的实验操作，例如染色、PCR、Western blot等。
4.实验观察：在实验进行过程中，对实验动物的反应、实验操作的结果等进行观察和记录。
五、数据分析：
1.统计方法：根据实验数据的类型和分布情况，选择合适的统计方法进行数据的分析和处理，例如t检验、方差分析等。
