生物化学实验报告
实验四麦清蛋白的初步提取
一、研究背景及目的
无论是在科学研究还是商业化产品的开发中，生物大分子的分离纯化似乎都是一个永恒的话题。针对某一类物质的分离，人们通过寻求它们之间的共性特征而发明了诸多的分离纯化技术。然而随着人们对某一特定目标产物活性与纯度的需求逐渐增大，但同类物质之间彼此性质的相似性使得精确的分级难度随之加大，二者之间的矛盾刺激人们不断探索新的技术以提高纯化水平。人们清楚地意识到，要想使目标物得到分离，目标物与杂质之间的性质差异必须足够大，这又与某些性质差异小的物质的分离相矛盾，而人为放大这些差异小的性质必然会破坏目标物的原有结构，因此需要借助第三者进行差异转化，即以其自身的性质为基础，转化为其他方面差异大的性质。层析法就是通过层析介质与流动相的共同作用，使被分离物质之间差异很小的性质随流动相的流动而转化成了速度上的差异，通过时间上的积累进而转化为距离上的差异。所以，从理论上来说，只要层析柱足够的长，纵使是很微小的速度差异也能够体现出一定的距离上的差异，从某种意义上来说对于层析法也就不存在无法分离的物质，这是层析法在生物大分子的分离纯化中占据主导优势地位的原因。此外，除了定性能力较差以外，层析法几乎囊括了物质分析纯化中的所有优点，比如分离效率高、速度快，样品用量少、检测灵敏度高、分析速度快、易于自动化管理等。基于不同的原理，层析法又衍生出诸多的操作技术，在实际应用中可以根据待分离物质的特定性质选择适合的操作技术。基于以上种种原因，层析法在分离高纯度、高活性的生物大分子中有着不可替代的作用。
本实验以分子筛层析完成麦清蛋白脱盐为实例验证层析技术的可行性，了解相关技术的应用及新技术的发明对边缘性实验学科的重要作用，感悟技术发明的思路。
二、原理
1.硫铵分级沉淀
中性盐沉淀的原理是大量中性盐加入使水活度降低，它们在争夺溶剂水的同时破坏蛋白质表面的水化层，使疏水氨基酸暴露，从而发生聚集沉淀下来。由于不同蛋白质所形成的双电层水膜的稳定性不一样，因此破坏他们所需的硫酸铵的浓度也不一致，所以我们可以利用不同浓度的硫酸铵来对样品液进行分级沉淀，特定的浓度可以使样品中一类蛋白甚至是一种蛋白质发生沉淀。显然，硫酸铵分级沉淀在对蛋白质的粗提取过程中实际上已经实现了精细分级（除去了一部分蛋白杂质），这符合实验设计中尽可能使每一步实现效益最大化的原则，所以被用作蛋白质粗分级中的常用手段。此外，硫酸铵还有其他的一些优势：（1）硫酸铵
属于惰性物质，不易与其他生物活性物质发生反应，在纯化过程中能最大程度的保护蛋白质活性，不易使蛋白质变性；（2）硫酸铵为二价离子，等浓度时离子强度高，能更有效的降
低蛋白质溶解度；（3）硫酸铵在水中的溶解度大、温度系数小，在低温时仍可以高浓度存在，既能够满足低温沉淀某些蛋白质的需要，又能有效争夺溶剂水和破坏蛋白质水化层，使蛋白质有效沉淀；（4）硫酸铵溶解性好也为后续的高盐纯化做准备，便于洗涤去除。
2.凝胶过滤层析
凝胶过滤层析是生化分离常用色谱技术的一种，利用具有网状结构的凝胶的分子筛作用，根据被分离物质的分子大小不同来进行分离。凝胶是一类多孔性高分子聚合物，每个颗粒犹
如一个筛子。当样品溶液通过凝胶柱时，相对分子质量较大的物质沿着凝胶颗粒间的孔隙，随着溶剂流动，首先流出层析柱；相对分子质量较小的物质可自由地进出凝胶颗粒的网孔，使流量增长，移动速率慢而最后流出层析柱；中等大小的分子在大分子物质与小分子物质之间被洗脱。这样，由于分子量大小不同的物质被洗脱的时间是一定的，经过层析柱后，混合物中的各物质按其分子大小不同而被分离。
3.实验方案
本实验选取麦清蛋白作为纯化对象进行研究，我们首先通过硫铵分级沉淀对小麦种子提取液做初步的提纯，得到含有硫酸铵杂质盐的麦清蛋白粗提取物，然后通过分子筛层析除盐，最后利用紫外分光光度计测定各阶段纯化产物的OD280以检测蛋白含量，同时用BaCl2检测纯化产物中有无硫酸根离子，最后对比分析麦清蛋白和盐的洗脱曲线来评判凝胶过滤层析的除盐效果。
三、仪器与试剂
仪器：UV9600紫外分光光度计（北京瑞利分析仪器公司）、JP-100架盘药物天平（常熟市双杰测试仪器厂）、TDL-40B低速离心机（上海安亭科学仪器厂）、SL-200型高速多功能粉碎机（浙江省永康市松青五金厂）、BSZ-100自动部份收集器（上海沪西分析仪器厂）、HL-2恒流泵（上海沪西分析仪器厂）；
器具：微量可调手动移液器（大龙）、研钵；
试剂：饱和（NH4）2SO4溶液、1%的BaCl2溶液、洗脱液、蒸馏水；
材料：新鲜小麦种子、葡聚糖凝胶G-25。
四、实验步骤[1]
1.溶胀凝胶（教师完成）
称取交联葡聚糖凝胶G-25适量，加入足量的洗脱液于沸水浴中溶胀5h。溶胀平衡后，适度搅拌使充分悬浮后稍静置，待大部分凝胶沉降后，除去含有细碎颗粒的上层液，如此反复操作多次直至无细微颗粒为止。最后将漂洗好的凝胶在真空干燥器中减压除气。
2.装柱
打开层析柱柱帽，下端止水，装入1/4左右柱长的洗脱液。将凝胶边搅拌边倒入柱中，同时开启洗脱，使凝胶一直处在溶液中，一次性连续装柱直至柱长的3/4左右。装柱完成后适时止水以使洗脱液面高于凝胶面3~5cm，待凝胶沉降完成后，旋上柱帽，连接洗脱系统，平衡洗脱约3h。
3.盐析法分离提取麦清蛋白
取小麦种子，粉碎，称取2g于三角瓶。加20ml蒸馏水，连续震荡1h，3000r/min离心20min。取上清液，搅拌下加入等体积的饱和硫酸铵溶液，冰箱冷藏4小时左右使麦清蛋白充分沉淀出来。随后以3000r/min离心20min，弃上清液，加3ml去离子水溶解沉淀，即得麦清蛋白粗品水溶液。
4.上样
打开柱帽，放入略小于层析柱内径的滤纸片，使其自然飘落在凝胶面上。连接收集系统，确定流速（10滴/s），准备上样。利用恒流泵加速按钮使洗脱液面与胶床表面相齐时，停止洗脱。用加样器取1.5ml样品提取液，小心滴入凝胶床面中央，然后开启洗脱，同时开启收集器。待样品与凝胶面相齐时，迅速用滴管加入略高于上样高度（1.5~2cm）的洗脱液，如此操作2~3次。待洗脱液再次与凝胶面相齐时，用滴管小心加入3~5ml高的洗脱液，旋上柱帽，连续洗脱收集。
5.洗脱、收集与鉴定
每3毫升收集一管，然后以洗脱液作为空白管，用紫外分光光度计测定各收集管的OD280值。记录每管的消光值，以管号为横坐标，消光值为纵坐标，绘制洗脱曲线。比色完毕后，确定峰值管，并留取样液250μl，随后向各管分别加入2滴1%的BaCl2溶液，混匀观察是否产生白色沉淀，比浊法比较脱盐效果。
五、数据整理及图表
表1 凝胶过滤层析提取麦清蛋白数据整理
注：“—”表示洗脱液加入BaCl22
沉淀，即洗脱液中含有盐。
注：“0”表示洗脱液加入BaCl2后无沉淀，即盐含量为0；“1”表示洗脱液加入BaCl2后无沉淀，即洗脱液中含有盐。
六、讨论与分析
（1）从图1可以看出，麦清蛋白洗脱曲线有一个明显的洗脱峰，峰值管（蛋白质含量最高）为第7管。进一步分析发现，洗脱峰两侧（特别是右侧峰值管之后）较为平缓而不是呈现尖锐的形态，原因应该是上样时样品滴加速度过慢且上样后用洗脱液淋洗层析柱内壁时加入洗脱液的量过多所致。
（2）从图2可以看出，盐的洗脱曲线其洗脱峰同样比较平缓。就本实验而言，我们并没用很精确的方法对洗脱液中盐含量进行定量，只是通过BaCl2沉淀法判断洗脱液中是否存在盐（硫酸根离子），而用肉眼观察确定沉淀的大致产生量还是有较大误差的，故所绘盐的洗脱曲线仅供参考。
（3）对比图1、2，麦清蛋白的洗脱峰与盐的洗脱峰相隔距离还是比较近的，大概只有一管的差距。正常情况下，两种待分离物质的洗脱曲线中，峰值管之间至少应该相差3~4管，这种情况下才能认为是两种物质达到了有效分离。故坦率的讲，本实验并没有有效地对麦清蛋白进行脱盐，也没有达到预期的目标。
七、结论与展望
（1）由本实验的结果我们可以看到，分子筛层析是具有可操作性的，但若要保证其分离效果，就需要严格的规范熟练操作。拿我组实验来说，由于是初次接触此类实验，经验不足，所以操作过程中的一些要点没有把握好，造成最终实验结果并不理想。
（2）通过本实验，我们对层析技术有了一个较深的认识。在目前生物大分子的分离纯化中，层析占据着主导优势，但是随着生命科学的不断向前发展，在物质的分离纯化方面必然会出现实际操作中层析技术解决不了的问题，所以新的分离纯化技术肯定还会产生。
八、质疑与相关思考
（1）如何改进本实验使洗脱液中的盐含量能够定量检测？个人认为在原有操作的基础上可各管将所的沉淀进行离心，计算所得沉淀量，进而得出盐的洗脱量。
（2）实验中洗脱液的流速为10滴/s，这是如何确定的？是前人的实验总结而来的吗？进一步来讲，在进行柱层析时洗脱液的流速确定是不是有什么规定或者参考标准？
（3）本实验中盐的洗脱曲线其洗脱峰非常平缓（较宽），原因可能是上样后环壁淋洗加入的洗脱液体积过多，导致样品进入凝胶柱过慢，从而增加了洗脱峰的宽度。
（4）在实验最终洗脱的过程中，我组的恒流泵似乎出现了问题，洗脱速度一直在发生变化，导致相同时间内收集得到的洗脱下来的液体的量明显不一样。虽然我们几经调整，但流速始终没有稳定在一个确定的值。我想这应该也是本次实验失败的原因之一。
九、思考题
用分子筛凝胶柱层析法分离混合样品时，为了得到较好的分离效果，根据技术的理论特点，你认为在实验前的实验设计阶段主要要注意哪些方面？为什么？而在实验的具体操作方面，你认为关键步骤又有哪些方面？为什么？
1.实验设计时的注意事项
在实验设计时必须要对实验进行一个总体上的定位。具体来讲，在使用分子筛层析分离混合样品时，首先应该明确实验目的，如对生物大分子进行分离纯化、测定生物大分子的分子量或者是脱盐及除去小分子杂质等。在明确目的的前提下，就需要注意以下几个方面：（1）凝胶介质的选择，包括凝胶的种类、交联孔径以及粒度等。凝胶的材质需为化学惰性，与分离物不能产生变性或是其它化学反应，最好具有能长期反复使用的稳定性，并可以在较大的pH和温度范围内使用。由于凝胶上的离子交换基团会吸附带电荷的物质，产生离子交换的效果，所以凝胶上最好不具有离子交换的基团。此外，凝胶要有一定的机械强度，在层析过程中才不会变形，增加机械强度也可使层析在较高压力的环境进行，缩短分离时间。凝胶颗粒的粗细与分离效果有直接关系，颗粒细的分离效果好，但流速慢而费时，因此要依据实际的需要来选择。对于分子量较小的物质，一般采用交联葡聚糖或聚丙烯酰胺材质的凝胶，大分子物质则使用琼脂糖凝胶。此外对于分子量相差悬殊的类分离（如脱盐），应使样品中大分子组的分子量大于其排阻限，而小分子组的分子量小于渗入限；对于分子量相差不大的分级分离，更多使用小颗粒凝胶以提高分辨率。[3]
（2）层析柱的选择。选择时较多考虑待分离组分之间的差异程度，如果要分离的分子大小相差很多，则可选用柱高：直径＝5：1~15：1的管柱，且管柱体积要大于4~15倍的样品体积；如果要分离的物质之间分子量差异不大，则要选用柱高：直径＝20：1~100：1的管柱，且管柱体积要大于25~100倍的样品体积。所以凝胶柱越长，分离效果越好，但是同时伴随的是分离时间的增加与成本的提高。具体地，在进行类分离（如脱盐）时，柱高50cm比较合适；分级分离时，100cm较为合适。
（3）洗脱液的确定。理想的凝胶过滤层析中，待分离物质只与流动相发生作用而被洗脱。但在实际操作中，作为固定相的凝胶毕竟还不是理想的层析介质，是由化学物质组成的，所以都会或多或少带有电荷而与待分离物质发生电荷作用，造成固定相与流动相之间的竞争性吸附作用，从而使分离过程偏离我们的理论设想，故在选择洗脱液时要考虑尽可能减弱甚至消除该影响。就本实验来说，凝胶介质为交联葡聚糖，其分子中含有大量的羟基，在水相中带负电荷，会与我们要分离的目标蛋白质发生电荷作用，所以洗脱液常用磷酸缓冲液以中和凝胶介质所带电荷。此外，缓冲液还应该不与目标物及凝胶介质发生反应或改变其性质。
（4）洗脱速度与收集量的把握。一定程度上讲，洗脱速度越慢，分离的效果越好，但需要时间较长；如果速度太快，各组分都会被快速流动的洗脱液带动前进，从而使分子筛的分辨率下降，两种物质洗脱峰之间差距小，分离效果下降。此外，洗脱速度如果过大，洗脱液产生的拉力效应也会使凝胶颗粒变形，从而影响分离效果，所以应该在保证分离效果的前提下确定洗脱速度。每次的收集量越少，所绘出的洗脱曲线就越准确，所以理想的收集是逐
滴收集，然后测定每滴中待分离物质的含量，而这种方法带来的成本较高，可操作性太差。实际中应在考虑可操作性的基础上以最短时间段内分次收集洗脱液。以本次实验为例，考虑到紫外分光光度计测定样品光吸收时的最小样品量为2.7ml，最多为4ml，另外还有转移时的损失且要保证准确性，每次收集量定为3ml。
2.具体操作中的关键步骤
（1）溶胀凝胶
首先，应使凝胶充分溶胀平衡，否则装柱后凝胶柱会有破裂的危险；其次，凝胶处理过程中不能剧烈搅拌，如此易使颗粒破裂，影响流速；最后，凝胶在装柱前应该充分悬浮沉降，然后除去细碎颗粒和杂质，得到均一合格的凝胶。
（2）装柱
装柱前先向层析柱中注入1/4~1/3的洗脱液，目的是避免灌胶时凝胶颗粒堵塞筛绢以及直接撞击到底部而使自身孔径发生改变。
灌胶的时候应该在搅拌状态下进行一次性灌胶，使体系保持一致。具体做法是凝胶柱内会形成两个界面，自下而上分别是凝胶相、混合相和洗脱液相，这两个界面会逐渐靠近，使凝胶相和洗脱液相长度增加，混合相长度缩短。每次倒入凝胶之后，随着洗脱的进行，凝胶柱内液面下降，在两界面相遇之前，搅拌下进行下一次灌胶。直至最后使凝胶相的长度为柱长的3/4左右时停止，这样才可以使我们得到外观上均一的凝胶柱。
还要适时止水，保证洗脱液面高于凝胶面3~5cm，目的是起一个缓冲作用，避免平衡时洗脱液冲毁凝胶柱。
最后要充分平衡洗脱3h左右。原因是组成凝胶柱的细小颗粒在我们肉眼可见的稳定下，由于流动相的洗脱，微观上凝胶颗粒还有滚动、晃动等运动。平衡的作用就是在流动相的洗脱下，使每一个凝胶颗粒达到完全静止的状态，成为真正意义上的固定相。
（3）上样
样品的准备。样品粘度大会产生介质吸附，一般要求其粘度小于0.01Pa·s；样品浓度以不大于4％为宜，样品浓度过大往往导致粘度增大。如果样品浑浊，应先过滤或离心除去颗粒后上柱；样品的体积也有要求，分析用量一般应低于总柱体积的5%，制备用量一般为15%或更多（20~30%）。
在层析柱内放入略小于其内径的滤纸片，其作用有三个：保湿，使凝胶上界面不至于干燥；缓冲作用，避免上样时样液冲刷破坏凝胶柱；截流作用，滤去样液中的一些不溶性杂质，避免其堵塞凝胶孔径。
上样及随后加洗脱液冲洗时要把握好最佳时机，即洗脱液面与胶床表面相齐的一瞬间。过早会稀释样品，使最终蛋白质不能集中洗脱；过晚则凝胶脱水甚至造成干柱，会直接导致实验失败。
上样时要小心谨慎，应该使用胶头滴管或者液枪将样液缓慢逐滴滴加到滤纸正中央，滴加速度过快会冲毁凝胶柱，直接对结果产生影响。
待样品液与凝胶上界面相齐时，需要用滴管环壁加入略高于上样高度的洗脱液冲洗2~3次。原因是有部分样品沉积在层析柱内壁上，环壁加入可使其充分淋洗下来；另外加入缓冲液的体积对洗脱峰也有影响，体积过多会使样品进入凝胶柱过慢最终导致麦清蛋白的洗脱峰与盐的洗脱峰宽度增加，过少有可能出现第二个较低的洗脱峰（次峰），二者都会影响分离效果。
（4）凝胶的回收与保存[4]
凝胶价格昂贵，回收利用有着重要的意义。交联葡聚糖是多糖类物质，适宜微生物生长。微生物分解的酶能水解多糖的糖苷键，或因洗脱液、保存液不纯，混杂氧化剂或细菌，导致多糖羟基氧化或糖苷键水解、断裂，从而改变凝胶的层析特性，影响层析分离效果。因此，
我们的洗脱过程尽量使用超纯水，以避免细菌或氧化剂污染。对使用过的凝胶若较长时间不用，必须加入防腐剂，并置于4℃冷藏箱内保存，或脱水处理使其恢复干粉状保存备用。
十、实验小结
1.在使用凝胶过滤层析法分离纯化样品混合物时，实验前及实验过程中都需要进行诸多的考虑并且要留意操作规范和细节，体会某些具体操作的意义。
2.本实验是一个连续性较强的实验，从样品的制备，到装柱、上样以及洗脱，每步操作都存在着诸多要注意的问题，彼此之间都有联系，一旦出现失误就很难弥补，稍有不慎便会酿成悲剧。因此需要把握“宁慢勿错”四字箴言，一步步稳稳地做。
3.合理安排时间会提高实验效率，缩短时间。比如：实验中可利用离心的时间连接恒流泵及收集系统、利用洗脱液收集的时间测定收集管的OD280等，此外，还可充分利用空隙时间思考体会实验中的一些细节或者问题等。
十一、参考文献
[1]中国农业大学生物学院.生物化学实验指导[M].中国农业大学自编教材.29~31.
[2]百度百科——凝胶过滤层析.https://www.doczj.com/doc/c115516191.html,/view/81744.htm.
[3]杨歌德，姜玉梅，周宏博.凝胶过滤层析分离蛋白质实验中三种过滤介质分离效果的比较.哈尔滨医科大学学报[J].2002,03（36）：242~243.
[4]王璞，林红，朱滨.凝胶过滤层析实验中Sephadex的溶胀与回收.实验技术与管理[J].2006，02（26）：24~25.
大一氧化还原实验报告 （文章一）：氧化还原反应实验报告实验十二氧化还原反应（一）、实验目的1．理解电极电势与氧化还原反应的关系和介质、浓度对氧化还原反应的影响。2．加深理解氧化态或还原态物质浓度变化对电极电势的影响。3．进一步理解原电池、电解及电化学腐蚀等基本知识。[教学重点] 电极电势和氧化还原反应的关系。[教学难点] 原电池、电解及电化学腐蚀等知识。[实验用品] 仪器：低压电源、盐桥、伏特计药品：0.5 mol·L-1Pb(NO3) （2）、(0. （5）、1 mol·L-1)CuSO （4）、0.5 mol·L-1 ZnSO （4）、0.1 mol·L-1KI、0.1 mol·L-1FeCl （3）、0.1 mol.L-1KBr、0.1 mol·L-1FeSO （4）、( （1）、3 mol·L-1) H2SO （4）、6 mol·L-1HAc、(2 mol·L- （1）、浓)HNO （3）、(0.0 （1）、0.1 mol·L-1)KMnO （4）、6 mol·L-1NaOH、0.1 mol·L-1K2Cr2O （7）、饱和KCl、浓NH3·H2O、饱和氯水、I2水、Br2水、CCl
（4）、酚酞溶液、Na2S2O （3）、红石蕊试纸材料：导线、砂纸、电极（铁钉、铜片、锌片、碳棒） （二）、实验内容（一）电极电势和氧化还原反应1．2Fe3++ 2I-= 2Fe2++ I2 I2易溶于CCl4，CCl4层显紫红色2．Fe3++ Br-不起反应，CCl4层无色3．Cl2+ 2Br-= 2Cl-+ Br2 Br2溶于CCl4，CCl4层显橙黄色（二）浓度和酸度对电极电势影响1．浓度影响在两只50m L 烧杯中，分别注入30mL 0.5mol·L-1 ZnSO4和0.5mol·L-1 CuSO4，在ZnSO4中Zn片，CuSO4中Cu片，中间以盐桥相通，用导线将Zn 片Cu片分别与伏特表的负极和正极相接。测量两电极之间的电压。现象：伏特表指针偏到E=0.80处解释：(-)：Zn2++2e-=Zn (+)：Cu2++2e-=Cu CuSO4溶液中加浓NH 3.H2O到沉淀溶解为止，形成深蓝色溶液；Cu2+ + 4NH3 = [Cu(NH3)4]2+ [Cu2+]下降, E变小，E=0.45V ZnSO4溶液中加浓NH 3.H2O至沉淀溶解为止; Zn2+ + 4NH3 = [Zn(NH3)4]2+ [Zn2+]下降, E 变大，E=0.76V 最后达到平衡, E=0.8V接近初起值. 2x．酸度影响在两只50mL烧杯中，分别注入FeSO （4）、K2Cr2O7溶液。FeSO4溶液中Fe片，在K2Cr2O7 溶液中C 棒，将Fe片、C棒通过导线分别与伏特表的负极和正极相接,中间用盐桥连接，测量两极电压。文档冲亿季，好礼乐相随mini ipad移动硬盘拍立得百度书包现象：测得E=0.61V 解释：(-) Cr2O72-+ 6e- + 14H+ = 2Cr3++ 7H2O (+) Fe2++ 2e- = Fe 在K2Cr2O7中，慢慢加入
实验二 超过滤膜分离 一、实验目的 1.了解和熟悉超过滤膜分离的工艺过程； 2.了解膜分离技术的特点； 二、分离机理 根据溶解-扩散模型，膜的选择透过性是由于不同组分在膜中的溶解度和扩散系数不同而造成的。若假设组分在膜中的扩散服从Fick 定律，则可推出透水速率F W 及溶质通过速率F S 方程。 1、 透水速率 '() ()w w M w D c V p F A p RT ππδ ?-?= =?-? 式中 22332/;;//;;;/w w w M w w M F g cm s D cm s c g cm V cm mol p atm atm R T K cm D c V A g cm s at RT πδδ-?-?--?-?-----??’透水速率，水在膜中的扩散系数，水在膜中的浓度，；水的偏摩尔体积，膜两侧的压力差，膜两侧的渗透压差，气体常数；温度，； 膜的有效厚度，； 膜的水渗透系数（= ），。 2、溶质透过速率 2323() ()s s s s s D K c D K c c F B c B c c δ δ ?-= = =?=- 式中 2/;s s D cm s K B c ---?-溶质在膜中的扩散系数，溶质在溶液和膜两相中的分配系数； 溶质渗透系数；膜两侧的浓度差。 有了上述方程，下面建立中空纤维在定态时的宏观方程。料液在管中流动情况如图十三
所示。 取假设条件： （1）径向混合均匀； （2）A BX π=A ，渗透压正比于摩尔分数； （3）A B N N ，3 1A X ，B 组分优先通过； （4）/AM D K δ?，1A X K 同或无关； （5）0U L PeB E = =∞，忽略轴向混合扩散。 图十三 料液在管中流动示意图 由假设看出，其实质是一维问题，只是侧壁有液体流出的情况，因为关心的是管中组分的浓度分布和平均速度分布，只需做出两个质量衡算方程即可求解。 由连续性方程： 和总流率方程：
专题5 DNA和蛋白质技术 课题3 血红蛋白的提取和分离 编制人：魏善春审核人：孙高宏包科领导： 【学习目标】 1、简述蛋白质提取和分离的基本原理 2、理解蛋白质提取与分离的实验操作过程 【重点与难点】 重点：蛋白质提取和分离的基本原理 难点：蛋白质提取与分离的实验操作（凝胶色谱操作）过程 【知识链接】 1.血红蛋白存在于何种细胞？其特性和作用分别是什么？ 2.为何不选用鸡血做实验材料？ 3.分离不同种类蛋白质的依据是什么？ 【自主学习内容一】基础知识（记忆） 1．凝胶色谱法：凝胶色谱法也称做，是根据分离蛋白质的有效方法。凝胶实际上是一些由构成的多孔球体，在小球体内部有许多贯穿的通道，相对分子质量不同的蛋白质分子通过凝胶时的速度不同，相对分子质量较小的蛋白质由于能够路程较，移动速度；而相对分子质量较大的的蛋白质，只能在移动，路程，移动速度。 2．缓冲液缓冲液通常是由1～2种缓冲剂（如NaHCO3、（NH4）2SO4）溶解于水中配制而成；其作用是。 3．电泳：电泳是指电泳利用了待分离样品中各分子以及，使带电分子产生不同的，从而实现样品中各种分子的分离。两种常用的电泳方法是和。在测定蛋白质分子量时通常使用，其中SDS的作用是，。蛋白质在聚丙烯酰胺凝胶电泳中的迁移率取决于它以及等因素。【自主学习内容二】实验操作（凝胶色谱法） 1.蛋白质的提取和分离一般分四步：、、和。 2.样品处理 （1）红细胞的洗涤：洗涤红细胞的目的是采
集的血样要及时通过采用的方法使红液分层，用胶头吸管吸出上层透明的黄色，将下层红细胞倒入烧杯，再加入，缓慢搅拌低速离心，如此重复三次，直到，表明红细胞忆洗涤干净。注意：离心转速及离心时间不能过长，否则，达不到分离效果。 （2）血红蛋白的释放：原理是当外界溶液浓度低于细胞内液浓度时，细胞，红细胞由于没有的保护，而，释放出血红蛋白；使用的试剂是。 （3）分离血红蛋白溶液：将搅拌好的混合溶液离心后，试管中的溶液分为4层。第一层为无色透明的，第2层为白色薄层固体，是，第3层是红色透明的液体，这是，第4层是红细胞破碎物沉淀物（其他杂质，呈色）。将试管中的液体用滤纸过滤，除去，于分液漏斗中静置片刻后，分出层的红色透明液体。 （4）透析：取2mL的血红蛋白溶液装入中，将透析袋放入盛有300mL的物质量浓度为中（pH为），透析12h。透析可以去除样品中的杂质，或用于。 3．凝胶色谱操作 首先要；第二步是，因为，因此装柱前需要根据色谱柱的内体积计算所需的凝胶量。在装填凝胶柱时，不得有，避免影响分离效果；第三步是。【合作探究】 1．凝胶色谱分离蛋白质的原理是怎样的？ 2.根据凝胶色谱分离的原理分析，在装填凝胶时要紧密、均匀的原因。 【学习反思】
氧化还原反应 实验目的： 通过实验掌握氧化还原反应的基本原理，熟悉几种常见的氧化还原反应。 实验原理： ? 物质的氧化还原能力的强弱与物质的本性有关， 氧化还原能力通常根据电对的电极电势的高低来判定。 ? 氧化还原反应进行的方向、次序、程度， 可以根据氧化剂和还原剂所对应的电对电极电势的相对大小来判定。 ?E = E 氧化剂电对电势 － E 还原剂电对电势 > ０ 反应能自发进行 ?E = E 氧化剂电对电势 － E 还原剂电对电势 ＝ ０ 反应处于平衡状态 ?E = E 氧化剂电对电势 － E 还原剂电对电势 < ０ 反应不能自发进行 ? 氧化还原反应总是优先在电极电势差值最大的两个电对所对应的氧化剂和还原剂之间进行。 ? 电极电势差值较小的两个电对所对应的氧化剂和还原剂之间能否进行氧化还原反应，应考虑浓度的影响。 实验过程：在Na 3AsO 4与 I - 的氧化还原反应方程式中, 有 H +, 与OH - 参加，因此介质的 pH 值将对反应有显著的影响。 AsO 43- 2 I -AsO 2-2OH - I 22H + 由于AsO 43- / AsO 2- 与 I 2 / I - 的氧化还原电对的值相近, 因此, 可以通过改变溶液的酸碱性改变氧化还原反应进行的方向。反应可在同一试管中进行， 先在酸性中观察Na 3AsO 4与 KI 的反应（为了便于观察碘单质的生成与， 常加入CCl 4萃取碘），观察碘单质的生成，然后再加入碱溶液使反应液呈碱性，观察碘单质的消失。试验中，酸的加入量应控制在使反应进行即可， 应避免加入过量的酸。 由于含砷的化合物有较高的毒性， 反应的废液应回收到指定的回收瓶中，统一处理。如果不慎试液滴在皮肤上，应立即冲洗。 实验结论：氧化态或还原态物质与其它的试剂发生化学反应，生成沉淀或形成络合物，从而大大改变了氧化态或还原态物质的浓度，此时，电对的电极电势有较大的变化，应通过奈斯特方程式计算或查表确定其电极电势，再判定氧化还原的反应进行的方向。 ? 对于有H +, 或OH -参加电极反应的电对，介质的pH 值将对反应有显著的影响。 ? 氧化还原反应进行的程度的大小和反应进行的快慢并不一定一致。氧化还原反应进行的程度是对该化学反应一个热力学上的量度， 而氧化还原反应进行的快慢是对该化学反应一个动力学上的量度。氧化还原反应进行的快慢要受到很多其他因素的影响。例如：固液反应时的接触面积。因此， 常加入催化剂加快反应速度。
提蛋白及WB的步骤 整个过程细胞或蛋白都必须放冰上 准备工作：前一天准备：借钥匙、检查细胞裂解液相关试剂是否充足、 当天准备：洗玻璃板、开紫外，冰块、碎冰、标记离心管及离心管、细胞刮板、 开低温高速离心机 细胞裂解液配制： 1ml cell lysis 10ul NP-40（离心机后） 25ul 焦磷酸钠 40ul NaF 1ul β-甘油磷酸 2 ul Na3VO4 1ul 蛋白酶抑制剂（用完即放回冰箱） 10ul PMSF（最后加，随加随用，有毒） 细胞裂解和收集 1.观察细胞状态，并准备提蛋白：吸走培养基、用PBS洗细胞两次（倾斜贴壁加PBS，左 右轻轻摇），倾斜贴壁吸走PBS。 2.将细胞盘拿到外间冰上，加裂解液（体积网上推荐：一般106加），冰上静置1-2min。 3.刮细胞：细胞刮板每次用之前拿水涮一涮，甩干，然后从中间到外面打圈刮，再从下往 上，从上往下全面刮，（刮的时候要迅速），最后用枪吸取裂解液至离心管。 细胞破碎 4.超声波破碎细胞：准备三个小烧杯，加满冰块，三个小夹子。（超声波破碎仪的铁棒不 要碰到离心管的壁和底部） 超声波设置： 工作功率5% 工作时间3min 开机时间15s，关机时间30s 温度0度， 报警温度1度 5.4℃、13000r/min，离心15min。（离心机用后一直保持打开的状态，） 蛋白保存 6.蛋白保存及分装：吸上清液至离心管，涡旋、吸一半至另一个管中，涡旋。-80℃保存。注意事项：PMSF一定要现用现加，PMSF在水溶液中不稳定，30min内就会降解一半。样品处理超过1h，补加一次。
BCA测定蛋白浓度 1、测空白板，选差异较小的孔。 BCA测定法波长570，Bracford：595 2、标准蛋白的稀释（5mg/ul）：分装1ml PBS来使用，稀释标准蛋白至ul。 取5ul标准蛋白+45ul PBS 3、加样： 浓度0 BSA（ul）0481216 PBS（ul）20161284 4、样品蛋白稀释20倍：2ul蛋白+18ul PBS 5、配BCA：每个孔200ul，一个样品2个重复，A:B=50:1,根据样品数来计算BCA的用量， 一般防止损耗，多算一个样。 6、加BCA：悬空加、37℃孵育30 min。（手不能碰板的底部，影响测定结果） 7、计时30min 8、配分离胶，灌胶，加水封。 9、计时20min。 10、测蛋白：先振板、再设置参数。 11、计算上样体积: 12、配浓缩胶，灌胶，加梳子，等1-2min，出现缩胶的地方补上。 13、打开干式加热器 10、蛋白质上样：根据计算结果乘以稀释倍数，算出蛋白浓度，以体积最大的为准，其他用 水补足。(最大上样量为20ul，除去buffer的体积，蛋白质最大上样体积为16ul) 标记离心管 加样顺序：水、buffer(1/4)、蛋白、离心-涡旋-离心。100℃变性10min（迅速，确保变性程度一致） 11、计时10min ，变性10min。 12、安装电泳槽: 电泳液（1X）：配制：90ml（10X）+810ml水（只能用一次） 液面刚覆盖胶，不能有气泡。 13、上样：maker 上样量为3ul。依次上样（吸样品时最好一次吸完）枪头不能撬板，笔直打进去 14、电泳 分离胶100V，20min左右、条带都跑开即可。 浓缩胶145V 1h 有等紫色部分跑到底结束。 转膜 准备工作：转移缓冲液(只能用2次)、三层滤纸、海绵、PVDF膜 PVDF膜用之前用甲醇浸泡数秒。 用海绵和滤纸之前先浸湿。 转膜：负极（黑板）海绵-三层滤纸-胶-PVDF膜-三层滤纸-海绵-正极（白板）。 三层滤纸和膜都需要赶气泡。
实验五氧化还原反应与电极电势 一、实验目的 1、掌握电极电势对氧化还原反应的影响。 2、定性观察浓度、酸度对电极电势的影响。 3、定性观察浓度、酸度、温度、催化剂对氧化还原反应的方向、产物、速度的影响。 4、通过实验了解原电池的装置。 二、实验原理 氧化剂和还原剂的氧化、还原能力强弱，可根据她们的电极电势的相对大小来衡量。电极电势的值越大，则氧化态的氧化能力越强，其氧化态物质是较强氧化剂。电极电势的值越小，则还原态的还原能力越强，其还原态物质是较强还原剂。只有较强的氧化剂才能和较强还原剂反应。即φ氧化剂-φ还原剂﹥0时，氧化还原反应可以正方向进行。故根据电极电势可以判断氧化还原反应的方向。 利用氧化还原反应而产生电流的装置，称原电池。原电池的电动势等于正、负两极的电极电势之差：E = φ正-φ负。根据能斯特方程： 其中[氧化型]/[还原型]表示氧化态一边各物质浓度幂次方的乘积与还原态一边各物质浓度幂次方乘积之比。所以氧化型或还原型的浓度、酸度改变时，则电极电势φ值必定发生改变，从而引起电动势E将发生改变。准确测定电动势是用对消法在电位计上进行的。本实验只是为了定性进行比较，所以采用伏特计。浓度及酸度对电极电势的影响，可能导致氧化还原反应方向的改变，也可以影响氧化还原反应的产物。 三、仪器和药品 仪器：试管，烧杯，伏特计，表面皿，U形管 药品：2 mol·L-1 HCl，浓HNO3， 1mol·L-1 HNO3，3mol·L-1HAc，1mol·L-1 H2SO4，3mol·L-1 H2SO4，0.1mol·L-1 H2C2O4，浓NH3·H2O（2mol·L-1），6mol·L- 1NaOH，40%NaOH。 1mol·L-1 ZnSO4，1mol·L-1 CuSO4，0.1mol·L-1KI，0.1mol·L-
细胞总蛋白提取方法 一、溶液配制 1.100mM NaF (NaF MW=41.99) 10ml 称取NaF 41.99mg，超纯水8ml溶解后定容至10ml。 2.100 mM PMSF 3.RIPA溶液100ml 成分分子量终浓度 Tris 121.14 0.6 g 5.0 mM (pH 7.4) NaCl 58.44 0.87 g 150 mM EDTA 372.24 37.22 mg 1 mM NP-40 1 ml 1% SDS 0.1 g 0.1% 脱氧胆酸钠0.5 g 0.5% 溶解于80 ml超纯水中，待溶解后加入HCl调pH值至7.4，定容至100 ml。 ※使用前加入 成分储存浓度加入量终浓度 PMSF 100 mM 10μl/1ml 1 mM NaF 100 mM 10μl/1ml 1 mM Aprotinin 10μg/μl0.2μl/1ml 2μg/μl Leupetin 10μg/μl0.2μl/1ml 2μg/μl 二、方法 1.细胞收取 1)细胞传代至60mm培养皿中，待细胞融合约100%，收集细胞 2)弃培养基，加入PBS 2ml清洗培养皿一次，弃PBS。 3)加入0.05%胰酶2ml，37℃温育1min。 4)待细胞变形后，将细胞吹下转移至一个1.5ml ependorf 管中，10,000rpm×3min，4℃ 5)弃上清，1ml预冷的PBS清洗沉淀，10,000rpm×
6)重复PBS清洗一次 7)弃上清，-80℃冻存待裂解 2.蛋白提取 1)向细胞沉淀中加入200μl RIPA缓冲液(含1mM PMS 1mM NaF、2μg/ml Aprotinin、2μg/ml Leupetin) 后冰上放置40mins 2)10,000rpm×15min，4℃ 将上清转移至一个新的ependorf 管中（约250μl）
从土壤中分离纯培养微生物并作初步观察鉴定 实验报告 生物科学与技术系 09食品（2）班 姓名：xxx 学号：xxx
从土壤中分离纯培养微生物并作初步观察鉴定 【摘要】利用分离纯化微生物的基本操作技术对土壤中的微生物进行分离与纯化，根据菌落形态观察及一系列的生理生化试验的结果，对照种属特征初步鉴定分离纯化的微生物所属的类群。 【关键词】细菌放线菌霉菌划线分离培养基的配制高压蒸汽灭菌 前言： 在自然条件下，微生物常常在各种生态系统中群居杂聚。群落是不同种类微物的混和体。为了生产和科研的需要，人们往往需要从自然界混杂的微生物群体中分离出 具有特殊功能的纯种微生物；或重新分离被其他微生物污染或因自发突变而丧失原 有优良性状的菌株；或通过诱变及遗传改造后选出优良性状的突变株及重组株。这种获得单一菌株纯培养的方法称为微生物的分离纯化技术。纯培养是指一株菌种或一个培养物中所有的细胞或孢子都是由一个细胞分裂、繁殖而产生的后代。 分离纯化技术主要由采集样品、富集培养、纯种分离和性能测定等几个基本环节组成。 实验目的： 1、学习从土壤中分离、纯化微生物的原理与方法。 2、学习、掌握微生物的鉴定方法。 3、对提取的土样进行微生物分离、纯化培养，根据菌落的形态特征判断未知菌的类别。实验原理： 从混杂的微生物群体中获得只含有某一种或某一株微生物的过程称为微生物的分离与纯化。通过如下几种方法可以分离纯化微生物：稀释倒平板法(pour plate method)、涂布平板法(spread plate method)、稀释摇管法(dilution shake culture method)、平板划线分离法（stesak plate method）。 此次实验采取的是平板分离法，该方法操作简便，普遍用于微生物的分离与纯化，其基本原理主要包括两个方面：（一）选择适合于待分离微生物的生长条件或加入某种抑制剂造成只利于待分离微生物生长，而抑制其它微生物生长的环境，从而淘汰大部分不需要的微生物。（二）微生物在固体培养基上生长形成的单个菌落可以是由一个细
海南大学学生实验报告 实验课程：无机化学实验B 学院：材料与化工学院 班级：材料科学与工程理科实验班姓名：袁丹 学号：20160419310026 日期：2016.12.05 实验名称：氧化还原平衡与电化学 一、实验目的 1、理解电极电势与氧化还原反应的关系。 2、掌握介质酸碱性、浓度对电极电势及氧化还原反应的影响。 3、了解还原性和氧化性的相对性。 4、了解原电池的组成及工作原理，学习原电池电动势的测量方法。 二、实验原理 氧化还原反应的实质是反应物之间发生了电子转移或偏移。氧化剂在反应中得到电子被还原，元素的氧化值减小；还原剂在反应中失去电子被氧化，元素的与氧化值增大。物质氧化还原能力的大小可以根据对应的电极电势的大小来判断。电极电势越大，电对中氧化型的氧化能力越强；电极电势越小，电对中还原型的还原能力越强。 根据电极电势的大小可以判断氧化还原反应的方向。当氧化剂电对的电极电势大于还原剂电对的电极电势时，即 时，反应自发向正向进行。
由电极的能斯特方程式可以看出浓度对氧化还原反应的电极电势的影响，298.15K时 溶液的pH也会影响某些电对的电极电势或氧化还原反应的方向。介质的酸碱性也会影响某些氧化还原反应的产物，如MnO4—在酸性、中性、碱性介质中的还原产物分别为Mn2+、MnO2和MnO4—。 一种元素（如O）由多种氧化态时，氧化态居中的物质（如H2O2）一般既可作为还原剂，又可作为氧化剂。 三、仪器与试剂 仪器：试管、烧杯。 试剂：CuSO4（0.1mol·L-1），KI（0.1mol·L-1），CCl4，KMnO4（0.01mol·L-1），H2SO4（2mol·L-1），NaOH（6mol/L），Na2SO3（0.2mol/L），KIO3（0.1mol/L），NaOH(2mol/L)，FeCl3（0.1mol/L），KBr(o.1mol/L),SnCl2（0.2mol/L），KSCN（0.1mol/L），H2O2（3%），ZnSO4（1mol/L），CuSO4（1mol/L）。 四、实验步骤 1、浓度对氧化还原反应的影响 取1支试管，加入10滴0.1mol/L CuSO4溶液，10滴0.1mol/L KI 溶液，观察现象。再加入10滴CCl4，充分振摇，观察CCl4层颜色，记录现象并写出反应方程式。 ①反应试剂图片
这个protocol应该可以满足大部分人的需求。我孤陋寡闻，因需要检测可以溶于两种不同去污剂的蛋白，看到一篇文献里蛋白提取方法，完全被折服了。太强悍了，蛋白还可以这样提。我以前一直以为裂解液裂解后，沉淀里面没有蛋白了，现在才发现沉淀里还含有大量不溶于裂解液里去污剂的蛋白。故将这个protocol发出来供我和一样的新手学习。我以前是裂解细胞，离心，测浓度，然后直接往整管里加loading buffer，再离心取上清，看过这个步骤之后才知道，加loading buffer后沉淀里的许多蛋白会再次溶解。同一种蛋白可能存在溶于不同去污剂的成份。 最后我有一个问题，一瓶细胞按下列步骤提取的蛋白后，能否比较该瓶中同一蛋白在含不同去污剂的裂解液中含量的多少？怎样选择内参？ For cell fractionation analysis, a general protocol was used which allowed for separation of cells into cytoplasmatic, nuclear and membrane/cytoskeleton fractions. Briefly, cells were harvested with a rubber policeman in chilled 50 mM Hepes, 150 mM NaCl, 3 mM MgCl2, measured pH 7.5, plus inhibitors, and ruptured by repeated passage through a 21-gauge needle. Nuclei were collected by centrifugation at 1000 ×g for 3 min and lysed with 1% SDS-lysis buffer. Centrifugation of supernatants at 21,460 ×g for 1 h at 4 °C gave membrane/cytoskeleton as pellet and the cytosolic fraction as supernatant. Membrane/cytoskeleton pellets were then resuspended as whole, SDS-solubilized membrane/cytoskeleton fraction (Tot) with 1% SDS-lysis buffer. Otherwise, membranes were fractionated into Tx-soluble (Sol) and Tx-insoluble (Insol) phases by treatment with TritonX-100-buffer (100 mM phosphate buffer, 150 mM NaCl, measured pH 8, 1.5% TritonX-100, 10% glycerol, plus inhibitors). Centrifugation at 21,460 ×g for 60 min gave a supernatant constituted by the Tx-soluble membrane phase and a residue pellet representing the Tx-insoluble, cytoskeleton-linked membrane phase which was resuspended in SDS-buffer. 翻译版本一 细胞分部分离一般的实验设计是将细胞分离为细胞质的、核的、细胞膜/细胞骨架这几个部分。简单来说就是， 1. 用一端包有橡皮的玻璃棒从冷却的50 mM Hepes, 150 mM NaCl, 3 mM MgCl2, measured pH 7.5, plus inhibitors 中收获细胞，用21号针使传代细胞破裂。 2. 通过离心（1000 ×g for 3 min ）收集细胞核，用1% SDS-lysis buffer溶解。 3. 所得上清液再离心（21,460 ×g for 1 h at 4 °C ）得到的片状沉淀物为细胞膜/细胞骨架，上清中的蛋白为细胞质部分的。 4. 片状的细胞膜/细胞骨架沉淀用1% SDS-lysis buffer全部重悬。另外，用TritonX-100-buffer (100 mM phosphate buffer, 150 mM NaCl, measured pH 8, 1.5% TritonX-100, 10% glycerol, plus inhibitors)处理细胞膜，将膜被分为可溶和不可溶两部分，通过离心（21,460 ×g for 60 min ）取沉淀，用SDS-buffer将细胞骨架相连的膜重悬。 翻译版本二 最好全部冰上操作。 1，弃去培养基用PBS洗2次后，加入冷的裂解液，裂解液配方：50 mM Hepes, 150 mM NaCl, 3 mM MgCl2, 调整pH至7.5, 根据需要加入蛋白酶抑制剂，有钱可以买pierce的蛋白酶抑制剂鸡尾酒（英文好像是cocktail）。 2，在裂解液中用细胞刮子收集所有细胞，转移裂解液至EP管，用21号针头反复吹打裂解细胞。 3，1000g*3min离心，将上清转移至另一EP管(A管)，沉淀用适量含1%SDS的裂解液（上述裂解液加入SDS）溶解即可得到核蛋白。
无机化学实验报告集团文件发布号：（9816-UATWW-MWUB-WUNN-INNUL-DQQTY-
实训一化学实验基本操作 [实验目的] 1、掌握常用量器的洗涤、使用及加热、溶解等操作。 2、掌握台秤、煤气灯、酒精喷灯的使用。 3、学会液体剂、固体试剂的取用。 [实验用品] 仪器：仪器、烧杯、量筒、酒精灯、玻璃棒、胶头滴管、表面皿、蒸发皿、 试管刷、 试管夹、药匙、石棉网、托盘天平、酒精喷灯、煤气灯。 药品：硫酸铜晶体。 其他：火柴、去污粉、洗衣粉 [实验步骤] （一）玻璃仪器的洗涤和干燥 1、洗涤方法一般先用自来水冲洗，再用试管刷刷洗。若洗不干净，可用毛刷蘸少量去污粉或洗衣粉刷洗，若仍洗不干净可用重络酸加洗液浸泡处理（浸泡后将洗液小心倒回原瓶中供重复使用），然后依次用自来水和蒸馏水淋洗。 2、干燥方法洗净后不急用的玻璃仪器倒置在实验柜内或仪器架上晾干。急用仪器，可放在电烘箱内烘干，放进去之前应尽量把水倒尽。烧杯和蒸发皿可放在石棉网上用小火烘干。操作时，试管口向下，来回移动，烤到不见水珠时，使管口向上，以便赶尽水气。也可用电吹风把仪器吹干。带有刻度的计量仪器不能用加热的方法进行干燥，以免影响仪器的精密度。 （二）试剂的取用 1、液体试剂的取用 （1）取少量液体时，可用滴管吸取。 （2）粗略量取一定体积的液体时可用量筒（或量杯）。读取量筒液体体积数据时，量筒必须放在平稳，且使视线与量筒内液体的凹液面最低保持水平。 （3）准确量取一定体积的液体时，应使用移液管。使用前，依次用洗液、自来水、蒸馏水洗涤至内壁不挂水珠为止，再用少量被量取的液体洗涤2-3次。 2、固体试剂的取用 （1）取粉末状或小颗粒的药品，要用洁净的药匙。往试管里粉末状药品时，为了避免药粉沾到试管口和试管壁上，可将装有试剂的药匙或纸槽平放入试管底部，然后竖直，取出药匙或纸槽。
实验名称：植物细胞的质壁分离与质壁分离复原 一、实验原理及流程实 验 原 理 原理：成熟的植物细胞在外界溶液浓度高的条件下，液泡水分外渗，原生质层与细胞壁脱离。当细胞液的浓度大于外界溶液的浓度时，外界溶液中的水分就透过原生质层进入到液泡中，使原生质层慢慢地恢复原状，植物细胞逐渐发生质壁分离复原。 流 程 实验材料：紫色的洋葱鳞片叶，刀片、镊子，滴管，载玻片，盖玻片，吸 水纸，电子显微镜，0.3g/ml蔗糖溶液，清水 流程图： 实 验 步 骤 实验步骤： 1．用镊子撕下一小块洋葱鳞片叶紫色的外表皮制作成临时装片。 2．用电子显微镜观察洋葱鳞片叶片细胞中紫色大液泡（原生质层紧贴细胞壁）。 3. 在盖玻片的一侧滴入0.3g/ml蔗糖溶液，在另一侧用吸水纸吸引。重复 几次，使盖玻片下面的洋鳞片叶表皮浸在蔗糖溶液中。用10X的物镜观察， 细胞中液泡的大小、颜色变化。 4．在盖玻片一侧滴入清水，在盖玻片的另一侧用吸水纸吸引。重复几次，使洋葱鳞片叶浸入清水中。用10X的物镜观察，细胞中液泡的大小、颜色 变化。 制作洋葱鳞片表皮临时装片 放在电子显微镜下观察 临时装片 0.3g/ml 蔗糖溶液 吸水纸吸引 放在电子显微镜下观察 临时装片 吸水纸吸引清水 放在电子显微镜下观察 植物细胞的质壁分离及质壁分离复原实验报告
（注：专业文档是经验性极强的领域，无法思考和涵盖全面，素材和资料部分来自网络，供参考。可复制、编制，期待你的好评与关注） 二、 实验 结果 及分 析 实验结果 实验结果：在电子显微镜下观察原始的洋葱鳞片叶紫色表皮细胞时，可观察到有一个紫色的大液泡，原生质层紧贴细胞壁；当洋葱鳞片表皮浸润在蔗糖溶液中，可观察到液泡逐渐变小，紫色加深；当洋葱鳞片表皮浸润在清水中时，液泡又逐渐胀大，原生质层逐渐贴近细胞壁。 分 析 内因：原生质层具有半透性 细胞渗透失水（吸水） 细胞壁伸缩性小， 原生质层伸缩性大 外因：外界溶液浓度小于（大于）细胞液浓度 三、 实验 讨论 及反 思 讨论 1. 如果没有细胞壁，实验结果会有什么不同？ 如果没有细胞壁，就不会发生质壁分离分离反应，只会单纯的吸水或失水。 2. 如果滴加的是0.5g/ml 的蔗糖溶液，实验结果会有什么不同？ 如果使用高浓度的蔗糖溶液，会使细胞严重失水而死亡，不会发生质壁分离复原。 3. 为什么植物细胞失水时，原生质层与细胞壁不是一起变化，而是发生质壁分 离？ 因为原生质层的伸缩性较大，而细胞壁的伸缩性较小。 4. 发生质壁分离时细胞壁与原生质层之间是空的吗？ 不是空的，细胞壁与原生质层间存在蔗糖溶液。因为细胞壁具有全透性，蔗 糖溶液可以进入细胞壁，但不能进入具有选择透过性的原生质层。 细胞壁 细胞膜 叶绿体 细胞核 细胞液 细胞质 液泡膜 （伸缩性小）具有全透性 原生质层（伸缩性大）具有选择透过性 （相当于半透膜）
血红蛋白提取与分离原理 一、选择题(每小题 4 分，共20分) 1．利用凝胶色谱法先洗脱出来的蛋白质是 ( ) 。 A ?相对分子质量大的 B ?溶解度高的 C.相对分子质量小的 D .所带电荷多的 解析相对分子质量较小的蛋白质能进入凝胶内部通道，路程较长，移动速度较慢；相对分子质量大的蛋白质，路程较短，移动速度较快，首先洗脱出来。 答案A 2.将经处理破裂后的红细胞混合液以 2 000 r/min 的速度离心10 min 后，离心管中 的溶液分为四层，从上到下的顺序依次是 ( ) 。 A .血红蛋白、甲苯层、脂溶性物质层、沉淀层 B .甲苯层、沉淀层、血红蛋白、脂溶性物质层 C.脂溶性物质层、血红蛋白、甲苯层、沉淀层 D .甲苯层、脂溶性物质层、血红蛋白、沉淀层 解析混合液经离心后，按密度大小排列，在离心管中从上到下的顺序依次是：第1层为无色透明的甲苯层；第2层为白色薄层固体，是脂溶性物质沉淀层；第3层为红色透明液体，这是血红蛋白的水溶液；第 4 层为暗红色沉淀物，主要是红细胞破碎物沉淀。 答案D 3.下列关于电泳的说法不正确的是 ( ) 。 A .电泳是指带电粒子在电场的作用下发生迁移的过程 B .带电分子会向着与其所带电荷相反的电极移动 C.蛋白质在聚丙烯酰胺凝胶中的迁移率取决于它所带净电荷的多少 D .用SDS—聚丙烯酰胺凝胶电泳，蛋白质的电泳迁移率完全取决于分子的大 小 解析蛋白质在聚丙烯酰胺凝胶中的迁移率取决于它所带净电荷的多少以及分子的大小等因素，SDS能与各种蛋白质形成蛋白质一SDS复合物，SDS所带负电荷的量大大超
过了蛋白质分子原有的电荷量，因而掩盖了不同种蛋白质间的电荷差异，使电泳迁移率完全取决于分子的大小。 答案C 4?已知某样品中存在甲、乙、丙、丁、戊五种物质，其分子大小、电荷的性质和数量情况如下图所示。下列叙述正确的是 ()。 k相对分子质量 丙. ?丁?戊 0 电荷基 A ?将样品装入透析袋中透析12 h,若分子乙保留在袋内，则分子甲也保留在袋内 B ?若五种物质为蛋白质，则用凝胶色谱柱分离时，甲的移动速度最快 C?将样品以2 000 r/min的速度离心10 min，若分子戊存在于沉淀中，则分子丙也 存在于沉淀中 D ?若五种物质为蛋白质，用SDS—聚丙烯酰胺凝胶电泳分离样品中的蛋白质分子， 则分子甲和分子戊形成的电泳带相距最近 解析透析的原理是相对分子质量小的物质能透过半透膜，相对分子质量大的物质不 能透过，乙保留在袋内，甲则不一定保留在袋内；凝胶色谱柱分离时，相对分子质 量小的物质路程长、移动慢；离心时相对分子质量大的物质先沉淀，戊沉淀，则 乙、丁、丙均已沉淀；用SDS聚丙烯酰胺凝胶电泳分离蛋白质时，电泳迁移率主要 取决于分子大小。 答案C 5.下面说法不正确的是 ()。 A .在一定范围内，缓冲溶液能够抵制外界的酸、碱对溶液pH的影响，维持 pH基本不变 B .缓冲溶液通常由1?2种缓冲剂溶解于水中配制而成 c?电泳是指带电粒子在电场的作用下发生迁移的过程 D ?透析袋能使大分子自由进出，而将小分子保留在袋内 解析透析袋一般是用硝酸纤维素（又叫玻璃纸）制成的。透析袋能使小分子自由进
成绩 实验报告 第页（共页）课程：_____无机化学实验_________________________ 实验日期：年 月日专业班号___________组别____________ 交报告日期：年月日姓名________学号___________ 报告退发：（订正、重做）同组者_____________________ 教师审批签字： 实验名称氧化还原反应 一、实验目的 1.加深理解电极电动势与氧化还原反应的关系 2.加深理解温度，反应物浓度，介质的酸碱性，物质浓度对电极电势和氧化还原反应的影响 3.学会用酸度计的“mV”部分，大概测量原电池电动势的方法 二、实验原理 对于电极反应Ox+ne=Red 其电对的电极电势为E=E""+RT/NF·lnox/red 电对的E越大，氧化剂氧化能力增强。E越小，还原剂的还原能力就越强。电对的电极电势与参与氧化还原或还原半反应的物质浓度，反应温度以及反应介质有关。任何引起物质浓度的变化都将影响电对的电极电势。根据氧化剂和还原剂所对应的电对电极电势的相对大小可以来判断氧化还原反应的进行方向，顺序和反应程度。
三、仪器与试剂 1. 仪器酸度计，烧杯，量筒，导线，灵敏电流计，铜片。锌片。胶头滴管 2. 试剂 四、实验步骤 《一》 1.在0.5ml0.1mol.LKI溶液中加入0.1mol.LFeCL3溶液2～3滴，观察现象。再加入 1mlCCL4·震荡，观察CCL4层的颜色。 答——开始溶液由绿色变成紫黑色，加入CCL4后CCL4层为紫红色 2.用0.1mol.LKBr溶液代替0.1mol.LKI溶液，进行同样的实验，观察现象，对比实验结果比较Br2/Br-,I2/I-,Fe3+/Fe2+三个电对电极电势的大小，并指出最强的氧化剂和最强的还原剂。 答——用KBr时，无明显现象。电对的大小关系为Br2/Br-＞Fe3+/Fe2+＞I2/I- 最强氧化剂为Br2/////最强还原剂为I- 3.在两只试管中分别加入I2水和Br2水各0.5ml,再加入FeSO4少许，及0.5mlCCL4摇匀，观察现象。 答——发现CCL4层为紫红色，电极电势大的，氧化还原反应反应方向就是朝大的方向《二》 1.在试管中加入0.1mol.LKI溶液十滴和0.1mol.LKIO3溶液2～3滴，观察有无变化。再加入几滴 2.0mol.LH2SO4溶液，观察现象。再逐滴加入2.0mol.LNaOH溶液，观察反应的现象，并做出解释。 答——IO3-+5I-+6H+==3I2+3H2O，刚开始时无明显现象，加入2.0mol.LH2SO4数滴后，产生紫黑色，加入数滴NaOH后颜色快速褪去。因为加H+后反应朝右移动且加快反应速率，加入OH-后相反，姑颜色褪去。
?1 材料与方法 1、1 材料 1、1、１组织与细胞得来源: ?１。1、2 仪器设备?机械组织匀浆器?低温高速离心机(＞40,０0０g) 超速离心机?超生细胞破碎仪 超纯水装置 ??1、1。3 试剂 三氯醋酸(TCＡ) 丙酮 二硫苏糖醇(DＴT) ?尿素?CＨAＰS?PMSF?EDTA ?乙醇?磷酸 考马斯亮蓝Ｒ3５0 ?抑肽素Ａ?亮肽素 试剂纯度均应就是分析纯或以上。? 1。１、４溶液配制?(1) PBS: ?NａCl８g,KCl 0、2 g,Na２HPＯ4 1。44 g,ＫH2PO4,溶于800 ml水中,用HCl调pＨ至7.4,用纯水定容至1 L; ?(2)ＥDTA 储存液: 18.61g Na2EDTA?2Ｈ２O,溶于70 ml纯水中,用10 mol/L NaOH调节ｐH值至8.0(约需2 g ＮａＯH颗粒),定容为100 ml、可高压灭菌后分装备用;?(３) 亮肽素储存液(50 μg/ｍl,100×) １0mｇ/ml溶于水,-75℃保存;使用时配成50 μg/ｍl储液,-２0℃保存; (4) 抑肽素储存液(7０μg／ml,10０×) 1 mg／ｍl溶于甲醇,—75℃保存;使用时配成７0 μg/ml储液,-2０℃保存; (5) PＭＳＦ储存液(１０ｍM,100×): １７.4mｇPMＳF,溶于１ml异丙醇中,—２0℃保存。?ＤTT储存液(1 M): ?０。31ｇDTT溶于2 ｍlＨ2O中,-20℃保存(DTT或含有DTT得溶液不能进行高压处理,可过滤除菌)。?(7) 裂解液: Lysis bufｆｅr Ａ (９M ｕｒeａ,４%ｗ/v ＣＨAＰS, 1％w／v DTT, ０.5％CA and a cｏｃktaiｌof ｐｒoteａｓｅinhibitｏrs)??Lysｉs buffer B (7 M urｅa, 2M ｔhiｏuｒea,4% w/v ＣHＡＰS, 1％w／v DTT,０、５% CA ａnｄａcocktaiｌoｆｐroteａse inhｉbitors) ?Lysｉｓbｕｆｆer C 40 ｍＭTrｉs－base (ｐH 9。5)iｎｕltrapｕｒe H2O Ｌyｓis buffer D (8 Ｍurｅa, 4％CHＡＰS, 4０mM Tris(ｂasｅ), 40 ml) ?Lyｓｉs buffer E ?(５M urea, 2 M tｈioｕreａ, 2％SB3-10, 2％CHAPS,１% w/v DTT, 0、５% CＡandａcocktａｉl ｏｆproteaｓe inhibitors) 100μL SDＳsaｍple solｕｔion (1% w/v SDＳ, 0、3７５M Ｔｒiｓ－HCl, pH8。8, 50 mM DTＴ,２5％v／ｖgly ?LysiｓbｕfｆeｒＦ? ｃeroｌ) ●CA、蛋白酶抑制剂混合物与DＴT在临用前加入。?蛋白酶抑制剂混合物［3]?成分终浓度?蛋白酶抑制剂混合物 PMSF 35 μg/ml oｒ 1 mM EDTA 0、３mg/ml (1 ｍM) 抑肽素 0。7 μg/ｍl?亮肽素 0、5μg／ｍl? 1.2 方法?1。1.1组织蛋白提取方法 １、２.1。1三氯醋酸/丙酮沉淀法[1］?(1)冰上取材,称湿重,置液氮中冻存或直接进行下一步; (2)在液氮中研碎样品或使用机械匀浆器磨碎组织; ?(３)将粉末悬浮于含DTT(0。2％w／v)得10％三氯醋酸(w/v)得丙酮溶液中; (4)蛋白–２0℃沉淀过夜; ?(5)35０00×g(6℃)离心30min; ?将沉淀重悬于含０.2％DTT得预冷丙酮中; ?(7)-2０℃放置1h; 350０0×g(6℃)离心30min; (9)在通风橱中让丙酮充分挥发,得到干燥得沉淀; 15℃,40000×ｇ,离心1hr; (10)在裂解液中重新溶解沉淀(5０－10０ｍg组织需要1ml裂解液); ?( ) 11 (12)用Ｂraｄｆoｒd法[2］测定上清得蛋白浓度,分装后置–75℃保存。?1、2、1。2超速离心法?(1)取材; ?(2)用研钵在液氮冷冻条件下将样品
. . 膜分离实验 一.实验目的 1．了解膜的结构和影响膜分离效果的因素，包括膜材质、压力和流量等。 2．了解膜分离的主要工艺参数，掌握膜组件性能的表征方法。 3. 了解和熟悉超滤膜分离的工艺过程。 二.基本原理 膜分离技术是最近几十年迅速发展起来的一类新型分离技术。膜分离是以对组分具有选择性透过功能的人工合成的或天然的高分子薄膜（或无机膜）为分离介质，通过在膜两侧施加（或存在）一种或多种推动力，使原料中的某组分选择性地优先透过膜，从而达到混合物的分离，并实现产物的提取、浓缩、纯化等目的的一种新型分离过程。其推动力可以为压力差（也称跨膜压差）、浓度差、电位差、温度差等。膜分离过程有多种，不同的过程所采用的膜及施加的推动力不同，通常称进料液流侧为膜上游、透过液流侧为膜下游。 微滤（MF）、超滤（UF）、纳滤（NF）与反渗透（RO）都是以压力差为推动力的膜分离过程，当膜两侧施加一定的压差时，可使一部分溶剂及小于膜孔径的组分透过膜，而微粒、大分子、盐等被膜截留下来，从而达到分离的目的。 四个过程的主要区别在于被分离物粒子或分子的大小和所采用膜的结构与性能。微滤膜的孔径围为0.05～10μm，所施加的压力差为0.015～0.2MPa；超滤分离的组分是大分子或直径不大于0.1μm的微粒，其压差围约为0.1～0.5MPa；反渗透常被用于截留溶液中的盐或其他小分子物质，所施加的压差与溶液中溶质的相对分子质量及浓度有关，通常的压差在2MPa左右，也有高达10MPa的；介于反渗透与超滤之间的为纳滤过程，膜的脱盐率及操作压力通常比反渗透低，一般用于分离溶液中相对分子质量为几百至几千的物质。 2.1微滤与超滤 微滤过程中，被膜所截留的通常是颗粒性杂质，可将沉积在膜表明上的颗粒层视为滤饼层，则其实质与常规过滤过程近似。本实验中，以含颗粒的混浊液或悬浮液，经压差推动通过微滤膜组件，改变不同的料液流量，观察透过液测清液情况。 对于超滤，筛分理论被广泛用来分析其分离机理。该理论认为，膜表面具有无数个微孔，这些实际存在的不同孔径的孔眼像筛子一样，截留住分子直径大于孔径的溶质和颗粒，从而