实验动物标准操作规程(SOP)
时间：2010-04-08 21:33:23 来源：丁香园 作者：leagene
名称：气管及颈部血管插管术
关键词：颈部血管神经 分离 插管
目的：规范颈部气管，动脉、神经、静脉分离，实施气管或血管插管术
原理：根据解剖结构以较少的损伤完成插管术
急性动物实验中常以血压、呼吸等为指标，以静脉注射、放血等为实验方法。需要曝露气管、颈总动脉，颈外静脉，并做相应的插管，以及分离迷走神经，减压神经等。因此手术主要颈部进行，现分述如下：
（一）兔、狗颈部手术
颈部手术的目的在于暴露气管、颈部血管并作相应的插管以及分离神经等。颈部手术成败的关键在于熟悉动物颈部及手术要领，防止损伤血管和神经，说明如下：
1.家兔背位固定于兔台上，颈部剪毛。
2.动物麻醉 一般作局部浸润麻醉，在颈部正中线皮下注1%普鲁卡因，亦可选用20%乌拉坦作全身麻醉。
3.气管及颈部血管神经分离术
⑴气管暴露术：用手术刀沿颈部正中线从甲状软骨处向下靠近胸骨上缘作一切口（兔长约4～6cm，狗的长约10cm）；因兔颈部皮肤较松驰亦可用手术剪沿正中线剪开。切开皮肤后，以气管为标志从正中线用止血钳钝性分离正中的肌群和筋膜即可暴露气管，分离食道与气管，在气管下穿过一条粗线备用。
⑵颈总动脉分离术：正中切开皮肤及皮下筋膜，暴露肌肉。将肌肉层与皮下组织分开。此时清楚可见在颈中部位有两层肌肉。一层与气管平行，复于气管上，为胸骨舌骨肌。其上又有一层肌肉呈V字形走行向左右两侧分开。此层为胸锁乳突肌。用镊子轻轻夹住一侧的胸锁乳突肌，用止血钳在两层肌肉的交接处（即V形沟内）将它分开（注意，切勿在肌肉中分，以防出血）。在沟底部即可见到有搏动的颈总动鞘。用眼科镊子（或纹式止血钳）细心剥开鞘膜，避开鞘膜内神经，分离出长约3-4cm的颈总动脉，左其下穿两根线备用。
颈动脉窦分离术：在剥离两侧颈总动脉基础上，继续小心地沿两侧上方深处剥离，直至颈总动脉分叉处膨大部分，即为颈动脉窦，剥离时勿损伤附近的血管神经。
⑶颈部迷走、交感、减压神经分离术：于家兔颈部，在找到颈动脉鞘以后，将颈总动脉附近的结缔组织薄膜镊住，并轻拉向外侧使薄膜张开，即可见薄膜上数条神经，根据各条神经的形态、位置和走向等特点来辨认，迷走神经最粗，外观最白，位于颈总动脉外侧，易于识别。交感神经比迷走神经细，位于颈总动脉的内侧，呈浅灰色；减压神经细如头发，位于迷走神经和交感神经之间，在家兔为一独立的神经，沿交感神经外侧
后行走，但在人、狗此神经并不单独行走，而是行走于迷走、交感干或迷走神经中。将神经细心分离出2-3cm长即可，然后各穿细线备用。
⑷颈外静脉暴露术 颈外静脉浅，位于颈部皮下，其属支外腭静脉和内腭静脉，颈部正中切口后，用手指从皮肤外将一侧部组织顶起，在胸锁突乳肌外缘，即可见很粗而明显的颈外静脉。仔细分离长约3-4cm的颈外静脉，穿两线备用。
4.气管及颈部血管插管术
在前述分离术的基础上，按需要选作下列插管术。
⑴气管插管术：暴露气管后在气管中段，于两软骨环之间，剪开气管口径之半，在向头端作一小纵切口呈倒“T”形。用镊子夹住T形切口的一角，将适当口径的气管套管由切口向心端插入气管腔内，用粗线扎紧，再将结扎线固定于“Y”形气管插管分叉处，以防气管套管脱出。
⑵颈总动脉插管术：颈总动脉主要用于测量颈动脉压。为此，在插管前需使动物肝素化，并将口径适宜的充满抗凝液体（也可用生理盐水）的动脉套管（也可用塑料管）准备好，将颈总动脉离心端结扎线之间。插管时以左手拇指及中指拉住离心端结扎线头，食指从血管背后轻扶血管。右手持锐利的眼科剪，使与血管呈45度角，在紧靠离心端结扎线处向心一剪，剪开动脉壁之周径1/3左右（若重复数剪易造成切缘不齐，当插管时易造成动脉内膜内卷或插入层间而失败），然后持动脉套管，以其尖端余面与动脉平均地向心方向插入动脉内，用细线扎紧并在套管分叉处打结固定。最后将动脉套管作适当固定，以保证测压时血液进出套管之通畅。
⑶颈外静脉插管术：颈外静脉可用于注射、输液和中尽静脉压之测量。血管套管插入方法与股静脉相似，现将用于中心静脉压测量的插和作一简介：
在插管前先将兔肝素化，并将联接静脉压检压计的细塑料管导管充盈含肝素之生理盐水。在导管上作一长5-8cm的记号，导管准备好后，先将静脉远心端结扎，靠近结扎点的向心端作一剪口，将导管插入剪口，然后一边拉结扎线头使颈外静脉与颈矢状面、冠状面各呈45度角，一边轻柔地向心端缓慢插入，遇有阻抗即退回改变角度重插，切不可硬插（易插破静脉进入胸腔）一般达导管上记号为止，此时可达右心房入口处。若导管插管成功，则可见静脉压检压计水面或漂浮于中心静脉压数值附近随呼吸而上下波动。
实验动物的取血标准操作规程(SOP)
名称：实验动物的取血
关键词：动物,取血,方法
目的：规范实验动物(家兔、狗，豚鼠，)取血的方法和途径,
主体内容：
（一）家兔
1．耳缘静脉取血法
选好耳缘静脉，拔去被毛，
用二甲苯或酒精涂擦局部，小血管夹夹紧耳根部，使血管充血扩张。术者持粗针头从耳尖部血管，逆回流方向刺入静脉内取血，或用刀片切开静脉，血液自动流出，取血后棉球压迫止血，取血量2～3ml。压住侧支静脉，血液更容易流出；取血前耳缘部涂擦液体石蜡，可防止血液凝固。
2．耳中央动脉取血法
家兔固定箱内，用手揉擦耳部，使中央动脉扩张。左手固定兔耳，右手持注射器，中央动脉末端进针，与动脉平行，向心方向刺入动脉。一次取血量15ml。取血后棉球压迫止血。注意兔耳中央动脉易发生痉挛性收缩。抽血前要充分使血管扩张，在痉挛前尽快抽血，抽血时间不宜过长。中央动脉末端抽血比较容易，耳根部组织较厚，抽血难以成功。
3．后肢胫部皮下静脉取血法
家兔固定于兔台上，剪去胫部被毛，股部扎止血带，胫外侧皮下静脉充盈。左手固定静脉，右手持注射器，针头与静脉走向平行，刺入血管后回抽针栓即有血液进入注射器。
4．心脏取血法
将家兔固定于兔台上，或由助手在坐位将家兔以站立位固定，剪去胸部被毛，常规消毒。术者在胸骨左侧3～4肋间摸到心尖搏动，在心搏最明显处作穿刺点；右手持注射器，将针头插入肋间隙，在左手触摸到心跳的配合下，垂直刺入心脏，当持针手感到心脏搏动时，再稍刺入即到达心腔。每次抽血量20～25ml。针头宜直入直出，不可在胸腔内左右探索。拔针后棉球压迫止血。
家兔颈动静脉和股动静脉取血法与大鼠相同，均需作相应的血管分离手术。
（二）豚鼠
1．心脏取血法
豚鼠心脏取血法与家兔基本相同。取血量可根据需要，采集部分血5～7ml，采集全部血15～20ml。
2．背中足静脉取血法
助手固定动物，将后肢膝关节拉直。术者可从动物脚背面找到背中足静脉，常规消毒后，左手拉住豚鼠趾端，右手持注射器穿刺，抽血后立即用纱布或棉球压迫止血。反复取血可两后肢交替使用。
（三）狗
1．心脏取血法
狗心脏取血方法与家兔相同。可抽取较多的血液。
2．小隐静脉和头静脉取血法
小隐静脉从后肢外踝后方走向外上侧，头静脉位于前肢脚爪上方背侧正前位。剪去局部背毛。助手握紧腿，使皮下静脉充盈。术者按常规穿刺即可抽出血液。
3．颈静脉取血法
狗以侧卧位固定于狗台上，剪去颈部背毛，常规消毒。助手拉直颈部，头尽量后仰。术者左手拇指压住颈静脉入胸腔处，使颈静脉怒张。右手持注射器，针头与血管平行，从远心端刺入血管。颈静脉在皮下易滑动，穿刺时要拉紧皮肤，固定好血管。取血后棉球压迫止血。
4．股动脉取血
法
麻醉狗或清醒狗背位固定于狗台上。助手将后肢向外拉直，暴露腹股沟，剪去背毛，常规消毒。术者左手食指与中指触摸动脉搏动部位，并固定好血管；右手持注射器，针头与皮肤呈45°角，由动脉搏动最明显处直接刺入血管，抽取所需血液量。取血后需较长时间压迫止血。
名称：动物实验过程中的急救措施
关键词：动物，实验，急救
目的：提高实验技术人员对动物实验过程中的动物意外的急救本领，提高实验动物的生存和保证实验效果。
背景：动物实验过程中，可因麻醉药过量、出血过多、分泌物或血块堵塞气管造成窒息以及某种药物原因引起动物血压、呼吸不规则等现象，此时应立即进行急救处理措施。
主要内容：
急救处理措施首先要迅速排查原因，并中断诱因（如止血、停药、排除分泌物等），然后对症实施急救措施。
一、呼吸、心跳（血压）的改变
动物实验过程中，需密切观察实验动物的呼吸、心跳及血压的变化，一者它们是实验反应的数据指标，二者是实验动物状态的主要指征。尤其对呼吸的观察，因为动物的死亡首先是呼吸的停止。
（一）诱发原因
引起呼吸、心跳改变的常见原因有：
1．麻醉给药速度过快或过量：实施静脉给药麻醉，可因给药速度过快或过量导致呼吸停止。因此，为防止麻醉剂过量，注射速度一定不要过快，严密观察动物状况，若需追加麻醉剂，一次不宜超过总量的1／5。
2．气道不畅或堵塞：常见于麻醉后，因为气管分泌物增多或气管切口的出血凝块堵塞气管，动物呼吸不规则、呼吸困难甚至引起的窒息。
3．大失血：如因大动脉插管的松脱所造成的大失血。
4．实验药物的作用：如静脉注射乙酰胆碱过量或动物对其反应过强，引起心搏减弱减慢，继而出现呼吸、心跳的停止。
（二）急救措施
1．中断排除诱因：根据排查的诱因，迅速中断排除诱因。如应用棉签清除干净气管、气管插管内的分泌物及血凝块。必要时拔出气管插管冲洗后再行气管插管术。
2．根据下列不同情况采取相应的急救措施：
（1）呼吸极慢、不规则，但心跳正常时：给予人工呼吸-压胸法，适当给予苏醒剂。
（2）呼吸停止仍有心跳时：①实施人工呼吸，必要时可使用人工呼吸机或吸氧（吸入气中02占95％，C02占5％）；②注射50％葡萄糖液5～lOml；③给肾上腺素及苏醒剂。
（3）呼吸、心跳均停止时：用l：10000肾上腺素溶液心内注射，其余同（2）。
二、大失血
（一）诱发原因
大失血的诱发原因多因动脉插管结扎不牢、动物挣扎，导致大动脉插管的松脱，引起大失血，
或在进行动脉插管术时，因未放置动脉夹或动脉夹夹闭不全而剪切动脉，引起大失血。
（二）急救措施
1．立即止血：当发现大失血，应迅速手指压迫或捏住出血处（尽量不要用止血钳，以防损伤动脉和神经），然后仔细检查分离出血点，于近心端放置动脉夹，再行动脉插管术。
2．补充血容量：若失血太多，适当加快输液(生理盐水)速度，增加血容量。
3．注射强心剂：必要时静脉注射1：10000肾上腺素0.5ml。
名称：实验动物处死(鼠，兔类)标准操作规程(SOP)
关键词：实验动物 处死 操作规则
目的：遵循安乐死的原则，在不影响动物实验结果的前提下，使实验动物短时间无痛苦地死亡。
主体内容：
一、颈椎脱臼（断颈）处死法
此法是将实验动物的颈椎脱臼，断离脊髓致死，为大、小鼠最常用的处死方法。操作时实验人员用右手抓住鼠尾根部并将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，用左手拇指、食指用力向下按压鼠头及颈部，右手抓住鼠尾根部用力拉向后上方，造成颈椎脱臼，脊髓与脑干断离，实验动物立即死亡。
二、断头处死法
此法适用于鼠类等较小的实验动物。操作时，实验人员用左手按住实验动物的背部，拇指夹住实验动物右腋窝，食指和中指夹住左前肢，右手用剪刀在鼠颈部垂直将鼠头剪断，使实验动物因脑脊髓断离且大量出血死亡。
三、击打头盖骨处死法
主要用于豚鼠和兔的处死。操作时抓住实验动物尾部并提起，用木锤等硬物猛烈打击实验动物头部，使大脑中枢遭到破坏，实验动物痉挛并死亡。
四、放血处死法
此法适用于各种实验动物。具体做法是将实验动物的股动脉、颈动脉、腹主动脉剪断或剪破、刺穿实验动物的心脏放血，导致急性大出血、休克、死亡。
如兔等大动物应在轻度麻醉状态下，在股三角做横切口，将股动脉、股静脉全部暴露并切断，让血液流出。操作时用自来水不断冲洗切口及血液，既可保持血液畅流无阻，又可保持操作台清洁，使实验动物急性大出血死亡。
五、空气栓塞处死法
处死兔类常用此法。向实验动物静脉内注入一定量的空气，形成肺动脉或冠状动脉空气栓塞，或导致心腔内充满气泡，心脏收缩时气泡变小，心脏舒张时气泡变大，从而影响回心血液量和心输出量，引起循环障碍、休克、死亡。一般空气栓塞处死法注入的空气量兔为20~50ml。
六、过量麻醉处死法
此法多用于处死豚鼠和家兔。快速过量注射非挥发性麻醉药（投药量为深麻醉时的30倍），或让动物吸入过量的乙醚，使实验动物中枢神经经过过度抑制，导致死亡。
七、毒气处
死法
让实验动物吸入大量CO2等气体而中毒死亡。
主要参考文献：《中医实验动物学》
关键词：家兔热原实验法 标准操作规程
目的：通过家兔热原实验法对药品进行热原检查
主体内容：
1.目的
建立热原检查法标准操作规程，指导操作者正确操作，确保检验结果的准确性。
2.范围
适用于药品的热源检查——家兔法。
3.责任者
质量保证部门对本SOP的实施负责。
4.规程
制定依据：《中国药典》2005年版二部附录ⅪD；中国药品检验标准操作规程（2005年版）。
4.1实验材料及用具
4.1.1 天平 精度0.01 mg或0.1mg 供试品称量用
精度0.1 mg或1mg 试剂称量用
精度10g 家兔称重用
4.1.2 电热干燥箱（50～300±1）℃。
4.1.3 恒温水浴（37～100±0.5）℃。
4.1.4 热原测温仪或肛门体温计，精度0.1℃。
4.1.5 家兔固定盒 盒的两侧有通气孔。
4.1.6 实验用具 注射器、烧杯、三角瓶、大称量瓶、吸管、移液管、表面皿、玻璃棒、广口试剂瓶、金属制密封器（均需去热原）、时钟、直镊、脱脂棉或细软卫生纸。
4.1.7 试剂 75%乙醇、凡士林或50%甘油、生理盐水、灭菌注射用水（经细菌内毒素检查,含内毒素低于0.25EU/ml）、无热原氯化钠（经250℃30分钟或200℃1小时或180℃2小时加热除热原）。
4.2 溶液配制 供试品溶液
4.2.1 原料药
4.2.1.1 精密称取适量，置烧杯、三角瓶或称量瓶中。
4.2.1.2 按规定浓度，加精密量取的一定量灭菌注射用水或生理盐水，搅拌使溶解。
4.2.2 注射液
4.2.2.1 用75%乙醇棉球消毒安瓶颈部，割开安瓶。
4.2.2.2 精密量取一定量药液。
4.2.2.3 按规定浓度，加精密量取的一定量灭菌注射用水或生理盐水，混匀。
4.2.3 粉针剂
4.2.3.1 用75%乙醇棉球消毒安瓿颈部或小瓶瓶塞。
4.2.3.2 加入一定量规定的溶媒配成所需浓度。
4.3 实验动物
4.3.1 健康无伤、体重1.7～3.0kg、同一来源、同一品系家兔，雌兔应无孕，1兔1笼，标兔号。
4.3.2 新兔预选
4.3.2.1 新免经饲养7日后，进行预测体温，测温的条件与热原检查要求相同。
4.3.2.2 测量体温时，测温仪探头或肛门计插入肛门的深度各兔应相同约6cm，测温时间不得少于1.5分钟。
4.3.2.3 每30分钟测温1次，共8次。
4.3.2.4 8次体温均在38.0～39.6℃（一般多选用38.4～39.4℃）的范围内，且最高最低体温差数不超过0.4℃（以不超过0.35℃为佳）的家兔，可供3周内实验用。
4.3.2.5 录选新兔编号、登记入兔史记录卡，未被录选家兔，可饲养7日再予测体温1次，如仍不符合要求则淘汰。
4.3.3 家兔的重复使用
4.3.3.1 供试品判定为符合规定的家兔，
至少应休息2日，方可供下一次实验用。
4.3.3.2 供试品判定为需重复实验的家兔，应暂作休息处理，如重复合格，升温≥0.6℃的家兔，应重新测温挑选。
4.3.3.3 供试品判定为不符合规定的，家兔不再使用。
4.3.3.4 每一家兔的使用次数，最多为10次，体重逐渐减轻或超过3.0kg的家兔，不再使用。
4.3.4 复试用家兔 挑选体重在2.0～2.4kg、正常体温在38.8～39.2℃、使用过2～3次的家兔进行实验。
4.4 试验前的准备
4.4.1 测温仪或肛门温度计每3～6个月校验一次，不符合要求者不能使用。
4.4.2 用具的除热原 清洗干净的玻璃器皿、注射器、针头、直镊等放入金属制容器内，密闭，置电热干燥箱中经250℃30分钟或200℃1小时或180℃2小时加热除热原。去除热原未曾开启的密封容器内用具，可供一周内使用。
4.4.3 实验室的温度
4.4.3.1 实验室的温度应在17～28℃范围内。
4.4.3.2 实验室与饲养室的温度相差不得大于5℃。
4.4.3.3 试验全过程中，室温变化不得大于3℃。
4.5 检查法
4.5.1 选符合规定的家兔，停止给饲料和水，称重后置于家兔固定盒内至少1小时。
4.5.2 每隔30分钟测量家兔体温1次，一般测量2次，两次体温之差不得超过0.2℃，以此两次体温的平均值作为该兔的正常体温。
4.5.3 当日使用的家兔，正常体温应在38.0～39.6℃范围内，且各兔间相差不得超过1℃。
4.5.4 每个供试样品用家兔3只，在测定正常体温后15分钟内给药。
4.5.4.1 每个供试品的剂量，应按各该药项下的规定注射，未规定剂量的药品，可根据该药的药理性质，在不影响家兔正常生理的前提下，按体重计算（人按50kg计），用临床一次剂量的3～10倍。
4.5.4.2 供试品注射的体积，按家兔体重每kg不小于1ml，不大于10ml。体积在5～10ml/kg的溶液应在37～38℃预热后注射。
4.5.4.3 供试品配制完毕后，应在30分钟内注射于家兔体内。
4.5.4.4 注射前，先用75%乙醇棉球轻擦耳静脉的注射部位，从耳尖端静脉进针，如进针不利，应顺序向前进行。
4.5.4.5 注射完毕，拨出针头时，按住针孔数秒钟，止血。
4.5.4.6 需缓慢注射的药液，注射时间（除另有规定外）一般每兔不超过5分钟。
4.5.5 给药后每隔30分钟测量体温1次，共6次。
4.5.6 温差计算
4.5.6.1 注射药液后，以6次测得体温中最高的一次减去正常体温，为该兔体温的升高度数，如6次体温均低于正常体温，则升温度数以“0”计。
4.5.6.2 6次体温中最低的一次，减去正常体温，即为降温值。
4.6 结果判断
4.6.1 判断复试
4.6.1.1 初试3只家兔中仅有1只体温升高0.6℃或0.6℃以上，或3只家兔升温均低于0.6
℃但升温的总数达1.4℃或1.4℃以上；应另取5只家兔复试。
4.6.1.2 含有热原的供试品，一般在给家兔静脉注射后1～2小时出现升温高峰，当第3小时升温≥0. 6℃时，宜复试后再作判断。
4.6.1.3 3只家兔中有1只降温≥0. 6℃，或3只家兔中有2只降温值在0.45～0.55℃，应另取3只家兔复试。
4.6.2 判断合格
4.6.2.1 初试3只家兔中，体温升高均在0. 6℃以下，并且3只家兔升温的总数在1.4℃以下可判断为符合规定。
4.6.2.2 复试5只家兔中，体温升高0. 6℃或0. 6℃以上的家兔数仅有1只，并且初复试合并，8只家兔的升温总数为3.5℃或3.5℃以下，可判断为符合规定。
4.6.3 判断不合格
4.6.3.1 初试3只家兔中，体温升高0. 6℃或0. 6℃以上的家兔数有2只或3只，可判断为不符合规定。
4.6.3.2 复试的5只家兔中，体温升高0. 6或0. 6℃以上的家兔有2只或2只以上，可判断为不符合规定。
4.6.3.3 初复试合并8只家兔的升温总数超过3.5℃，可判断为不符合规定。
4.6.4 新兔购买记录卡。
4.6.5 热原检查兔史记录卡。
4.6.6 新兔预测体温记录表。
名称：实验动物细菌学监测标准操作规程(SOP)
关键词：实验动物细菌学监测
目的：规范实验动物细菌学监测的具体过程，确保监测结果可靠。
主体内容：
1. 标本的采集
正常动物细菌检测主要检查呼吸道和肠道，分别取气管分泌物及肠内容物做细菌培养检查。对于发病动物，采取其病变组织和脏器做细菌学检查。
2. 细菌的培养
细菌是单细胞的原核生物，绝大部分都可以在人工培养基上进行繁殖，只有少数例外，如泰泽病原体需在活细胞中繁殖。不同细菌种类所要求的最适生长条件不尽相同，有些细菌需在有氧的环境下才能生长，称为需氧菌；有些只能在无氧环境下生长，称为厌氧菌；还有一些细菌在有氧、无氧环境下都可以生长，称为兼性厌氧菌。
培养细菌的目的，是从不纯的被检材料中找出特定的细菌或全部细菌，这一过程称为分离培养。如果只是培养性质明确的一种细菌，则称为纯培养。为了从被检材料中分离出所要检查的细菌，可以利用多种性质不同的选择性培养基，检查各种不同的目的细菌。
（1）培养基的种类：按物理性状可把培养基分为液体培养基、半固体培养基和固体培养基三种。
（2）细菌培养的方法：培养细菌的目的不同，其方法也不尽相同，通常把细菌的培养方法分为一般培养法、二氧化碳培养法和厌氧培养法三种：
①一般培养法 一般培养法又称需氧培养法，将已接种好的平皿、斜面或液体培养基等，置于37℃孵育箱内培养18～24h，一般细菌即可于培养基上生
长。但也有少数生长缓慢的细菌，需培养2～7d甚至更长时间才能生长。
②二氧化碳培养法 某些细菌如脑膜炎奈毖氏菌、布鲁杆菌及肺炎支原体等，需要在一定的二氧化碳环境下才能良好生长，即二氧化碳培养法，常用的有二氧化碳培养箱、烛缸法、重碳酸钠—盐酸法。
③厌氧培养法 有些细菌只能在无氧环境下生长，即厌氧培养法，目前常用的厌氧培养法有厌氧罐法、气袋法及厌氧箱等。
3. 细菌的鉴定和分类
把获得纯培养的细菌进行一系列生物学特性的检查，并确定其分类学上的位置，这个过程叫细菌鉴定。细菌生物学性状包括菌落形态、菌体形态、染色性质、生化反应以及血清学反应特性和特异性噬菌体等。
细菌的分类是根据其营养方式及各种生物学特性亲缘关系，将细菌划分为不同的门、纲、目、科、属、种，其基本分类单位是种。
（1）菌落形态：菌落的特征是识别细菌的重要依据，观察菌落特征时应注意：边缘是整齐的、还是锯齿的，表面是光滑的、还是粗糙的，中间是突起的、还是凹陷的，是透明的、还是半透明或不透明的。如乙型溶血性链球菌，在血琼脂平皿上，菌落灰白色，圆形，中央稍凸起，透明或半透明，表面光滑，菌落周围可见透明的溶血环。而绿脓杆菌，在选择性培养基（NAC）上菌落扁平，边缘不整齐，大小不一，表面湿润、有光泽，菌落周围有蓝绿色或褐色色素扩散，但也有不产生色素的菌株。这些菌落特征在细菌的鉴定中均有一定意义。
（2）细菌的生化反应特性：各种细菌具有各自独特的酶系统，因而在代谢过程中所产生的分解与合成代谢产物也不同。这些代谢产物又各具不同的生化特点。根据此特点，利用生物化学方法来鉴别不同细菌，称为细菌的生化反应试验。生化反应试验方法很多，主要有以下几种：
①糖（醇）类发酵试验：是鉴定细菌的生化反应试验中最主要的试验，不同细菌可发酵不同的糖类，如沙门菌可发酵葡萄糖，但不能发酵乳糖，大肠杆菌则可发酵葡萄糖和乳糖；即使两种细菌均可发酵同一种糖类，其发酵结果也不尽相同，如志贺菌和大肠杆菌均可发酵葡萄糖，但前者仅产酸，而后者则产酸、产气，故可利用此试验鉴别细菌。
②葡萄糖代谢类型鉴别试验：可用于葡萄球菌与微球菌的鉴别。
③β-半乳糖苷酶试验（ONPG）：分解乳糖的细菌ONPG试验为阳性，如埃希氏菌属、枸橼酸杆菌属、克雷伯菌属和沙雷氏菌属等。而不发酵乳糖的细菌如沙门菌、变形杆菌和肠杆菌科中其他不发酵乳糖的细菌ONPG试验均为阴性。
④其他生化试验：如淀粉水解试验、七叶苷水解
试验、甲基红试验及VP试验等。
（3）革兰氏染色法：染色除能观察细菌形态外，还可根据其染色反应，将细菌分为革兰氏阳性和革兰氏阴性菌两大类。如沙门菌属、志贺菌属、巴斯德杆菌及耶尔森菌等均为革兰氏阴性菌，革兰氏阳性菌有肺炎链球菌、单核细胞增生性李斯特杆菌、金黄色葡萄球菌、鼠棒状杆菌等。
（4）血清学鉴定：除生化鉴定外，必要时可进行血清学鉴定。如沙门菌属、志贺菌属、绿脓杆菌、耶尔森菌等均可做血清学分型试验。
根据送检动物的不同级别，对所需检查的病原菌进行逐项排查，最后得出检测结论。