大小鼠动物实验基础知识

毒理学动物实验基本操作一，实验目的1.了解动物实验是毒理学研究的重要手段之一2.掌握小鼠动物实验的基本操作二，实验器材电子称，小鼠固定器，注射器，灌胃针，棉签，镊子，生理盐水，苦味酸。

三，实验内容1.实验动物（小鼠、大鼠）性别鉴定：性别鉴定依据：性器官与肛门的距离2.实验动物抓取和固定。

3.大鼠和小鼠的称重和编号标记方法大鼠均为250g 编号方法如图所示：实验动物基本信息如下表：编号性别类别体重/g13 雌小鼠22.6327 雄小鼠23.9256 雌小鼠22.787 雄大鼠250.0018 雌大鼠250.00124 雄大鼠250.00179 雄大鼠250.004 .大鼠和小鼠的灌胃给药方法：灌胃时灌胃针按在注射器上，吸入药液。

左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，沿咽喉壁徐徐插入食道。

动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。

常用灌胃量：小鼠0.2ml，大鼠1ml。

5. 小鼠腹腔注射给药：左手抓住动物，使腹部向上，右手将注射针头于左下腹部刺入皮下，使针头向前推0.5~1.0cm，再以45度角穿过腹肌，固定针头，缓缓注入药液。

6. 小鼠尾静脉注射给药：操作时，应将小鼠头部用棉手套盖住，用酒精棉球反复擦拭尾部使血管扩张，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头与尾部平行的角度进针，开始注射时少量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，便可进行注射。

7. 处死方法（股动脉放血）：各组留取全血5 ml备用（15 ml离心管，加抗凝剂）方法是：将老鼠固定于固定架上，剪开腹股沟处皮肤，即可看到股静脉，剪开此静脉用15ml离心管采血即可。

大鼠可采8ml血。

8. 处死方法（颈椎脱臼）方法是：右手抓住鼠尾用力向后拉，同时左手拇指与食指用力按住鼠头，鼠便立即死亡。

9.解剖，识别以下脏器：胸腺、心、肝、脾、肺、肾、肾上腺、睾丸、附睾或子宫、卵巢，并称重，计算各脏器的脏器系数：胸腺、心、肝、脾、肺、肾、肾上腺、睾丸、附睾或子宫、卵巢。

实验一小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓拿、标记、给药(灌胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血(眶后静脉丛,摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。

二、实验动物:昆明小鼠2只(1雌1雄)三、实验步骤1、抓取与固定,标记2、去毛3、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射4、取血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法5、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉6、处死:脊椎脱臼法7、解剖:雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明)雌性:双角子宫、卵巢肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺四、实验结果1、抓取与固定标记:抓取:抓小鼠的尾根部固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇指与食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指与无名指将尾巴固定在手掌面。

并标记: 2、灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0、5ml3、注射给药:腹腔注射:从下腹部的两侧进针 ,进针时针与腹部成45°。

进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左手中指与拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0、5ml生理盐水。

注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。

4、采血从眼角内侧0、5cm处进针眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。

5、麻醉:0、5%氯胺酮腹腔麻醉:本小鼠重22g,按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功6、处死:脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死7、解剖:雄性:寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺雌性:双角子宫、卵巢 3、7、2 肾上腺:米粒大小胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状 3、7、4 ,胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明,甲状腺:紧贴环状软骨 ,另可解剖出胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏。

实验三大、小鼠的基本操作技术[实验目的]：通过大鼠、小鼠的抓取固定、性别辨认、灌胃、注射、采血、麻醉、标记、安乐死、动物剖检、脏器摘除与检查等实际操作，掌握大、小鼠动物实验的基本操作技术。

[实验动物]：大鼠、小鼠[材料与器材]：大、小鼠饲养盒（带面罩）、大鼠和小鼠手术固定台，常规手术器械、大鼠灌胃针、小鼠灌胃针、lml注射器、5ml注射器、l0ml注射器、烧杯、75％酒精及酒精棉，干棉球。

生理盐水、20％乌拉坦溶液（或3％戊巴比妥钠）、乙醚、新洁尔灭、3—5％苦味酸溶液、0.5％中性红或品红溶液、[实验内容]：一、实验动物标记编号的方法一染色法（一）被毛染色法1、单色涂染法；（3—5％苦味酸溶液，可染成黄色）。

2、双色涂染法：苦味酸（黄色）—为个位数；品红（红色）—为十位数．（二）耳缘打孔法：适于做长期实验用。

、（三）刺数钳烙印法：适用于长期或慢性实验的大动物编号。

（四）号牌法：用于大动物实验。

二、实验动物被毛的去除方法（一）剪毛法；（二）拔毛法；（三）剃毛法；（四）脱毛法；三、大鼠、小鼠性别的鉴定方法步骤：1、将动物抓取后，腹部朝上，观察肛门与生殖器之间的距离，距离近的为雌性，距离远的为雄性，2、成年雌性大小鼠有12个乳头。

3、天热时或性成熟后，雄性动物的睾丸一般会从腹腔降至阴囊内，此时易于区别。

四、大鼠、小鼠的抓取和固定（一）小鼠的抓取固定：[实验器材]：小鼠饲养盒(带面罩)1套，小鼠防护手套若干。

[方法步骤]：1、用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将小鼠提起，放在饲养盒面罩上。

2、用左手拇指和食指迅速、准确地捏住小鼠的两耳后、颈背部的皮肤，将小鼠提起。

3、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条直线。

4、用左手无名指压住小鼠背部的皮肤，小指压住小鼠的尾巴根部。

5、松开捏住小鼠尾巴的右手拇指和食指。

[注意事项]：1、在抓取动物时，禁止对动物采取突然、粗暴的方法。

2、抓取时注意，过分用力，会使动物窒息或颈椎脱臼，用力过小，动物头部能反转过来咬伤实验者的手，必须熟练掌握。

动物实验操作的基本知识一、实验动物抓拿固定（一）小白鼠(mouse)右手抓住其尾，放在鼠笼铁纱网上，然后用左手拇指及食指沿其背向前抓住其颈部，并以左手的小拇指和掌部夹住其尾固定在手上(图3-1)。

取尾血及尾静脉注射时，可将mouse固定在金属或木制的固定器上。

（二）大白鼠(rat)实验者应戴帆布手套，用右手将鼠尾抓住提起，放在粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果rat后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作（图3-2）。

若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。

需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。

（三）豚鼠(cavy)Cavy具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。

一般方法是：以右手拇指和食指夹住两前肢及头部，使整个颈胸部皆在手掌中（不要抓得太紧以免窒息），左手抓住两后肢，使腹部向上，而后进行操作（图3-3）。

（四）蛙或蟾蜍(frog or toad)捉拿方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小拇指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左，右前肢，右手进行操作（图3-4）。

在捉拿toad时，注意勿挤压其两侧耳部突起之毒腺，以免毒液射到眼中。

实验如需长时间观察，可破坏其脑和脊髓以后放在蛙板上固定进行操作。

（五）家兔(rabbit)用右手抓住其颈背部皮毛，轻提动物，再以左手托住其臀部，使家兔的体重主要落在左手掌心，然后按实验要求固定（图3-5）。

作兔耳血管注射或取血时，可用兔盒固定。

作各种手术时，可将家兔麻醉后固定在手术台上。

固定方法常采用仰卧位固定，四肢用粗棉线固定，头用兔头固定夹固定或用棉线钩住家兔门齿再固定在兔台头端铁柱上。

（六）狗(dog)犬性凶恶，能咬人，因此进行实验时第一个步骤就是要绑住犬嘴，驯服的犬绑嘴时可从侧面靠近轻轻扶摸其背部皮毛，然后用寸带迅速兜住犬的下颌，绕到上颌打一个结，在绕回下颌打第二个结，然后将寸带引至头后颌颈部打第三个结，并多系一个活结（以备麻醉后解脱）。

动物实验技术常用实验动物大小鼠豚鼠前言动物实验是学术界和医疗界广泛使用的科研手段之一。

虽然动物实验在一些方面有其缺陷和争议，但是在一些疾病治疗、新药研发等方面也有着不可替代的作用。

而在动物实验过程中，选择一种合适的实验动物也是至关重要的。

在本文中，我们将介绍常用的实验动物大小鼠、豚鼠，以及其适用场景和一些注意事项。

大小鼠适用场景由于其小巧、繁殖能力强、抗病能力相对较高等优点，小鼠（如C57BL/6J，BALB/c）和大鼠（如Wistar，Sprague-Dawley）被广泛用于多种基础和临床研究中。

一般而言，小鼠和大鼠主要应用于以下领域：1.疾病模型制备。

比如说，使用小鼠和大鼠模拟疾病的发生、发展和治疗，如糖尿病、心脏病、肝病等等。

2.药效学研究。

在动物体内测试不同药物对疾病的治疗效果，测算药物剂量等。

3.细胞/分子研究。

小鼠和大鼠具有更加完善的基因组信息和分类学体系，其细胞和分子水平的研究具有较高的参考价值。

注意事项在实验前，我们需要对实验动物进行充分的饲养和养护，保证其健康和安全。

而在实验过程中，一些注意事项也需要我们牢记：1.保证实验动物数量的准确性，尽量减少动物数量的使用。

2.严格按照伦理审批程序和实验指导方针行事，保障实验动物的福利和权益。

3.尽可能选择最适合的实验动物。

例如，不同种类的鼠类生物学特征和行为特点有所不同，需要具体问题具体分析。

豚鼠适用场景豚鼠的全称是豚鼠科，也称草原大鼠。

豚鼠在研究中的应用相对较少，但也有其独特的适用场景，如下：1.营养和代谢研究。

豚鼠相对于小鼠来说更加接近人类，其代谢和营养特点更类似人，因此在营养代谢研究中使用豚鼠具有一定的优势。

2.遗传学研究。

豚鼠在PCR、基因转染等技术的开发中也有应用，因其本身体型较大适合进行手术和注射等操作。

注意事项1.豚鼠的管理需要相对较高的技能和经验，建议选手动物人员进行操作和管理。

2.豚鼠在饲养和治疗过程中要注意保持其稳定的体温、血糖和血压等，不得过度使用药物和刺激剂，否则会影响其健康和结果的准确性。

实验动物学实验报告小鼠的基本实验操作大鼠的基本实验操作一、实验目的：本实验的目的是学习和掌握大鼠和小鼠的基本实验操作，并通过实际操作加深对实验动物学的理解。

二、实验材料和仪器：1.实验动物：本实验采用大鼠和小鼠作为实验动物。

2.实验材料：a.饲料：适用于大鼠和小鼠的饲料。

b.饮水：大鼠和小鼠所需的饮水。

c.防护用品：手套、口罩、工作服等。

3.实验仪器：称量器、注射器、实验笼等。

三、实验步骤：小鼠的基本实验操作：1.饲养：a.准备实验笼：清洗实验笼并确保洁净无菌。

b.注入饮用水：将饮用水注入到实验笼的水槽中。

c.放入饲料：将适量的饲料放入实验笼的饲料盆中。

d.放入小鼠：将小鼠轻轻放入实验笼中，并确保每只小鼠有足够的空间。

e.定期清洁：根据需要定期清洁实验笼，更换床上材料和饮用水。

2.体重测量：a.准备秤量器：准备一台准确的秤量器。

b.小鼠暂时移动：将小鼠轻轻移动到秤量器上，记录小鼠的体重。

c.小鼠放回实验笼：将小鼠安全放回原来的实验笼中。

3.注射：a.准备注射器和药物：准备一支注射器，并配制好需要注射的药物。

b.固定小鼠：采用适当的方式固定小鼠，如手持小鼠的颈部或者使用专用固定架。

c.注射药物：将药物缓慢注射到小鼠的体内，确保注射过程不会引起小鼠的不适。

d.观察并记录：观察小鼠注射区域的反应，并记录相关数据。

大鼠的基本实验操作：1.饲养：a.饲料和饮水的准备与放置方法与小鼠相同。

b.放养环境的准备：根据大鼠的特点，提供较大的实验笼和足够的空间。

c.定期清洁：根据需要定期清洁实验笼，更换床上材料和饮用水。

2.体重测量：a.方法与小鼠相同。

3.注射：a.方法与小鼠相同。

四、实验结果和讨论：通过本次实验操作，我们学习和掌握了小鼠和大鼠的基本实验操作。

在饲养方面，我们了解到提供干净的实验笼、适当的饲料和饮水对实验动物的健康至关重要。

在体重测量方面，我们掌握了如何用秤量器准确测量实验动物的体重。

在注射方面，我们学会了如何固定实验动物并将药物缓慢注射到体内。

动物实验的基本技术和方法动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行实验，可以了解生物体的生理、病理、药理等信息，对人类疾病的预防和治疗起到重要作用。

下面将介绍动物实验的基本技术和方法。

1.动物选择：选择适合进行实验的动物是进行动物实验的首要任务。

常用的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪、狗等。

根据研究目的的不同，可以选择不同品种、不同年龄、不同性别的动物进行实验。

2.动物养护：对于实验动物的养护是确保实验结果可靠的重要环节。

动物应在适宜的温度、湿度和光照条件下饲养，并提供适宜的饲料和水源。

为了防止交叉感染，需要实施严格的无菌操作和动物消毒。

3.动物注射：动物注射是常用的动物实验技术之一、通过针筒和注射器将药物或其他物质注射到动物体内，以研究其作用机制。

常见的注射方式有皮下注射、肌肉注射和静脉注射。

4.动物手术：动物手术是进行生理、病理研究的重要手段。

常见的动物手术包括造模手术、器官移植手术和腹腔镜手术等。

在进行动物手术时，需要注意术前麻醉、手术操作的细节和术后的护理。

5.动物观察：动物观察是动物实验中重要的实验方法之一、通过观察动物行为、体征和疾病发展等，了解其生理和病理状态。

动物观察可以采用直接观察和间接观察的方法，比如记录动物的活动情况、进食量、体重变化等。

6.动物取样和检测：在动物实验中，需要采集动物的组织、血液、尿液等样本进行检测。

常用的动物取样方式有穿刺、切片、摘取组织等。

取样后，可以进行生化分析、免疫表型分析等检测方法进行进一步研究。

7.数据统计和分析：对于动物实验的结果，需要进行数据统计和分析，以得出科学的结论。

常用的统计分析方法有t检验、方差分析、回归分析等。

通过数据的处理和分析，可以确定实验结果的可靠性和显著性。

8.动物伦理：在进行动物实验时，需要遵循动物伦理原则，确保动物的福利和权益。

包括动物的合理饲养和管理、注重动物的生理和心理健康、减少动物的痛苦和不适等。

同时，需要通过伦理审查机构的审批，确保实验符合伦理要求。

动物实验基本操作一、实验动物的抓取与固定。

（一）小鼠。

1. 抓取。

- 用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上。

当小鼠向前挣扎时，用左手的拇指和食指迅速捏住小鼠两耳后颈背部皮肤，无名指和小指夹住小鼠尾巴根部，将小鼠固定成头部略向上的姿势。

- 原因：捏住尾巴提起小鼠可以避免小鼠咬伤操作人员，将其放在粗糙表面上是利用小鼠的本能反应（向前挣扎），便于后续准确抓取其颈背部皮肤。

而固定成头部略向上的姿势有利于进行诸如灌胃、注射等操作，并且能防止小鼠咬伤操作人员脸部等部位。

2. 固定。

- 如需进一步固定，可将小鼠放在特制的小鼠固定器内，将其身体和四肢固定好。

也可以将小鼠固定在泡沫板上，用大头针固定其四肢（这种方法常用于解剖实验）。

- 原因：使用固定器可以确保小鼠在实验过程中保持稳定，减少因挣扎而影响实验操作的准确性，同时也能保障操作人员的安全。

对于解剖实验，在泡沫板上用大头针固定四肢可以充分暴露小鼠的身体结构，便于进行精细的解剖操作。

（二）大鼠。

1. 抓取。

- 先用右手抓住大鼠尾巴中部，将大鼠提起，放在粗糙平面上。

然后用左手戴防护手套（大鼠体型较大且可能会激烈挣扎，容易咬伤操作人员），从大鼠背部绕到其胸前，拇指和食指捏住大鼠两耳后颈背部皮肤，其余手指握住大鼠身体，将其提起固定。

- 原因：与小鼠抓取类似，先抓住尾巴提起是为了初步控制大鼠，放在粗糙平面上利用其向前挣扎的本能便于后续抓取。

戴防护手套是因为大鼠的咬合力较强，为了防止操作人员受伤。

2. 固定。

- 可将大鼠放入大鼠固定器中固定。

对于需要进行手术等操作的大鼠，也可将其麻醉后固定在手术台上，用绑带固定其四肢。

- 原因：固定器和手术台固定都能保证大鼠在实验过程中保持稳定，使实验操作能够顺利进行，尤其是在进行需要精细操作的手术时，稳定的固定是确保手术成功的关键因素之一。

二、实验动物的给药操作。

（一）口服给药。

1. 灌胃法（以小鼠为例）- 准备好灌胃针（一般为特制的金属针具）和相应的药物溶液。

实验一小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作，掌握小鼠的一般操作方法，包括小鼠的抓拿、标记、给药(灌胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血（眶后静脉丛，摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。

二、实验动物：昆明小鼠2只（1雌1雄)三、实验步骤1、抓取和固定,标记2、去毛3、给药：消化道、腹腔注射、尾静脉注射4、取血：眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法5、麻醉：氯胺酮腹腔麻醉6、处死:脊椎脱臼法7、解剖：雄性：睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺（在膀胱下方，胶质状，透明）雌性:双角子宫、卵巢肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺四、实验结果1、抓取和固定标记：抓取：抓小鼠的尾根部固定:抓住小鼠的尾根部，让小鼠在粗糙平面上爬行，后拉尾跟部,右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指和无名指将尾巴固定在手掌面.并标记：2、灌胃法：左手抓取小鼠固定后，右手持特制灌胃针，沿一侧口角进针，紧贴咽后壁，头后仰以便伸直消化道，进针2/3后灌生理盐水0.5ml3、注射给药：腹腔注射：从下腹部的两侧进针 ,进针时针与腹部成45°.进针后稍微晃动针，如无粘滞感则可注射药物尾静脉注射：一人固定小鼠，另一人用左手中指和拇指将尾拉直，食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0.5ml生理盐水。

注射完毕拔出针头，用无菌棉球压迫止血.4、采血从眼角内侧0。

5cm处进针眼球摘除法：左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除，头朝下，眼眶内血迅速流出。

5、麻醉:0.5％氯胺酮腹腔麻醉：本小鼠重22g，按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功6、处死:脊椎脱臼法：按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死7、解剖：雄性：寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺雌性：双角子宫、卵巢 3。

7.2 肾上腺：米粒大小胰腺：位于胃下方，类似于脂肪组织，浑浊状 3。

7。

4 ，胆囊：芝麻大小，浅绿色,半透明,甲状腺：紧贴环状软骨，另可解剖出胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏。

一、实验目的本实验旨在通过操作医学大小鼠，掌握动物实验的基本操作技能，包括抓取与固定、性别鉴定、给药、采血等，并观察动物在不同实验条件下的生理反应。

二、实验动物与材料1. 实验动物：昆明小鼠4只，大鼠4只。

2. 实验材料：灌胃器2个，注射器4个，酒精，棉球，生理盐水，小鼠固定器1个，大鼠固定器1个。

三、实验步骤1. 抓取与固定- 抓取：左手抓取小鼠的尾根部，用右手拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤，小指和无名指将尾巴固定在手掌面。

- 固定：将抓取好的小鼠放在粗糙平面上，让其在平面上爬行，然后拉住尾跟部，使小鼠腹部朝上，颈部拉直。

用同样的方法固定大鼠。

2. 性别鉴定- 观察小鼠肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。

雄性：距离长，毛发密；雌性：距离短，毛发稀疏。

- 用相同的方法鉴别大鼠的性别。

3. 给药- 灌胃法：左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。

右手持接灌胃针的注射器吸取药液，将针头从口角插入口腔内，然后用灌胃针头压其头部，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针头沿上腭壁轻轻进入，转动针头刺激动物吞咽，然后沿咽后壁慢慢插入食道。

当感觉有落空感时表明灌胃针可能进入胃内，向外抽动注射器活塞，感觉有负压，此时可将药液灌入。

用同样的方法对大鼠进行灌胃。

- 注射给药：皮下注射，用左手抓取和固定小鼠，使腹部朝上，颈部拉直。

右手持注射器吸取药液，将针头刺入皮下，注入药液。

用同样的方法对大鼠进行皮下注射。

4. 采血- 颈动脉采血：左手抓取和固定小鼠，使颈部暴露。

右手持采血针，在颈动脉处刺入，收集血液。

用同样的方法对大鼠进行颈动脉采血。

四、实验结果1. 成功完成小鼠和大鼠的抓取、固定、性别鉴定、给药和采血等操作。

2. 观察到动物在不同实验条件下的生理反应，如呼吸、心率、血压等。

五、实验讨论1. 在实验过程中，应注意操作规范，避免对动物造成伤害。

2. 给药和采血等操作要准确、迅速，以免影响实验结果。

3. 实验过程中要密切观察动物的反应，确保实验安全。