医学实验动物学
创伤修复动物模型的建立创伤修复是创伤学乃至整个医学中最重要又是最基本的问题之一。随着人们对创伤研究层次的不断加深以及研究范围的不断扩展,相关的动物实验也在不断向纵深发展。其中,建立理想稳定的创伤动物模型是现代创伤外科领域在基础与应用研究中的一个极为重要的实验方法和手段,一个符合临床发病过程和符合影响创面修复主要因素的动物模型将有助于更科学、更准确地认识创伤后机体各系统及局部创面的演变规律,为临床针对性地治疗、护理创伤病人提供基础资料。笔者根据自己建立创伤动物模型的实践,并结合国内外有关报道,对几种实用的创伤修复动物模型的建立综述如下。
1 创伤修复动物的选择
实验动物的选择主要根据动物的解剖生理特点,以最大限度地满足实验目的为原则。选择的原则应注意 4 点
1. 1 注意选择与人相似的实验动物如猪、狗、羊、兔、大鼠和豚鼠。观察药物的作用与创面愈合进展情况常选择与人皮肤组织结构相似的猪、狗和豚鼠,它们也同样适宜于有关创伤休克的研究。鼠由于对一般炎症反应敏感,故适合用于创面脓毒症和创面用药的研究。
1. 2 意动物的种类、品系特点不同种类的动物对接受致敏物质的
反应程度是不一样的,如豚鼠> 兔> 狗> 小鼠。热原反应宜选用兔和豚鼠,不宜选用大鼠和小鼠。做心功能测压宜选用狗、兔,其次是大鼠。在放射、烧伤复合伤的实验研究中常选用狗、大鼠和小鼠而不选兔,因为兔照射后常引起休克而死亡。
1.3意动物实验的重复性与可靠性为了增强动物模型的重复性,必须严格控制动物品种、品系、年龄、性别、体重、健康状况等方面的差异,同时还要在饲养管理、实验与环境条件、季节、消毒情况、实验步骤、药品的规格、药物剂量、给药途径以及实验者操作技术熟练程度等方面要保持一致,才能保证重复的可靠性。
1.4 注意实验动物的一般要求和特殊性在选用动物时除需要遵守实验动物的一般原则外,还应考虑到不同研究项目对动物的特殊要求,在实验中应尽量排除实验动物的个体差异对结果的影响。为保证结果的可靠性和易于重复,通常应选用成年、健康动物进行实验。对创伤研究而言,一般首选雄性动物。如果考虑到性别差异对结果的影响,也可采用雌雄各半做实验。
2 建立创伤修复动物模型的方法
在建立创伤动物模型的全过程中必须遵守《保护实验动物国际条款》,人道地对待实验动物。动物若麻醉不成功不得进行实验。2.1全层皮肤切除伤模型首先采用戊巴比妥麻醉动物(30
mg/ kg) ,麻醉成功后再进行制模。此模型一般是在动物背部脊柱两侧旁开 2 cm ,用特制打孔器或利刀全层切除皮肤,若在实验的过程中需要监测生命体征,特别是要进行动脉插管监测平均动脉压时,则可
在动物腹部制作创面。创面形状一般选择圆形或方形,直径大小可根据需要自行设计,深至皮下,但不要伤及脊柱旁或腹部肌肉上的脂肪和筋膜[3～6]。据付小兵等[7]研究认为,选择直径1. 8 cm、面积2.
54 cm2的圆形全层皮肤切除创面,可观察到在14 d 左右创面愈合的自然过程,与临床该类创面愈合时间一致。此模型制作适用于大鼠、小鼠、大型猪、兔等多种动物,可用于评价药物疗效和观察创伤愈合的自然过程。用于护理评估的指标:创面收缩的大小及潜行深度,创面渗出液的量和形态,创面周围组织硬度及肿胀情况,肉芽组织和上皮组织增生情况(占创面容积的百分比)以及局部炎症情况等。
2.2 皮肤线型切割伤模型此类模型切口可选在动物背部脊柱两侧或腹部,用利刀切割动物皮肤,产生线型切口,可深达筋膜,长度以2 cm～4 cm 为宜[7]。根据不同的实验要求和目的可采取不同的后续处理,若观察皮肤及组织的抗张力强度,可给予缝合;若要定量测创面肉芽组织生成总量,则在伤腔内植入一种多孔的硅胶管,然后再封闭创面。一定时间后取出该管,测定长入其中的肉芽组织[3]。此模型不适宜作为组织学与生化学指标观测。
2. 3 烧伤创面愈合模型55 ℃以上温度作用于动物体表组织一定时间后即可引起实验性烧伤[1]。其损伤程度决定于温度的高低、持续时间的长短和组织本身,以及实验动物机体的反应性。常用的火焰烧伤法包括凝固汽油法、混合燃烧法和闪光粉法,其中常用的凝固汽油法,就是在动物已脱毛的背部迅速均匀的涂上 3 %凝固汽油8 ml ,立即点火燃烧10 s ,然后用湿布灭火,这样可制成浅Ⅱ度烧
伤,燃烧15 s 可制成深Ⅱ度烧伤。此类模型虽接近于实战情况,具有一定的实际意义,但烧伤时的温度与均匀程度不易控制,因而不适应创面修复的研究[9]。此外还有电光源法,就是利用2 kW溴钨灯的焦点热源致伤,若距犬背部70 cm、光照15 s～30 s可制成深Ⅲ度烧伤,5 s～7 s可致浅Ⅱ度烧伤,10 s～15 s可致深Ⅱ度烧伤,3 s～5 s 可致Ⅰ度烧伤;距大鼠背部70 cm、光照12 s 可致Ⅲ度烧伤。此方法与核爆炸所致光辐射烧伤比较接近,且操作经济、卫生、容易控制烧伤深度和面积、重复性较好。
2. 4 烫伤创面愈合模型55 ℃～100 ℃热水、恒温恒压电热烫伤仪或恒温水浴烫伤仪、点状烫伤器等烤灼作用于动物背部或腹部表面组织一定时间后,即可造成实验性烫伤模型。根据动物大小可制作多个创面供研究[10]。采用恒温恒压电热烫伤仪在压力 1 kg、温度80 ℃条件下作用皮肤6 s 可造成浅Ⅱ度烫伤,作用8 s可造成深Ⅱ度烫伤,作用12 s 可造成Ⅲ度烫伤[9]。此外,Borman[11]用厚度为3 mm 的纱布浸入100 ℃的沸水中,然后再置于大鼠腹部拟烫伤区4 s ,可致浅Ⅱ度烫伤,8 s 可致深Ⅱ度烫伤。此法简单易行且易于控制,重复性好。张立颖等[12]为研究一种适于监测生理指标的烫伤动物模型,经多次实验验证和组织学证实,认为将浸入热水的纱布,待其水温恒定于99℃,平铺于大鼠腹部3 s可致浅Ⅱ度烫伤,10 s可致深Ⅱ度烫伤。且认为选用纱布作为致伤物,能使其与皮肤弧面紧贴,可避免热力致伤的不平衡性导致创面烫伤程度深浅不一的特点。该类模型既可用于研究烫伤创面愈合的
病理生理过程,也可用于促修复药物的评价[13]。
2.5局部皮肤坏死模型就是用腐蚀性较强的化学物质作用于动物皮肤表面一定时间或局部注射可致组织坏死的药物,以致动物真皮坏死,形成溃疡。Mekkes 等[2]制此模的方法:在猪背部先用电动刀切除一定大小,厚度为2. 4 mm～2. 5 mm 的皮肤,然后再用浸满20 %三氯乙酸的纱布覆盖致伤部位 5 min ,即可致局部组织坏死。Rudolph 用1 种抗肿瘤的化疗药物阿霉素,在拟致伤部位皮下注射一定剂量(大鼠一般50μg～500μg ,家兔100 mg～200 mg)即可致真皮坏死,伴有轻度持久的炎细胞浸润,以中性粒细胞为主,形成的坏死焦痂可达50 d 以上[7]。此类模型适用于研究创面愈合的基本病理生理过程和发生机理,也可用于研究清创或促修复药物的作用效果和治疗护理的机理。
2.6 感染创面动物模型就是在动物的创口处接种一定浓度的已知致病菌,如金黄色葡萄球菌、大肠杆菌和铜绿假单孢菌,以致创面感染。一般认为菌落计数超过每克105个创面愈合将发生困难[3],但也因动物和不同的环境而异。赵子粼等[14]认为,家兔在高湿热环境下细菌感染浓度每克为109个,并按此浓度成功制成感染模型,动物创面及周围组织明显红肿,出现脓性分泌物。该模型可用于观察感染创面的细菌定量变化,并适用于抗感染与促修复药物或敷料的效果评价。
2.7 放射复合伤动物模型该模型分为全身和局部放射复合物。全身放射复合伤模型,即将动物装在一特制的有机玻璃笼子里,
在距放射源一定距离处,辐射一定时间,再全层切除动物皮肤。由于全身照射主要影响机体的造血系统和免疫系统,引起调节伤口愈合的血源成分的减少或丧失,从而使伤口局部组织中生长因子表达降低,导致全身照射后创伤愈合延迟,而局部照射主要损害伤口局部组织,影响成纤维细胞等修复细胞的功能。国内外对全身放射复合伤的研究较多,而对主要作用于表浅部位皮肤局部照射的研究较少。与全身照射相比,局部照射可避免全身因素的影响,更有助于深入地阐明伤口愈合机理。刘建忠等[15]建立局部放射复合伤的方法:用60 软射线X 射线机,电压45 kV ,电流10 mA ,单次局部照射吸收剂量率0. 651 7Gy/ min ,靶皮距25 cm ,一次性照射大鼠臀部直径为30 cm 的圆形区域,非照射区用铅橡皮保护,然后用自制打孔器在大鼠臀部对应部位制成直径为20 cm 的圆形切割伤,深达皮下组织全层,但不伤及皮下筋膜层,不缝合。该模型可用于观察经辐射后的动物伤口愈合时间、原合成、病理学变化以及已愈合创面百分率的时相变化等特点。
创伤修复是一个十分复杂的过程,由于临床所积累的经验在时间和空间上存在的局限性以及在道义和方法学上的种种限制,要深入探讨创伤修复的发生发展机制与疗效机理,许多实验不能也不应以病人作为试验对象[1]。而在短时间内复制具有人类创伤模拟性表现的创伤修复动物模型,可克服上述不足,在创伤修复研究中发挥着独特的作用,使创伤修复的研究工作升华到立体的水平,为全面、系统、深入地认识创伤修复的本质及其为临床治疗与护理创伤提供基
础资料。因此,认真研究和筛选科学、稳定的创伤修复动物模型,可增加实验数据的信度和效度,为顺利进行实验完成各观察指标奠定坚实的基础。.
实验动物采血指南 采血方法的选择，决定于实验的目的所需血量以及动物种类。凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。例如，研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度，必须采取动脉血液。采血时要注意：⑴采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃为宜；⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒；⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂. 不同动物采血部位与采血量的关系
(一)小鼠、大鼠采血法 1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml，大鼠0.3～0.5ml。 2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。先将鼠尾用温水擦拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。 3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手套)，应防止动物窒息。当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)，使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。左右两眼轮换更好。体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。 4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿势。右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。小鼠可采用约0.8～1.2ml;大鼠约5-10ml。 5.心脏采血鼠类的心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故少用。活体
二十种常见实验动物模型 一、缺铁性贫血动物模型 缺铁性贫血（iron deficiency anemia，IDA）是体内用来合成血红蛋白（HGB）的贮存铁缺乏，HGB合成减少而导致的小细胞低色素性贫血，主要发生于以下情况：（1）铁需求增加而摄入不足，见于饮食中缺铁的婴幼儿、青少年、孕妇和哺乳期妇女。（2）铁吸收不良，见于胃酸缺乏、小肠粘膜病变、肠道功能紊乱、胃空肠吻合术后以及服用抗酸和H2受体及抗剂等药物等情况。（3）铁丢失过多，见于反复多次小量失血，如钩虫病、月经量过多等。 IDA是一种多发性疾病，据报道，在多数发展中国家，约2/3的儿童和育龄妇女缺铁，其中1/3患IDA，因此，研究IDA的预防和治疗具有重要的意义。在这些研究中，缺铁性贫血的动物模型（Animal model of IDA），又是实施研究的基础工具。常见的IDA动物模型的构建技术如下： 实验动物：一般选用SD大鼠，4周龄，雌雄不拘，体重65g左右，HGB≥130g/L。 建模方法：低铁饲料加多次少量放血法。低铁饲料一般参照AOAC 配方配制，采用EDTA浸泡处理以去除饲料中的铁，饲料中的含铁量是诱导SD大鼠形成缺铁性贫血模型的关键，现有研究表明，饲喂含铁量<15.63mg/Kg的饲料35天，SD大鼠出现典型IDA表现，而饲喂
含铁40.30mg/Kg的饲料SD大鼠出现缺铁，但并不表现贫血症状。建模时一般采用去离子水作为动物饮水，以排除饮水中铁离子的影响。少量多次放血主要用于模拟反复多次小量失血导致的铁丢失，还可以加速贫血的形成。放血一般在低铁饲料饲喂2周后进行，常用尾静脉放血法，1～1.5ml/次，2次/周。 模型指标：（1）HGB≤100g/L；（2）血象：红细胞体积较正常红细胞偏小，大小不一，中心淡染区扩大，MCV减小、MCHC降低；（3）血清铁（SI）降低，常小于10μmol/L，血清总铁结合力（TIBC）增高，常大于60μmol/L。 需要指出的是，以上模型不能用于铁吸收不良相关IDA的防治研究。根据具体的研究需要，也可以适当调整建模方法。 二、白血病动物模型 用免疫耐受性强的人类胎儿骨片植入重症联合免疫缺陷病(SCID)小鼠皮下，出于人类造血细胞与造血微环境均植入小鼠，建立具有人类造血功能的SCID小鼠模型称为SCID－hu小鼠。再将髓系白血病患者的骨髓细胞植入SCID－hu小鼠皮下的人类胎儿骨片内，植入的髓系白血病细胞选择性生长在SCID－hu小鼠体内的人类造血微环境中，即为人类髓系白血病的小鼠模型。SCID小鼠是由于其scid所致。T、B淋巴细胞功能联合缺陷，这种小鼠能接受人类器官移植物。 造模方法：
动物病原微生物的分类 根据病原微生物的传染性、感染人和（或）动物的危害程度，世界动物卫生组织（OIE）将动物病原分为1至4类。 1类动物病原为外来的或导致地方性流行的、并列入官方控制的、实验室释放存在高危险性的病原微生物。 2类动物病原为外来的或导致地方性流行的、并列入官方控制计划的、实验室释放中有中等危险的病原微生物。 3类动物病原为外来或导致地方性流行的、并列入官方控制计划但实验室扩散风险低的致病微生物。 4类动物病原为可导致地方性流行、但不列入官方控制计划的病原微生物。 我国农业部于2005年颁布了动物病原微生物分类名录，其中一类病原微生物危害最大，依次类推，四类最小。有少数寄生虫也列在名单之中。 中华人民共和国农业部 第 5 3号令公布动物病原微生物分类名录2005年5月24日，中华人民共和国农业部部长杜青林签署第53号令，发布《动物病原微生物分类名录》。 根据《病原微生物实验室生物安全管理条例》第七条、第八条的规定,对动物病原微生物分类如下： 一类动物病原微生物 口蹿疫病毒、高致病性禽流感病毒、猪水泡病病毒、非洲猪瘟病毒、非洲马瘟病毒、牛瘟病毒、小反刍兽疫病毒、牛传染性胸膜肺炎丝状支原体、牛海绵状脑病病原、痒病病原。
二类动物病原微生物 猪瘟病毒、鸡新城疫病毒、狂犬病病毒、绵羊痘／山羊痘病毒、蓝舌病病毒、兔病毒性出血症病毒、炭疽芽孢杆菌、布氏杆菌。 三类动物病原微生物 多种动物共患病病原微生物：低致病性流感病毒、伪狂犬病病毒、破伤风梭菌、气肿疽梭菌、结核分支杆菌、副结核分支杆菌、致病性大肠杆菌、沙门氏菌、巴氏杆菌、致病性链球菌、李氏杆菌、产气荚膜梭菌、嗜水气单胞菌、肉毒梭状芽孢杆菌、腐败梭菌和其他致病性梭菌、鹦鹉热衣原体、放线菌、钩端螺旋体。 牛病病原微生物：牛恶性卡他热病毒、牛白血病病毒、牛流行热病毒、牛传染性鼻气管炎病毒、牛病毒腹泻／粘膜病病毒、牛生殖器弯曲杆菌、日本血吸虫。 绵羊和山羊病病原微生物：山羊关节炎／脑脊髓炎病毒、梅迪／维斯纳病病毒、传染性脓疱皮炎病毒。 猪病病原微生物：日本脑炎病毒、猪繁殖与呼吸综合症病毒、猪细小病毒、猪圆环病毒、猪流行性腹泻病毒、猪传染性胃肠炎病毒、猪丹毒杆菌、猪支气管败血波氏杆菌、猪胸膜肺炎放线杆菌、副猪嗜血杆菌、猪肺炎支原体、猪密螺旋体。 马病病原微生物：马传染性贫血病毒、马动脉炎病毒、马病毒性流产病毒、马鼻炎病毒、鼻疽假单胞菌、类鼻疽假单胞菌、假皮疽组织胞浆菌、溃疡性淋巴管炎假结核棒状杆菌。 禽病病原微生物：鸭瘟病毒、鸭病毒性肝炎病毒、小鹅瘟病毒、鸡传染性法氏囊病病毒、鸡马立克氏病病毒、禽白血病／肉瘤病毒、禽网状内皮组织增殖病病毒、鸡传染性贫血病毒、鸡传染性喉气管炎病毒、鸡传染性支气管炎病毒、鸡减蛋综合征病毒、禽痘病毒、鸡病毒性关节炎病毒、禽传染性脑脊髓炎病毒、副鸡嗜血杆菌、鸡毒支原体、鸡球虫。 兔病病原微生物：兔粘液瘤病病毒、野兔热土拉杆菌、兔支气管败血波氏杆菌、兔球虫。 水生动物病病原微生物：流行性造血器官坏死病毒、传染性造血器官坏死病毒、马苏大麻哈鱼病毒、病毒性出血性败血症病毒、锦鲤疱疹病毒、斑点叉尾鲴病毒、病毒性脑病和视网膜病毒、传染性胰脏坏死病毒、真鲷虹彩病毒、白鲟虹
．实验动物分级及其标准 根据实验动物微生物控制标准，可将实验动物分为四级： 一级普通动物（CV），系指微生物不受特殊控制的一般动物。要求排除人兽共患病的病原体和积少数的实验动物烈性传染病的病原体。为防止传染病，在实验动物饲养和繁殖时，要采取一定的措施，应保证其用于测试的结果具有反应的重现性（即无论不同的操作人员，在不同的时间，用同一品系的动物按规定的实验规程所做的实验，都能获得几乎相同的结果）。 二级清洁动物（CL），要求排除人兽共患病及动物主要传染病的病原体。 三级无特殊病原体动物（SPF），要求到二级外，还要排除一些规定的病原体。其除菌与灭菌的方法，可使用高效空气过滤器除菌法、紫外线灭菌法、三甘醇蒸气喷雾法及氯化锂水溶液喷雾法。 四级无菌动物（GF）或悉生动物（GN）。无菌动物要求不带有任何用现有方法可检出的微生物。悉生动物要求在无菌动物体上植入一种或数种已知的微生物。 在病理学检查上，四类实验动物也有不同的病理检查标准。 一级外观健康，主要器官不应有病灶。 二级除一级指标外，显微镜检查无二级微生物病原的病变。 三级无特殊病原体动物。无二、三级微生物病原的病变。 四级不含二、三级微生物病原的病变，脾、淋巴结是无菌动物组织学结构。 综合上述，对不同级别的实验动物在动物房设计上和管理上则有不同的要求。 无菌、已知菌以及无特殊病原体动物都需要在无菌或尽可能无菌的环境里饲养，这种环境，目前国际上通用称为屏障环境，即用一道屏障把动物与周围污染的环境隔开，就如胎鼠在母鼠子宫内一样。这种环境从控制微生物的角度分为隔离系统、屏障系统、半屏障系统、开放系统和层流架系统等五大类。 A 隔离系统 是在带有操作手套的容器中饲养动物的系统，用于饲养无菌动物和栖生动物。内部保持按微生物要求的100级的洁净度，但其设置的房间及操作人员不必按无菌室考虑。 B 屏障系统 把10000~100000级左右的无菌洁净室作为饲养室，主要用于无特殊病原体动物的长期饲养和繁殖。入室施行严格管理，如淋浴、换贴身衣服等。 C 半屏障系统
犬猫的采血方法通常是在其前肢的前臂头静脉和后肢的阴静脉进行采血。对于一些静脉采血比较苦难的犬猫或采血量比较大时，可以考虑心脏采血。 2.1.采血前的准备 采血前的准备主要是保定，见前面。另外采血前的准备还包括准备好消毒棉球、合适的止血带、剪毛剪、干燥无菌的注射器和头皮针头等等。 2.2.采血的操作 在做好采血前的准备后，采血者选择一个合适的腿，然后在近心端用合适的止血绷带（小型犬猫可以用橡皮筋代替）扎紧，前肢扎在肘关节后面，后肢扎在踝关节上面。然后在前肢的臂部或后肢的掌部要采血的部位用酒精棉球消毒，用拇指的掌面部感受怒张的血管，必要的时候可以沿者怒张的血管进行剪毛（如果血管怒张不明显，可以沿者前肢中间的一根明显的韧带或后肢掌面的正中部）。如果血管不太清楚时，可以用酒精棉球上的酒精将采血的局部打湿，以促进血管怒张，有时还可以先松开止血带，轻柔一下采血部位，然后在扎上止血带。 找到血管后开始进针。将头皮针接在注射上，固定牢结合处。第一次的进针点选择在血管的远心端。当血管怒张不是太明显，动物挣扎不是太厉害时，可以正对着血管进针；血管怒张比较明显，动物挣扎比较厉害时，可以从血管的侧面进针，使动物适应后，再进入血管。开始进针时，左手握在其掌部（前肢），使腕关节弯曲，右手拿针，使针与皮肤呈45度，进针后见到血将针放平，沿着血管的走向往前进针，在运针时会有一种比较轻松的感觉。然后用左手的拇指压住头皮针的针柄，右手松开止血带后用用手抽动注射器进行采血，或者有助手来抽动注射器采血，操作者用右手挤压进针点的近心端或调整头皮针以利于采血。采足够的血后，放松注射器，使其呈自然状态，然后用右手快速的抽出头皮针，并及时的用棉球压迫。 2.3.采血后的处理 抽出头皮针后，用酒精棉球及时按压。按压点在扎针点上靠后一点，直到不在出血为止。然后，将采血用的器具收拾干净。
动物病原微生物分类名录 （2005年农业部令第53 号） 依照《病原微生物实验室生物安全治理条例》第七条、第八条的规定，对动物病原微生物分类如下： 一、一类动物病原微生物 口蹄疫病毒、高致病性禽流感病毒、猪水泡病病毒、非洲猪瘟病毒、非洲马瘟病毒、牛瘟病毒、小反刍兽疫病毒、牛传染性胸膜肺炎丝状支原体、牛海绵状脑病病原、痒病病原。 二、二类动物病原微生物 猪瘟病毒、鸡新城疫病毒、狂犬病病毒、绵羊痘/山羊痘病毒、蓝舌病病毒、兔病毒性出血症病毒、炭疽芽孢杆菌、布氏杆菌。 三、三类动物病原微生物 多种动物共患病病原微生物：低致病性流感病毒、伪狂犬病病毒、破伤风梭菌、气肿疽梭菌、结核分支杆菌、副结核分支杆菌、致病性大肠杆菌、沙门氏菌、巴氏杆菌、致病性链球菌、李氏杆菌、产气荚膜梭菌、嗜水气单胞菌、肉毒梭状芽孢杆菌、腐败梭菌和其他致病性梭菌、鹦鹉热衣原体、放线菌、钩端螺旋体。 牛病病原微生物：牛恶性卡他热病毒、牛白血病病毒、
牛流行热病毒、牛传染性鼻气管炎病毒、牛病毒腹泻/粘膜病病毒、牛生殖器弯曲杆菌、日本血吸虫。 绵羊和山羊病病原微生物：山羊关节炎/脑脊髓炎病毒、梅迪/维斯纳病病毒、传染性脓疱皮炎病毒。 猪病病原微生物：日本脑炎病毒、猪繁育与呼吸综合症病毒、猪细小病毒、猪圆环病毒、猪流行性腹泻病毒、猪传染性胃肠炎病毒、猪丹毒杆菌、猪支气管败血波氏杆菌、猪胸膜肺炎放线杆菌、副猪嗜血杆菌、猪肺炎支原体、猪密螺旋体。 马病病原微生物：马传染性贫血病毒、马动脉炎病毒、马病毒性流产病毒、马鼻炎病毒、鼻疽假单胞菌、类鼻疽假单胞菌、假皮疽组织胞浆菌、溃疡性淋巴管炎假结核棒状杆菌。 禽病病原微生物：鸭瘟病毒、鸭病毒性肝炎病毒、小鹅瘟病毒、鸡传染性法氏囊病病毒、鸡马立克氏病病毒、禽白血病/肉瘤病毒、禽网状内皮组织增殖病病毒、鸡传染性贫血病毒、鸡传染性喉气管炎病毒、鸡传染性支气管炎病毒、鸡减蛋综合征病毒、禽痘病毒、鸡病毒性关节炎病毒、禽传染性脑脊髓炎病毒、副鸡嗜血杆菌、鸡毒支原体、鸡球虫。 兔病病原微生物：兔粘液瘤病病毒、野兔热土拉杆菌、兔支气管败血波氏杆菌、兔球虫。 水生动物病病原微生物：流行性造血器官坏死病毒、传
根据《病原微生物实验室生物安全管理条例》第七条、第八条地规定，对动物病原微生物分类如下： 一、一类动物病原微生物 口蹄疫病毒、高致病性禽流感病毒、猪水泡病病毒、非洲猪瘟病毒、非洲马瘟病毒、牛瘟病毒、小反刍兽疫病毒、牛传染性胸膜肺炎丝状支原体、牛海绵状脑病病原、痒病病原. 资料个人收集整理，勿做商业用途 二、二类动物病原微生物 猪瘟病毒、鸡新城疫病毒、狂犬病病毒、绵羊痘山羊痘病毒、蓝舌病病毒、兔病毒性出血症病毒、炭疽芽孢杆菌、布氏杆菌. 资料个人收集整理，勿做商业用途 三、三类动物病原微生物 多种动物共患病病原微生物：低致病性流感病毒、伪狂犬病病毒、破伤风梭菌、气肿疽梭菌、结核分支杆菌、副结核分支杆菌、致病性大肠杆菌、沙门氏菌、巴氏杆菌、致病性链球菌、李氏杆菌、产气荚膜梭菌、嗜水气单胞菌、肉毒梭状芽孢杆菌、腐败梭菌和其他致病性梭菌、鹦鹉热衣原体、放线菌、钩端螺旋体. 资料个人收集整理，勿做商业用途 牛病病原微生物：牛恶性卡他热病毒、牛白血病病毒、牛流行热病毒、牛传染性鼻气管炎病毒、牛病毒腹泻粘膜病病毒、牛生殖器弯曲杆菌、日本血吸虫. 资料个人收集整理，勿做商业用途 绵羊和山羊病病原微生物：山羊关节炎脑脊髓炎病毒、梅迪维斯纳病病毒、传染性脓疱皮炎病毒. 猪病病原微生物：日本脑炎病毒、猪繁殖与呼吸综合症病毒、猪细小病毒、猪圆环病毒、猪流行性腹泻病毒、猪传染性胃肠炎病毒、猪丹毒杆菌、猪支气管败血波氏杆菌、猪胸膜肺炎放线杆菌、副猪嗜血杆菌、猪肺炎支原体、猪密螺旋体. 资料个人收集整理，勿做商业用途马病病原微生物：马传染性贫血病毒、马动脉炎病毒、马病毒性流产病毒、马鼻炎病毒、鼻疽假单胞菌、类鼻疽假单胞菌、假皮疽组织胞浆菌、溃疡性淋巴管炎假结核棒状杆菌. 资料个人收集整理，勿做商业用途 禽病病原微生物：鸭瘟病毒、鸭病毒性肝炎病毒、小鹅瘟病毒、鸡传染性法氏囊病病毒、鸡马立克氏病病毒、禽白血病肉瘤病毒、禽网状内皮组织增殖病病毒、鸡传染性贫血病毒、鸡传染性喉气管炎病毒、鸡传染性支气管炎病毒、鸡减蛋综合征病毒、禽痘病毒、鸡病毒性关节炎病毒、禽传染性脑脊髓炎病毒、副鸡嗜血杆菌、鸡毒支原体、鸡球虫. 资料个人收集整理，勿做商业用途 兔病病原微生物：兔粘液瘤病病毒、野兔热土拉杆菌、兔支气管败血波氏杆菌、兔球虫. 水生动物病病原微生物：流行性造血器官坏死病毒、传染性造血器官坏死病毒、马苏大麻哈鱼病毒、病毒性出血性败血症病毒医学教`育网整理、锦鲤疱疹病毒、斑点叉尾鮰病毒、病毒性脑病和视网膜病毒、传染性胰脏坏死病毒、真鲷虹彩病毒、白鲟虹彩病毒、中肠腺坏死杆状病毒、传染性皮下和造血器官坏死病毒、核多角体杆状病毒、虾产卵死亡综合症病毒、鳖鳃腺炎病毒、综合症病毒、对虾白斑综合症病毒、黄头病病毒、草鱼出血病毒、鲤春病毒血症病毒、鲍球形病毒、鲑鱼传染性贫血病毒. 资料个人收集整理，勿做商业用途 蜜蜂病病原微生物：美洲幼虫腐臭病幼虫杆菌、欧洲幼虫腐臭病蜂房蜜蜂球菌、白垩病蜂球囊菌、蜜蜂微孢子虫、跗腺螨、雅氏大蜂螨. 资料个人收集整理，勿做商业用途 其他动物病病原微生物：犬瘟热病毒、犬细小病毒、犬腺病毒、犬冠状病毒、犬副流感病毒、猫泛白细胞减少综合症病毒、水貂阿留申病病毒、水貂病毒性肠炎病毒. 资料个人收集整理，勿做商业用途 四、四类动物病原微生物 是指危险性小、低致病力、实验室感染机会少地兽用生物制品、疫苗生产用地各种弱毒病原
《实验动物学》复习题及答案 1、小鼠的给药途径有那些？请演示一下 答：灌胃（ig）：左手将动物固定后，右手持装有灌胃针头的注射器，自口角进针，沿上腭向鼠口腔的后下方插入食管。 皮下注射（sc）：常在背部皮下注射。一手固定动物，另一只手注射给药。 腹腔注射（ip）：左手固定动物，右手持注射器，从下腹部外侧，呈45 度角刺入腹腔，进针约3～5mm。 肌内注射（im）：多注射后肢股部肌肉，如一人单独操作，以左手拇指和食指抓 住小鼠头部皮肤，小指、无名指和掌部夹住鼠尾及一侧后肢，右手持注射器刺入后肢肌肉给药 尾静脉注射（iv）：将动物固定，鼠尾巴露在外面，用70%～75%的酒精棉球擦尾部，或将鼠尾浸入45～50℃温水中。待尾部左右静脉扩张后，左手拉着尾，右手进针 2、请演示一下大鼠、小鼠的捉持、固定及灌胃给药 答：（1）小鼠的捉持：捉拿时可先用右手抓住并提起鼠尾，置于实验台或鼠笼上，并稍向后拉；用左手的拇指和食指抓住小鼠两耳后颈背部的皮肤，将鼠置于左 手心中，拉直后肢，以无名指及小指按住鼠尾或小鼠的左后肢即可。 （2）大鼠的捉持：大鼠的捉拿时，可戴上手套。实验者可用右手捉住鼠尾，放 在实验台或鼠笼上，并稍向后拉；左手掌面向鼠背，食指和中指压住鼠的头顶，拇指和无名指分别从鼠的两腋下插入，将鼠的两前肢卡住；或拽紧鼠后颈及后 背皮肤即可。 （3）灌胃（ig）：左手将动物固定后，右手持装有灌胃针头的注射器，自口角 进针，沿上腭向鼠口腔的后下方插入食管。 3、大鼠的给药方法有那些？请演示一下常用的给药方法 答：灌胃（ig）：左手将动物固定后，右手持装有灌胃针头的注射器，自口角进针，沿上腭向鼠口腔的后下方插入食管。 皮下注射（sc）：常在背部皮下注射。一手固定动物，另一只手注射给药。 腹腔注射（ip）：左手固定动物，右手持注射器，从下腹部外侧，呈45 度角刺入腹腔，进针约3～5mm。
各种动物采血方法及注意事项 1牛的静脉采血 1.1牛颈外静脉采血颈外静脉位于颈部肩骨乳突肌与胸头肌间凹窝处的颈静脉沟内。牛站立，助手保定好头部，使头部稍前伸上仰并稍偏向对侧，颈部稍有弯曲，颈静脉暴露出来，局部剪毛，消毒，术者稍弓腰蹲于颈静脉暴露的一侧，用左手拇指或食指与中指在颈静脉沟稍下方（近心端）压迫静脉管，使颈静脉充盈怒张，部分牛由于膘肥看不清，此时就要用左手食指和中指点击颈静脉沟，有跳动，再按压，用右手食指和中指探摸跳动的部位，有波动和弹性的管状物，颈为颈外静脉。右手拇指、食指、中指夹住16号针头，对准颈外静脉，并使针头与皮肤接近垂直（75°角），用腕力迅速将针头扎进皮肤，穿入血管，血液会喷射出来，即可采血，停止采血后先松左手，后拔针头，用消毒棉球压迫采血部位1min。 1.2牛尾静脉采血牛自然站立保定，术者站于牛的正后方，左手抓住牛尾中段用力抬起，使之与地面平行，右手触摸尾椎前段腹侧凹陷沟（大约在尾后下方4-5cm处），消毒后持12号针头与尾椎纵轴成垂直方向，依靠腕力快进针0.5-1cm后血液即喷射出来。 2马的静脉采血 马的颈静脉比较浅显，位于静脉沟内，术者用左手拇指或食指和中指横压颈下1/3与颈中1/3处的颈静脉沟，使脉管充盈怒张，右手持16号针头沿颈静脉在压迫点前方与皮肤成45°角用腕力迅速刺入皮肤血管内，感到空虚无阻力即见回血后，再沿脉管向前进针使针头
靠近皮肤靠近皮肤以减小其间的角度，近似平行地将针头再伸入血管内1-2cm，血液流出，即可采血。停止采血后，先松左手，后拔出针头，并用消毒棉球压迫采血点2min止血消毒。 3猪静脉采血 3.1耳静脉采血用捕猪器将猪站立保定，耳静脉局部常规消毒处理，助手用手指捏压耳根部静脉管处或用胶带于耳根部结扎，使静脉充盈，怒张，也可用酒精棉球反复擦静脉血管使之充血，血管怒张，或用手指弹叩引起血管充盈。术者用左手拇指和食指把持耳尖，将耳拉直托平，用中指、无名指和小指在耳下面向上托，使采血进针部位稍高，右手持一次性血样采集针沿静脉管使针头与皮肤呈30°角，向远心端刺入血管，有空虚感无阻力时即进入血管。回血，立即插入负压管采血。采血结束后，先松开握耳根的手，再拔针头，干棉球压迫采血处1min，伤口不出血为止。 3.2前腔静脉采血：前腔静脉由左右两侧的颈静脉与腋静脉在第一对肋骨的胸腔入口的气管腹侧面汇合而成。采血部位在第一肋骨与胸骨柄结合处的前方，由于左侧靠近膈神经，易损伤，故多于右侧进行采血，针头刺入方向呈近似垂直稍向中央及胸腔倾斜，刺入深度依猪体大小2-6cm，针头7-12号。站立保定时进针部位在右侧，于耳根至胸骨柄的连线上，距胸骨端1-3cm处，术者拿连接针头的注射器，稍斜向中央刺向第1肋骨间胸腔入口处，边刺边抽动注射器活塞，见回血即可采血，仰卧保定时胸骨柄向前突出，并于两侧第1肋骨结合处的直前侧方呈两个明显的凹陷窝称为前腔窝：是第1肋骨与胸骨柄
动物病原微生物的分类 Prepared on 22 November 2020
动物病原微生物的分类 根据病原微生物的传染性、感染人和（或）动物的危害程度，世界动物卫生组织（OIE）将动物病原分为1至4类。 1类动物病原为外来的或导致地方性流行的、并列入官方控制的、实验室释放存在高危险性的病原微生物。 2类动物病原为外来的或导致地方性流行的、并列入官方控制计划的、实验室释放中有中等危险的病原微生物。 3类动物病原为外来或导致地方性流行的、并列入官方控制计划但实验室扩散风险低的致病微生物。 4类动物病原为可导致地方性流行、但不列入官方控制计划的病原微生物。 我国农业部于2005年颁布了动物病原微生物分类名录，其中一类病原微生物危害最大，依次类推，四类最小。有少数寄生虫也列在名单之中。 中华人民共和国农业部 第53号令公布动物病原微生物分类名录2005年5月24日，中华人民共和国农业部部长杜青林签署第53号令，发布《动物病原微生物分类名录》。 根据《病原微生物实验室生物安全管理条例》第七条、第八条的规定,对动物病原微生物分类如下： 一类动物病原微生物 口蹿疫病毒、高致病性禽流感病毒、猪水泡病病毒、非洲猪瘟病毒、非洲马瘟病毒、牛瘟病毒、小反刍兽疫病毒、牛传染性胸膜肺炎丝状支原体、牛海绵状脑病病原、痒病病原。 二类动物病原微生物 猪瘟病毒、鸡新城疫病毒、狂犬病病毒、绵羊痘／山羊痘病毒、蓝舌病病毒、兔病毒性出血症病毒、炭疽芽孢杆菌、布氏杆菌。
三类动物病原微生物 多种动物共患病病原微生物：低致病性流感病毒、伪狂犬病病毒、破伤风梭菌、气肿疽梭菌、结核分支杆菌、副结核分支杆菌、致病性大肠杆菌、沙门氏菌、巴氏杆菌、致病性链球菌、李氏杆菌、产气荚膜梭菌、嗜水气单胞菌、肉毒梭状芽孢杆菌、腐败梭菌和其他致病性梭菌、鹦鹉热衣原体、放线菌、钩端螺旋体。 牛病病原微生物：牛恶性卡他热病毒、牛白血病病毒、牛流行热病毒、牛传染性鼻气管炎病毒、牛病毒腹泻／粘膜病病毒、牛生殖器弯曲杆菌、日本血吸虫。 绵羊和山羊病病原微生物：山羊关节炎／脑脊髓炎病毒、梅迪／维斯纳病病毒、传染性脓疱皮炎病毒。 猪病病原微生物：日本脑炎病毒、猪繁殖与呼吸综合症病毒、猪细小病毒、猪圆环病毒、猪流行性腹泻病毒、猪传染性胃肠炎病毒、猪丹毒杆菌、猪支气管败血波氏杆菌、猪胸膜肺炎放线杆菌、副猪嗜血杆菌、猪肺炎支原体、猪密螺旋体。 马病病原微生物：马传染性贫血病毒、马动脉炎病毒、马病毒性流产病毒、马鼻炎病毒、鼻疽假单胞菌、类鼻疽假单胞菌、假皮疽组织胞浆菌、溃疡性淋巴管炎假结核棒状杆菌。 禽病病原微生物：鸭瘟病毒、鸭病毒性肝炎病毒、小鹅瘟病毒、鸡传染性法氏囊病病毒、鸡马立克氏病病毒、禽白血病／肉瘤病毒、禽网状内皮组织增殖病病毒、鸡传染性贫血病毒、鸡传染性喉气管炎病毒、鸡传染性支气管炎病毒、鸡减蛋综合征病毒、禽痘病毒、鸡病毒性关节炎病毒、禽传染性脑脊髓炎病毒、副鸡嗜血杆菌、鸡毒支原体、鸡球虫。 兔病病原微生物：兔粘液瘤病病毒、野兔热土拉杆菌、兔支气管败血波氏杆菌、兔球虫。 水生动物病病原微生物：流行性造血器官坏死病毒、传染性造血器官坏死病毒、马苏大麻哈鱼病毒、病毒性出血性败血症病毒、锦鲤疱疹病毒、斑点叉尾鲴病毒、病毒性脑病和视网膜病毒、传染性胰脏坏死病毒、真鲷虹彩病毒、白鲟虹彩病毒、中肠腺坏死杆状病毒、传染性皮下和造血器官坏死病毒、核多
实验动物的选择和动物实验的设计 第一节实验动物选择基本原则 一、根据课题研究的目的、内容、水平选用相匹配的标准化动物 一切动物实验都是为科学研究服务的，选择实验动物首要的就是要根据研究的内容来选择实验动物。 蛙的大脑不发达，不可作高级神经活动的实验。但蛙的脊髓具有最简单的发射中枢，做神经反射弧实验，简单、直观、明确、容易分析。 二、必要的预试验有助于选择与本课题相适应的实验动物 动物预试验的作用在于： 1.初步观察动物是否适宜于本项目的研究 2.熟悉动物的生物学特性及饲养管理 3.检查与动物实验配套的实验条件、方法是否初步到位 三、充分利用与人具有某种相似性的实验动物 绝大多数生物学与医学研究的最终目的是要为人类服务的。因此在实际可能的情况下尽量选择那些生物学特征及解剖生理特点等与人类类似的实验动物。 一般来说，实验动物愈高等，进化程度愈高、其机能、代谢、结构愈复杂，反应就愈接近人类。 猴、拂拂、猩猩、长臂猿等灵长目动物是最近似于人类的理想动物。 1.结构功能的相似性 2.时象或年龄状态的相似性 3.群体分布的相似性 在以群体为对象的研究课题，有时要考虑到选择与人群基因型及表现型分布类型相似的动物类别。主要是一些封闭群动物，如:KM小鼠，Wistar大鼠，毕格犬等。 4.生态或健康状况的相似性 在正常生命过程的研究中，找到与人类生态情况相似的替代模型非常重要。现有的不同微生物学质量级别的普通动物、清洁动物、SPF动物、无菌及悉生动物分别代表着不同的微生态模式并具有不同特点，适用于不同研究目的。 5.疾病特点的相似性
实验动物有许多自发或诱发性疾病能局部或全部地反映与人类类似的疾病过程及特点，可用于研究相关的人类疾病。 6.操作实感的相似性 外科手术性的操作模型中或教学示教中，常选择体型较大的动物。犬为首选。 四、除利用与人具有的相似性以外的实验动物选择原则 1.特殊性原则 由于物种之差异，各种动物之间存在基因型、组织型、代谢型、易感性等方面的差别，这种差异有时可作为研究课题所需的一种指标或特殊条件。 2. 易化原则 进化程度高或结构机能复杂的动物有时会给实验条件的控制和实验结果的获得带来难以预料的困难。应依据易化原则选择那些结构功能简单而又反映研究指标特质的动物。 例如：在遗传研究中，用寿命短、繁殖快的果蝇取得了丰硕的成果，而同样方法若改用灵长目动物其难度是很难设想的。 有时为了删除系统作用背景对某器官或某功能进行研究，可用离体方法进行。3.相容或匹配原则 所谓“相容”或“匹配”是指所用动物的标准化品质应与实验设计、技术条件、实验方法等条件相适应。在设计实验时不但要了解实验仪器精度和灵敏性能。了解试剂的品质、性能以及试剂和仪器之间的匹配性能，也要了解动物或动物模型对实验手段的反应能力。 4.易获性原则 易获性是理想的实验动物条件之一。 虽然猫、狗、猪及灵长动物居于较高进化水平，各有其研究价值，尤其是灵长类动物在许多方面有不可替代的优越性。然而这些大动物则往往由于其较长生殖周期，低繁殖率、低产仔率等弱点而影响其易获性，因而亦影响其被选用，故通常不作首选。 5.重现性、均一性原则 重现性和均一性为实验结果质量品质所在。若实验结果不能再现或不稳定，则该
动物病原微生物分类名录 农业部令2005年第53号 颁布时间：2005-5-24发文单位：农业部 根据《病原微生物实验室生物安全管理条例》第七条、第八条的规定，对动物病原微生物分类如下： 一、一类动物病原微生物 口蹄疫病毒、高致病性禽流感病毒、猪水泡病病毒、非洲猪瘟病毒、非洲马瘟病毒、牛瘟病毒、小反刍兽疫病毒、牛传染性胸膜肺炎丝状支原体、牛海绵状脑病病原、痒病病原。 二、二类动物病原微生物 猪瘟病毒、鸡新城疫病毒、狂犬病病毒、绵羊痘／山羊痘病毒、蓝舌病病毒、兔病毒性出血症病毒、炭疽芽孢杆菌、布氏杆菌。 三、三类动物病原微生物 多种动物共患病病原微生物：低致病性流感病毒、伪狂犬病病毒、破伤风梭菌、气肿疽梭菌、结核分支杆菌、副结核分支杆菌、致病性大肠杆菌、沙门氏菌、巴氏杆菌、致病性链球菌、李氏杆菌、产气荚膜梭菌、嗜水气单胞菌、肉毒梭状芽孢杆菌、腐败梭菌和其他致病性梭菌、鹦鹉热衣原体、放线菌、钩端螺旋体。 牛病病原微生物：牛恶性卡他热病毒、牛白血病病毒、牛流行热病毒、牛传染性鼻气管炎病毒、牛病毒腹泻／粘膜病病毒、牛生殖器弯曲杆菌、日本血吸虫。 绵羊和山羊病病原微生物：山羊关节炎／脑脊髓炎病毒、梅迪／维斯纳病病毒、传染性脓疱皮炎病毒。
猪病病原微生物：日本脑炎病毒、猪繁殖与呼吸综合症病毒、猪细小病毒、猪圆环病毒、猪流行性腹泻病毒、猪传染性胃肠炎病毒、猪丹毒杆菌、猪支气管败血波氏杆菌、猪胸膜肺炎放线杆菌、副猪嗜血杆菌、猪肺炎支原体、猪密螺旋体。 马病病原微生物：马传染性贫血病毒、马动脉炎病毒、马病毒性流产病毒、马鼻炎病毒、鼻疽假单胞菌、类鼻疽假单胞菌、假皮疽组织胞浆菌、溃疡性淋巴管炎假结核棒状杆菌。 禽病病原微生物：鸭瘟病毒、鸭病毒性肝炎病毒、小鹅瘟病毒、鸡传染性法氏囊病病毒、鸡马立克氏病病毒、禽白血病／肉瘤病毒、禽网状内皮组织增殖病病毒、鸡传染性贫血病毒、鸡传染性喉气管炎病毒、鸡传染性支气管炎病毒、鸡减蛋综合征病毒、禽痘病毒、鸡病毒性关节炎病毒、禽传染性脑脊髓炎病毒、副鸡嗜血杆菌、鸡毒支原体、鸡球虫。 兔病病原微生物：兔粘液瘤病病毒、野兔热土拉杆菌、兔支气管败血波氏杆菌、兔球虫。 水生动物病病原微生物：流行性造血器官坏死病毒、传染性造血器官坏死病毒、马苏大麻哈鱼病毒、病毒性出血性败血症病毒、锦鲤疱疹病毒、斑点叉尾（编者注：此字左边为鱼，右边为回）病毒、病毒性脑病和视网膜病毒、传染性胰脏坏死病毒、真鲷虹彩病毒、白鲟虹彩病毒、中肠腺坏死杆状病毒、传染性皮下和造血器官坏死病毒、核多角体杆状病毒、虾产卵死亡综合症病毒、鳖鳃腺炎病毒、Taura综合症病毒、对虾白斑综合症病毒、黄头病病毒、草鱼出血病毒、鲤春病毒血症病毒、鲍球形病毒、鲑鱼传染性贫血病毒。 蜜蜂病病原微生物：美洲幼虫腐臭病幼虫杆菌、欧洲幼虫腐臭病蜂房蜜蜂球菌、白垩病蜂球囊菌、蜜蜂微孢子虫、跗腺螨、雅氏大蜂螨。
1、关于小鼠血液量的问题： 小鼠循环血量占体重的6%，或50-70ml/kg，采血占全血量的10%不会对机体造成严重的不良影响。3-4周后可以重新采集一次。特别注意的是：老年小鼠血量降低。疾病会加重不良反应，所以必须考虑这些影响因素。采血后应补充响应体积的液体，如果需要很短时间反复采血，比如每天一次，每次的采血量不应超过全血的1%。 2、关于取血方法的问题： （1）尾尖取血：当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用二甲苯等化学药物涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，剪去尾尖，血自尾尖流出，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取。如需间隔一定时间，多次采取鼠尾尖部血液，每次采血时，将鼠尾剪去很小一段，取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。 （2）眼眶后静脉丛取血：当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠2～3mm，大鼠4～5mm。当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后，拨出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血0.2～0.3ml，大鼠约可采血0.4～0.6ml。 （3）断头取血：当需要较大量的血液，而又不需继续保存动物生命时采用此法。左手捉持动物，使其头略向下倾，右手持剪刀猛力剪掉鼠头，让血液滴入盛器。小鼠可采血0.8～1.0ml，大鼠可采用5～8ml。 （4）眶动脉和眶静脉取血：此法既能采取较大量的血液，又可避免断头取血法中因组织液的混入导致溶血的现象，现常取代断头取血法。先使动物眼球突出充血后，以弯头眼科镊迅速钳取眼球，并将鼠倒置，头向下，眼眶内很快流出血液，让血液滴入盛器，直至不流为止。此法由于取血过程中动物未死，心脏不断在跳动，因此取血量比断头法多，一般可取鼠体重4～5％的血液量，是一种较好的取血方法。 （5）心脏取血：动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。在左侧第3～4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手取连有4～5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当针刺入心脏时，血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器。此法要求实验者掌握以下要点：要迅速而直接插入心脏，否则，心脏将从针尖处滑脱；如第一次没刺准，将针头抽出重刺，不要在心脏周围乱探，以免损伤心、肺；要缓慢而稳定的抽吸，否则，太多的真空反而使心脏塌陷。若不需保留动物生命时，也可麻醉后切开动物胸部，将注射器直接刺人心脏抽吸血液。 （6）大血管取血：大、小鼠还可从颈动、静脉，股动、静脉和腋下动、静脉取血，在这些部位取血均需麻醉后固定动物，然后作动、静脉分离手术，使其暴露清楚后，用注射器沿大血管平行刺入（或直接用剪刀剪断大血管），抽取所需血量。切断动脉时，要防止血液喷溅。
常用实验动物的给药途径和方法 在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代及形态的变化，常需将药物注入动物体。由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。 一经口给药法 (一)灌胃法 此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃的一种常用给药方法。 1、白鼠灌胃法：抓起小鼠，以左手拇指、食指固定头部，小指、无名指和掌心夹注尾巴，使腹部朝上，颈部拉直，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口角插入口腔，从舌背沿上腭插入食道。灌胃量0.2～0.5ml/10g。 胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8号注射针头弯成适当的弧度制成。 注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。 2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠 灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。灌胃量10～20ml/kg 3 兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。 4、猪的胃灌注法：给猪下鼻饲管较困难，因猪的鼻翼与上唇联合形成吻突，鼻腔上下鼻夹与鼻中隔通道极窄，只能通过F10－12号的导尿管，F14号以上的导尿管不能插入，故一般均给猪采用经口入胃的灌胃方法。具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。此种操作较为简便。 5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。实验者用左手将动物向后拉，使其颈部倾斜，用左拇指和食指将动物嘴撬开，其他三只手指固定好动物头部，右手取带有灌胃针头的注射器，将灌胃针头由动物舌后插入食管。不要象其它动物灌胃时插的太深，如动物不挣扎，插针头又很顺利，即可将药液经口或食管上端罐入胃。罐入速度要慢。
实验动物采血完全指南 凡用血量较少的检验如红、白细胞计数、血红蛋白的测定，血液涂片以及酶活性微量分析法等，可刺破组织取毛细血管的血。当需血量较多时可作静脉采血。静脉采血时，若需反复多次，应自远离心脏端开始，以免发生栓塞而影响整条静脉。例如，研究毒物对肺功能的影响、血液酸碱平衡、水盐代谢紊乱，需要比较动、动脉血氧分压、二氧化碳分压和血液pH值以及K+、Na+、CI-离子浓度，必须采取动脉血液。采血时要注意：⑴采血场所有充足的光线；室温夏季最好保持在25-28℃，冬季，15-20℃为宜；⑵采血用具有采用部位一般需要进行消毒；⑶采血用的注射器和试管必须保持清洁干燥；⑷若需抗凝全血，在注射器或试管内需预先加入抗凝剂. １．取少量血 ａ．尾静脉大鼠、小鼠 ｂ．耳静脉兔、狗、猫、猪、山羊、绵羊 ｃ．眼底静脉丛兔、大鼠、小鼠 ｃ．舌下静脉兔 ｄ．腹壁静脉青蛙、蟾蜍 ｅ．冠、脚蹼皮下静脉鸡、鸭、鹅 ２．取中量血 ａ．后肢外侧皮下小隐静脉狗、猴、猫 ｂ．前肢内侧皮下头静脉狗、猴、猫 ｃ．耳中央动脉兔 ｄ．颈静脉狗、猫、兔 ｅ．心脏豚鼠、大鼠、小鼠 ｆ．断头大鼠、小鼠 ｇ．翼下静脉鸡、鸭、鸽、鹅 ｈ．颈动脉鸡、鸭、鸽、鹅 ３．取大量血 ａ．股动脉、颈动脉狗、猴、猫、兔 ｂ．心脏狗、猴、猫、兔 ｃ．颈静脉马、牛、山羊、绵羊 ｄ．摘眼球大鼠、小鼠
采动物品种最大安全采血量(ml) 最小致死采血量(ml) 小鼠0.2 0.3 大鼠 1 2 豚鼠 5 10 兔10 40 狼狗100 500 猎狗50 200 猴15 60 1.割(剪)尾采血当所需血量很少时采用本法。固定动物并露出鼠尾。将尾部毛剪去后消毒，然后浸在45℃ 左右的温水中数分钟，使尾部血管充盈。再将尾擦干，用锐器(刀或剪刀)割去尾尖0.3-0.5cm，让血液自由滴入盛器或用血红蛋白吸管吸取，采血结束，伤口消毒并压迫止血。也可在尾部作一横切口，割破尾动脉或静脉，收集血液的方法同上。每鼠一般可采血10余次以上。小鼠每次可取血0.1ml，大鼠 0.3～0.5ml。 2.鼠尾刺血法大鼠用血量不多时(仅做白细胞计数或血红蛋白检查)，可采用本法。先将鼠尾用温水擦 拭，再用酒精消毒和擦拭，使鼠尾充血。用7号或8号注射针头，刺入鼠尾静脉，拔出针头时即有血滴出，一次可采集10～50mm3。如果长期反复取血，应先靠近鼠尾末端穿刺，以后再逐渐向近心端穿刺。 3.眼眶静脉丛采血采血者的左手拇食两指从背部较紧地握住小鼠或大鼠的颈部(大鼠采血需带上纱手 套)，应防止动物窒息。当取血时左手拇指及食指轻轻压迫动物的颈部两侧，使眶后静脉丛充血。右手持续接7号针头的1ml注射器或长颈(3～4cm)硬质玻璃滴管(毛细管内径0.5-1.0mm)，使采血器与鼠面成45℃的夹角，由眼内角刺入，针头斜面先向眼球，刺入后再转180度使斜面对着眼眶后界。刺入浓度，小鼠约2～3mm，大鼠约4～5mm。当感到有阻力时即停止推进，同时，将针退出约0.1-0.5mm，边退边抽。若穿刺适当血液能自然流入毛细管中，当得到所需的血量后，即除去加于颈部的压力，同时，将采血器拔出，以防止术后穿刺孔出血。若技术熟练，用本法短期内可重复采血均无多大困难。 左右两眼轮换更好。体重20-25g的小鼠每次可采血0.2-0.3ml；体重200-300g大鼠每次可采血 0.5-1.0ml，可适用于某些生物化学项目的检验。 4.断头取血采血者的左手拇指和食指以背部较紧地握住大(小)鼠的颈部皮肤，并作动物头朝下倾的姿 势。右手用剪刀猛剪鼠颈，约1/2-4/5的颈部前剪断，让血自由滴入盛器。小鼠可采用约0.8～1.2ml; 大鼠约5-10ml。 5.心脏采血鼠类的心脏较小，且心率较快，心脏采血比较困难，故少用。活体采血方法与豚鼠相同。 若做开胸一次死亡采血，先将动物作深麻醉，打开胸腔，暴露心脏，用针头刺入右心室，吸取血液。 小鼠约0.5-0.6ml；大鼠约0.8-1.2ml。 6.颈动静脉采血先将动物仰位固定，切开颈部皮肤，分离皮下结缔组织，使颈静脉充分暴露，可用注 射器吸出血液。在气管两侧分离出颈动脉，离心端结扎，向心端剪口将血滴入试管内。 7.腹主动脉采血最好先将动物麻醉，仰卧固定在手术架上，从腹正中线皮肤切开腹腔，使腹主动脉清 楚暴露。用注射器吸出血液，防止溶血。或用无齿镊子剥离结缔组织，夹住动脉近心端，用尖头手术
动物免疫与动物采血 一、动物保定 在进行动物免疫和动物采血之前，进行动物保定是非常必要的。正确的抓取固定动物是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，保证试验顺利进行。下面介绍几种常见实验动物的保定方法。 1 小鼠的抓取固定方法 小鼠性情温顺，一般不会主动咬人，但取用时动作也要轻缓。抓取时先用右手抓取鼠尾提起，放在其前，爪能抓牢的物体表面稍后提，或放在实验台上，在其向前爬行时，用左手拇食指迅速提住其后颈部皮肤，把鼠体置于左手心中，将鼠尾用无名指和小指压在手掌上。右手即可进行各种操作，如注射、灌胃及其他实验操作。 如进行解剖、手术、心脏及尾部采血和尾静脉注射时，则需将小鼠做一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧式（必要时先进行麻醉），再用大头针或线绳将鼠前后肢依次固定在支持物上。尾静脉采血或尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定；或倒放适当大小和重量的容器，把小鼠放在里面只露尾巴，这种容器能够压住尾部不让活动，同时起，到驱赶血液的作用；或把小鼠放在一黑布口袋里小鼠趋黑，向前爬动，在尾部将小口袋缩口，固定小布口袋后，可进行尾静脉采血或尾静脉注射等操作。 如只想移动小鼠，可用两手把它捧起或用右手拇指和食指的指腹抓住尾部中央将小鼠倒提起来。 2 大鼠的抓取固定方法 4-5周龄以内的大鼠和小鼠一样抓住尾部提起来，周龄较大的大鼠尾部皮肤因为容易被剥脱，所以用左手从背部中央到胸部捏起来抓住。 由于大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，以防大鼠在惊恐或击怒时咬伤手指，提拿时最好戴上防护手套，轻轻抓住尾巴后提起，置于试验台上，固定方法随操作目的而定。如需尾静脉取血或注射，可将大鼠固定盒内或用小黑布口袋装大鼠，使其只露尾部；如需腹腔注射或肌肉注射或灌胃，可用右手提住鼠尾，将鼠放在鼠爪能抓牢的物体表面，如铁丝笼子，稍向后拉鼠尾、鼠身被拉长，用左手贴在鼠背，捏紧头顶部和背部皮肤，即可将大鼠固定在左手中，右手可进行其他操作；如需长时间固定操作，可将大鼠四肢固定在木板上，用一根棉绳拉住两只门齿固定在头部后木板上。 3 豚鼠的抓取固定方法 豚鼠较为胆小易惊，不宜强烈刺激和受惊，所以在抓取时，必须稳、准和迅速。抓取幼小豚鼠时，用两手捧起来，成熟动物则用右手大把抓起来，用手固定，方法是先用手掌迅速扣住鼠背，抓住其肩胛上方，以拇指和食指环握颈部，另一只手托住臀部。也可用固定器固定豚鼠或将豚鼠四肢固定在木板上。 4 家兔的抓取固定方法。 家兔比较顺服不会咬人，但脚爪较尖，应避免抓伤。进行皮下、腹腔、肌肉注射或测肛温时，只须将家兔抓牢或按住就行即可，抓兔的方法是用右手把两耳轻轻地拿在手心，抓紧颈后部的皮厚处，提取兔，然后用左手托住臀部，使兔的体重大部分落在左手上，不能单提两耳，因为兔耳并不能承担全身重量，易造成疼痛而引起挣扎。单提两耳，捉拿四肢，提抓腰部和背部都是不正确的抓法。 当只对兔的头部进行操作时，如耳静脉注射、采血等，可用兔固定器固定头部，对兔进行测量血压，呼吸及手术时，可将兔固定在实验台上，四肢用棉绳固定在实验台两侧，另用一根棉绳拴住兔的两只门牙，另一端固定在实验台的铁柱上即可。