实验三实验动物基本操作技术
学习目标
●熟悉大鼠、小鼠及家兔的捉拿与固定；熟悉小鼠腹腔注射、家兔耳
缘静脉注射的方法与技术；熟悉动物的编号方法。
●了解其他动物实验技术。
大多数药理实验是以动物为实验对象的，常用实验动物有青蛙与蟾蜍，小白鼠，大白鼠，豚鼠，家兔，猫，狗等，实验前了解其特点，掌握常用的动物实验基本操作技术，有利于学生动手能力的培养。本节重点介绍青蛙与蟾蜍，小白鼠，大白鼠，豚鼠，家兔的实验基本操作技术。
一、实验动物的编号
为了分组和辨别的方便，实验时常需对实验动物进行编号。常用的编号方法如下：
1．染料标记法
（1）常用染料：红色染料：5％中性红或品红液；黄色染料：3％～5％苦味酸溶液；咖啡色染料：2％硝酸银溶液；黑色染料：煤焦油的酒精溶液。
（2）标记规则：根据实验动物被毛颜色的不同选择不同化学药品涂染动物。
A.家兔等动物的标记方法：一般用毛笔蘸取不同颜色的染料溶液直接在动物背部涂写号码。若用硝酸银溶液涂写，则需在日光下暴露1min。
B.大鼠、小鼠的标记方法：通常在动物不同部位涂上有色斑点来表示不同的号码。如需要对数只实验动物编号，将小白鼠背部划分为前肢、腰部、后肢的
左、中、右部九个区域，从右到左标记。
2．穿耳打孔法用专门的打孔器在动物耳朵的不同部位打孔表示。
3．挂牌编号法此法常用于狗、猴、猫等大动物的编号。将号码牌固定于动物的颈圈或耳上。
4．人工针刺号码法先将动物被毛去除，用针在动物皮肤上刺出号码，再用酒精墨汁涂染即可。
二、实验动物的捉拿与固定方法
1．蛙和蟾蜍用左手握住动物，以食指按压其头部前端，拇指按压背部。
2．小白鼠捉拿法有二种，一种是用右手提起尾部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后上方轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糙面，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤并用小指和手掌尺侧夹持其尾根部固定手中；另一种抓法是只用左手，先用拇指和食指抓住小鼠尾部，再用手掌尺侧及小指夹住尾根，然后用拇指及食指捏住其颈部皮肤。
3．大白鼠捉拿时，右手抓住鼠尾基部（因抓尾尖动物会扭动易使其尾部的皮肤脱落，影响实验的进行）将大鼠放在粗糙面上，左手戴上防护手套或用厚布盖住大鼠，抓住其整个身体并固定其头部以防咬伤。捉拿时勿用力过猛，勿捏其颈部，以免引起窒息。
4．豚鼠捉拿时以拇指和中指从豚鼠背部绕到腋下抓住豚鼠，另一只手托住其臀部。体重小者可用一只手捉拿，体重大者捉拿时宜用双手。
5．家兔捉拿时一手抓住其颈背部皮肤。轻轻将兔提起，另一手托住其臀部，根据实验需要进行固定。如作兔耳血管注射时，可用兔盒固定；如要做腹部注射、手术及测血压等实验时需将家兔固定在兔手术台上。其方法为：（1）头部的固定：用特制的家兔头夹。兔头夹为附有铁柄的半圆形铁圈和一可调铁圈。一般动物取仰卧位固定时，先将麻醉好的兔颈部放在半圆形的铁圈上，再把其嘴伸入可调铁圈内，最后将兔头夹的铁柄固定在实验台上。或用一根粗棉绳，一端拴住动物的两个上门齿，另一端拴在实验台的铁柱上。做颈部手术时，可将一粗注射器筒垫于动物的项下，以抬高颈部，便于操作。若动物取俯卧位固定，特别是在头颅部实验中，常用马蹄形头固定器固定。
（2）四肢的固定：一般在头部固定后，再固定四肢。先用粗棉绳的一端缚扎于踝关节的上方。若动物取仰卧位，可将两后肢左右分开，将棉绳的另一端分别缚在手术台两侧的木钩上，而前肢须平直放在躯干两侧。再将绑缚左右前肢的两根棉绳从其背后交叉穿过，压住对侧前肢小腿，分别缚在手术台两侧的木钩上。固定的姿势依手术或实验种类而定。如进行颈、胸、腹、股等部的实验，多采取仰卧位，脑和脊髓实验则常选用俯卧位。
三、实验动物的给药方法
1. 经消化道给药（灌胃法）
（1）小白鼠灌胃法：将小白鼠放在粗糙面上，左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤，无名指或小指将尾部紧压在手掌上，使小鼠腹部朝上，注意使口腔和食管成一直线。右手持灌胃针管（1～2ml注射器上连接12～16号注射针头，尖
端部磨钝，针头长4～5cm，直径约为1mm）从小鼠口角插入口腔内，然后用灌胃管轻压小鼠头部，经舌面紧贴上腭进入食管，进针2～3cm后，此时动物安静并无呼吸异常，即可将药注入。如遇阻力或动物憋气时则应抽出重插，不能强插以免刺破食管或误入气管使动物死亡。药液注完后轻轻退出灌胃管。操作时应动作轻柔，细致以防损伤食道及膈肌。灌药量一般为0.1～0.3ml/10g体重。
（2）家兔灌胃法：用兔固定箱，可一人操作。右手将开口器固定于家兔口中，舌压在开口器下面，左手将导尿管经开口器中央小孔插入。如无兔固定箱，则需两人协作进行，一人就坐，腿上垫好围裙，将兔的躯体夹于两腿间，左手紧握双耳，固定其前身，右手抓住其两前肢。另一人将开口器横放于兔上下颌之间，固定在舌面上,将导尿管自开口器中央的小孔插入，慢慢沿家兔口腔上腭壁插入食道约15～18cm。插管完毕将胃管的外口端放入水杯中，切忌伸入水过深。如有气泡从胃管逸出，说明不在食道内而是在气管内，应拔出来重插。如无气泡逸出，则可将药推入，并以少量清水冲洗导尿管保证管内药液全部进入胃内。最后缓慢拔出导尿管。
2.注射给药法
（1）皮下注射：小白鼠:通常在背部皮下注射。注射时以左手拇指和中指将小白鼠颈背部皮肤轻轻提起，食指轻按其皮肤，使其形成一个三角形小窝，右手持注射器从三角窝下部刺入皮下，轻轻摆动针头，如易摆动时则表明针尖在皮下，此时可将药液注入，针头拔出后，以左手在针刺部位轻轻捏住皮肤片刻，以防药液流出。药量一般为0.1ml～0.3ml/10g体重。
大白鼠:注射部位可在背部或后肢外侧皮下，操作时轻轻提起注射部位皮肤，
将注射针头刺入皮下后推注药液。一次注射量不超过1ml/100g体重。
家兔:可在背部或颈部注射，方法参照小鼠皮下注射法。针头应选用稍大（6～7号），给药量一般为0.5～1.0ml/kg体重。
（2）腹腔注射法：小白鼠: 左手固定动物，使腹部向上，头呈低位。右手持注射器，在小白鼠下腹部腹白线稍向左或右的位置，从下腹部朝头方向刺入皮肤，针头到达皮下后，沿皮下向前推进3～5mm，然后使注射器针头与皮肤呈45度角刺入腹腔。针头刺入腹腔后感抵抗力消失，此时在保持针头不动的状态下回抽针栓，如无回血或尿液，则可推入药液。一次可注射量为0.1～0.2ml/10g 体重。切勿使针头向上注射，以防针头刺伤内脏。
大白鼠、家兔等: 可参照小白鼠腹腔注射法。但应注意家兔在腹白线两侧注射（应在离腹白线约1cm处进针）。较少用，但当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时可用。
（3）肌肉注射法：小白鼠、大白鼠:一般因肌肉少，不作肌肉注射，如需要时，可将动物固定后，一手拉直动物左或右侧后肢，选用针头5～7号，将针头刺入后肢大腿外侧肌肉内，小鼠一侧药液注射少于0.4ml。
家兔:选择两臂或股部。固定动物，右手持注射器，使其与肌肉成45度角一次刺入肌肉中，先抽回针栓，无回血时将药液注入，注射后轻轻按摩注射部位，帮助药液吸收。
（4）静脉注射法：小白鼠：一般采用尾静脉注射。注射前先将动物固定于固定器内，使其整个尾部外露，以右手食指轻弹尾尖部，必要时可用45～50℃的温水浸泡尾部1～2min或用75％乙醇擦拭尾部，使其全部血管扩张充血。以拇
指与食指捏住尾根部两侧，无名指和小指夹持尾尖部，中指从下托起尾巴固定。选择一根最为充盈的血管（一般选择尾两侧静脉，针刺宜从尾尖端开始，渐向尾根部移动，以备反复应用），右手持4号针头使其与尾部呈30度角刺入静脉，针头在静脉内平行推进少许，左手三指连针头和鼠尾一起捏住固定，以防动物活动时针头脱出。推动药液无阻力、并可见沿静脉血管出现一条白线说明针头在血管内，即可注药。如遇到阻力较大，局部发白变硬时，说明针头不在静脉内，需拔出针头重新穿刺。注射完毕后拔出针头，轻按注射部位止血。一般一次注射量为0.05～0.2ml/10g体重。大鼠亦可舌下静脉注射或待其麻醉后，切开其大腿内侧皮肤进行股静脉注射，也可颈外静脉注射。
家兔：家兔静脉注射一般采用耳缘静脉。注射前先剪除其表面皮肤上的毛并用水湿润局部，血管即显现出来。可先轻弹或用酒精棉球揉擦耳尖部并用左手食指和中指轻压耳根部，拇指小指夹住耳边缘部分，以左手无名指放在其下作垫，待静脉显著充盈后，右手持带有6～8号针头的注射器刺入静脉（第一次进针点尽可能靠远心端，以备反复应用），顺着血管平行方向深入1cm后，放松对耳根处血管的压迫，左手拇指和食指移至针头刺入部位，将针头与兔耳固定针头刺入血管后再稍向前推进，轻轻推动针栓，若无阻力和局部皮肤发白、隆起现象，即可注射药物，否则应立即拔出针头，在原注射点的近心端重新刺入。注射完毕，用棉球压住针刺孔拔出针头。
【思考题】
1．在做动物实验时，小白鼠腹腔注射、家兔的静脉注射的基本操作步骤与技巧是什么？注意事项是什么？
2．10只小鼠，请用图示方法进行编号。
动物实验技术 第六章动物实验基本操作技术 第一节、实验动物的抓取与固定 一、小鼠的抓取与固定 ?抓取方法：用右手拇指和食指捏住尾部中段提起，如果只想移动小鼠，就用两手把它捧起来。 ?手固定法：将右手捏起的小鼠放在笼盖上，用右手捏其尾部中段，在小鼠向前爬的一瞬间， 用左手的拇指和食指捏住颈背部皮肤，再翻转左手，将小鼠置于左手掌心中，右手拉住小鼠尾部，再用左手小指和无名指压住小鼠尾根部使小鼠整个呈一条直线。固定时注意，过分用力会使小鼠颈椎脱臼，若用力过轻头部能反转过来咬伤实验者的手。这种固定方法是灌胃给药和腹腔注射给药常用的方法。 ?手术固定法：用乙醚等麻醉药品麻醉后，用长20~30cm的线绳分别系在四肢上，再把四肢 的线绳分别系在固定板四角的钉子上，并且在头部上颚切齿的地方牵一根线绳达到完全固定。 ?在静脉给药时，先根据小鼠的大小选择合适的固定器，打开鼠筒盖，把小鼠放在里面，只露出尾巴；或者用倒放的烧杯将鼠扣住，只露出尾巴并压住。 二、大鼠的抓取与固定 ?抓取方法：4~5周龄以内的大鼠同小鼠；周龄较大的大鼠其尾部皮肤容易被剥脱，所以用左手从背部中央到胸部捏起来抓住。抓取时最好带防护手套，但手套不宜过厚。 ?手固定法：同小鼠。 ?手术固定法：同小鼠。 ?静脉给药或采血时同小鼠。
三、豚鼠的抓取与固定 ?抓取方法：抓取幼小豚鼠时，用手捧起来；成熟的大豚鼠，用手大把抓起胸肋部即可。注意不能粗野，更不能抓取腰腹部，这样容易造成肝破裂而死亡。 ?手固定法：⑴将左手的食指和中指放在豚鼠颈背部两侧，拇指和无名指放在肋部，分别用手指夹住左右前肢抓起来。⑵反转左手，用右手的拇指和食指夹住右后肢，用中指和无名指夹住左后肢是豚鼠整体伸直成一条直线。⑶一个人固定操作时，坐在椅子上，用右手拿着豚鼠的后肢夹在两腿之间，用大腿代替右手夹住。 ?手术固定法：同大、小鼠。 四、家兔的抓取与固定 ?抓取方法：用一只手大把抓住颈背部皮肤提起来，另一只手托住其臀部，让其重心落在托其臀部的手上，运送时，还要抓住颈肩部皮肤抱着兔子运送。 ?手固定法：在灌胃给药时，人坐在椅子上，用一只手抓住颈背部皮肤，另一只手抓住两后肢放在两腿之间，大腿夹住兔子的下半身，用空着的手抓住两前肢固定之，抓住颈背部的手同时捏着两只耳朵，不让头部转动。 ?固定器固定法：耳静脉给药或采血时用盒式固定法；从颈动脉采血或手术实验时用台式固定法。 ?盒式固定法：把兔子放在盒子里，只露出头部，用转扭拧固定器固定家兔。 ?台式固定法：将麻醉的兔子仰卧，用纱布条依次将四肢捆绑固定于固定台的两侧，然后把头部放在金属制的首伽和咀环上固定。
第一节实验动物的捉拿、固定和编号方法 在基础医学实验中，正确捉拿与固定动物，是实验工作的基础，也是实验顺利进行的保证。掌握正确捉拿、固定动物的目的就是防止实验者被动物咬伤抓伤，同时也是为了维持动物的正常生理活动，从而不影响实验观察结果。 一、实验动物的捉拿与固定方法 在基础医学实验中，最常用的动物有小鼠、大鼠、豚鼠、蟾蜍、蛙、家兔和犬，现分别就其捉拿与固定方法依次予以介绍。 1. 小鼠 捉拿时先用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，在其向前爬行时，右手向后拉尾(图5-1)，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤，将其置于左手心中，拉直四肢并用左手无名指压紧尾和后肢(图5-2)，右手即可作注射或其他实验操作。取尾血及尾静脉注射时，可将小鼠固定在金属或木制的固定器上(图5-11)。 图5-1 图5-2 2. 大鼠 方法基本与捉拿小鼠相同，但实验者事先应戴帆布防护手套。用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手拇指和食指抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果大鼠后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作。若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。 3. 豚鼠 豚鼠具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。一般方法是：先用右手掌迅速、轻轻地扣住豚鼠背部，抓住其肩中上方，以拇指和食指环握颈部，对于体型较大或怀孕的豚鼠，可用另一只手托住其臀部(图5-3、图5-4)。
动物实验的基本操作技术 实验动物 实验动物(experimental animals)是指经过人工饲养、繁育，对其携带的微生物及寄生虫实行控制，遗传背景明确或者来源清楚，应用于科研、教学、生产和检定以及其他科学实验的动物。这些个体具有较好的遗传均一性、对外来刺激的敏感性和实验再现性。 一、常用实验动物的种类和特点 （一）狗(dog)属于哺乳纲、食肉目、犬科动物。其嗅觉、视和听觉均很灵敏，对外界环境的适应能力强。消化、循环和神经系统均发达，且与人类很相似。适用于各类实验外科手术学的教学和临床科研工作，是复制休克、DIC、动脉粥样硬化等动物模型首选的动物之一，由于其价格较昂贵，教学实验中不如某些中小动物常用。 （二）家兔(rabbit) 属于哺乳纲、啮齿目、兔科、草食类动物。品种有：青紫蓝兔（livor blue rabbit）、中国白兔（china white rabbit）、新西兰白兔和大耳白兔（maximus ear white rabbit）等。具有性情温顺，对温度适应敏锐和便于静脉注射等特点，是教学实验中最常用的动物之一。可用于血压、呼吸、泌尿等多种实验，还可用于体温实验和热原的研究与鉴定。 （三）大白鼠(rat) 属哺乳纲、啮齿目、鼠科类动物。其性情凶猛、喜欢啃咬、繁殖周期短、抗病能力较强、心血管反应敏锐。用于水肿、休克、炎症、心功能不全、肾功能不全和应激反应等实验。大鼠不能呕吐，故不能做催吐实验。 （四）小白鼠(mouse) 属哺乳纲、啮齿目、鼠科类动物。具有繁殖周期短、产仔多、生长快、体型小、温顺易捉、易于饲养等特点。广泛应用于各种药物的毒理实验、药物筛选实验、生物药效学实验，以及癌症研究、营养学、遗传学、免疫性疾病研究等项实验。 （五）豚鼠(cavy) 属哺乳纲、啮齿目、豚鼠科类动物。又名天丝鼠、荷兰猪。其性情温顺，嗅觉和听觉较发达。对某些病毒反应敏锐，易引起变态反应。适用于药理学、营养学、各种传染病的实验研究。细菌、病毒诊断学研究、过敏、变态反应性实验研究和内耳及听神经疾病研究。也常用于离体心脏实验研究。 （六）蛙和蟾蜍(frog and toad ) 均属两栖纲、无尾目类动物。常用于教学实验。其心脏在离体后仍可有节律地跳动。常用于心脏生理、药理和病生实验。蛙舌与肠系膜是观察炎症和微循环变化的良好标本。此外，蛙类还可用于水肿和肾功能不全的实验研究。 二、常用实验动物的品系
动物实验基本操作一（固定、性别判定、标识） 【实验目的】在做动物试验时，为确保给药、实验顺利进行，防止被动物咬伤、准确辨别动物性别、准确标识动物，要学会用正确方法捉拿实验动物、掌握辨别动物性别的方法以及掌握标识动物的方法。 【实验对象】SD大鼠，KM小鼠，雌雄各半，体重180-250g。 【实验器材和药品】 器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、美式图钉、细绳、防护手套 药品：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液、20%乌拉坦 【实验步骤】 一、小鼠的捉拿 1、徒手固定：用右手提起尾巴中部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。向后上方轻拉，此时，小鼠前肢紧紧抓住粗糙表面。左手拇指和食指迅速捏住小鼠颈背部皮肤，再置小鼠于左手心，并以左手掌心和中指夹住小鼠背部皮肤，无名指压住小鼠尾根部，将其固定于手中。右手可行注射或其它操作。 2、固定器固定：尾静脉注射或给药时，将小鼠放进固定器中或者大小和重量适当的容器（如烧杯），只露出尾巴，该类容器能够压住尾部，避免其活动。勿固定过紧造成窒息死亡。进行腹腔手术或心脏采血时，先准备一个15-20cm的方木板，边缘钉入五颗钉子。将小鼠四肢分别用20-30cm的线绳捆绑，线的另一头分别绑在方木板的钉子上，并且在头部上颚切齿牵引一根线绳，也固定在钉子上，达到完全固定。 二、大鼠的捉拿
4-5周内的大鼠，方法同小鼠。周龄较大的，则：1、首先戴好防护手套。2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。三、性别判定 小鼠、大鼠性别判定 （1）幼鼠外生殖器与肛门间隔短的是♀，外生殖器与肛门间隔长的是♂。 （2）成年动物可直接肉眼辨认，雄性有膨起的阴囊和阴茎，雌性动物有阴道口。四、动物的标记 小鼠的短期标记法：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液（黄色），标出属于自己的编号【注意事项】 1、实验人员要有精神准备：掌握方法，胆大心细，做好防护。 2、动物兴奋的时候不要抓取，待其安静下来。 3、根据受试动物的给药部位或采血方法的不同，事先选择徒手固定还是固定器固定。 4、固定时把握好力度，过分用力会使小鼠颈椎脱臼或窒息死亡，若用力过轻头部能反转过来咬伤实验者的手。 【思考题】 1.在固定实验动物时如何才能快、准、稳？
实验动物手术基本操作技术 1. 动物实验手术常用的器械或设备 手术刀:准备不同型号的手术刀和手术刀柄。用于切开皮肤和脏器。 外科剪:准备直剪和弯剪。用于软组织剪断和组织分离。 手术镊:准备有齿镊和无齿镊。用于挟持皮肤、筋膜、肌腱等较坚硬组织或血管、神经、黏膜等脆弱组织。 止血钳:准备直、弯、蚊三种。用于夹住浅层血管止血或分离组织、牵引缝线等,或者夹住深部组织或内脏的血管出血点或者用于精细的止血和组织分离。 注射器:准备不同容量的注射器。用于补充麻醉或药物注射。 持针钳:用于缝合致密组织或深部组织。 缝合针:准备不同长短、粗细、弯度、针尖圆形或菱形的缝合针。 用于缝合不同的组织。 缝合线:准备丝线、肠线、金属线等不同种类缝合线。用于不同组织的缝合。 医用监护仪:准备呼吸、心跳、脉搏、血压及温度等医用监护仪。用于手术的操作监护。 医用气体:准备氧气、压缩空气、二氧化碳等医用气体。用于动物实验手术的应急需要。 2.动物实验手术器械的消毒方法 消毒对于防止手术伤口感染和保证伤口愈合极为重要,可以减少手术并发症和提高手术愈合效果,主要包括手术环境和手术器械的消毒。其中手术器械的消毒方法如下。 煮沸法:该法适合于金属、玻璃器械、缝合材料或橡皮手套等的灭菌,一般煮沸时间为20～30min。注意金属器械应在沸水时放入以防生锈,玻璃器械应在冷水时放入以防爆炸。 高压蒸汽灭菌法:该法适合于布类、敷料、手术衣帽及器械的灭菌, 灭菌条件为121OC、15min 。注意敷料包装应松紧适宜,待冷却后取出。 化学药品消毒法:主要的化学消毒液灭菌流程有三合液(甲醛2Oml+碳酸钠15g+石碳酸3g+蒸馏水100Oml)浸泡30min;新洁尔灭溶液(0.1%新洁尔灭100Oml+亚硝酸钠5g)浸泡1h;酒精溶液(70%酒精)浸泡1h;来苏水溶液(3～5%)浸泡1h；石炭酸(3%)浸泡1h;福尔马林(2%主要用于缝合线的消毒)浸泡30min;酒精溶液(75%主要用于缝合线的消毒)浸泡30min。 3.动物手术部位的消毒 实验动物手术部位处理一般包括除毛、皮肤消毒、手术部位隔离三个步骤。消毒顺序为:除毛→2%来苏水洗刷手术部位皮肤及周围皮肤→灭菌纱布擦干→70%酒精脱脂→5%碘酊擦抹→75%酒精脱碘→手术部位隔离→手术。 4. 手术人员手臂的消毒
常用实验动物的实验基本操作技术 第一节常用实验动物的生物学特征 1．蛙（或蟾蜍）的生物学特点是什么？主要用于哪些实验？ 属于两栖变温动物，皮肤光滑湿润，有腺体无外鳞。蛙的心脏有两个心房，一个心室，心房与心室区分不明显，动静脉血液混合，有冬眠习性。生存环境比哺乳动物简单，在机能学实验中有多种实验选择该动物。如：①离体蛙心实验，常用来研究心脏的生理功能及药物对心脏活动的影响。②蛙的腓肠肌和坐骨神经可用于观察外周神经及其肌肉的功能，以及药物对周围神经、骨骼肌或神经肌肉接头的影响。③缝匠肌可用于记录终板电位。脊休克、脊髓反射、反射弧分析、肠系膜微循环等。在临床检验中，可用雄蛙作妊娠反应实验。 2．小白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 小白鼠性情温顺，易于捕捉，胆小怕惊，对外来刺激敏感。它胃容量小，不耐饥渴，随时采食。在机能学实验中常选用该动物。故适用于大量的实验动物，如：某些药物的筛选实验、半数致死量（LD50）测定、药效比较、毒性实验、妊娠期20天左右，常用于避孕药实验及抗癌药实验。 3．大白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 大白鼠性情温顺，行动迟缓，易于捕捉，但受惊吓或粗暴操作时，会紧张不安甚至攻击人。大鼠嗅觉发达，对外界刺激敏感，抵抗力较强。大鼠无胆囊，肾单位表浅，肝再生能力强。大鼠的血压反应比兔稳定，可用它作血压实验，也可用于慢性实验、抗炎、降脂、利胆、子宫实验及心血管系统的实验。药典规定该动物为催产素效价测定及药品指控中升压物质检查指定动物。 4．豚鼠生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 豚鼠性情温和，胆小，饲养管理方便，可群养。豚鼠耳蜗管发达，听觉灵敏，存在可见的普赖厄反射（听觉耳动反射），乳突部骨质薄弱。豚鼠对组织胺、人型结核杆菌很敏感。能耐受腹腔手术，使用于肾上腺机能的研究。其自身不能制造维生素C，是研究实验性坏血症的唯一动物。 5．家兔生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 家兔属于草食性动物，性情温顺但群居性差，听觉、嗅觉十分灵敏，胆小易惊，具夜行
药理学实验动物的基本操 作实验心得 Revised by Jack on December 14,2020
这次是第一次药理学实验，我们学习了很多实验动物的基本操作方法。在做药理学实验之前我们就有做过人体解剖生理学实验，解剖过蟾蜍，小白鼠和家兔，这次的药理学实验更是一次对所学知识的巩固和深化，教给了我们很多在生理学实验中并没有学过的知识点。在刚做实验时，黄老师就向我们介绍了3R原则，即减少，优化，替代。动物是我们人类的朋友，首先我们应该尊重动物。它们用生命来换取人类的健康，推动着医学的进步，人类医学的发展离不开动物实验，动物为我们人类的健康做出了牺牲，我们应遵循“3R”原则。黄老师还通过视频给我们重点介绍了常用麻醉药及用法，实验动物的捉拿、麻醉、固定、给药、取血和处死方法。让我学到了很多实用性很强的东西。 之后便是分组自己做实验了，首先陈老师向我们讲解了小白鼠的标记方法，用中性品红表示十位数，苦味酸表示个位数，加上空白对照，一共可以标记一百支小白鼠。标记顺序为先左后右，从上至下。用苦味酸作为标记物的一个原因是它不容易被分解和弄掉，不会因为小鼠的活动而消失。其次是因为其有苦味，避免了被其他老鼠舔掉。之后讲解了小鼠的性别鉴定方法，除了书上说的方法外还可通过观察小鼠的乳房辨别。关于大鼠和家兔的捉持方法，大鼠在捉持前最好对其进行安抚，避免其急躁而咬人，而家兔则不可用手扯其双耳将其拉起。在给药方法方面，灌胃法要注意从口角插入口腔，用灌胃针抵住舌头，插入不可过深，一般入喉即可。腹腔注射时最好将其倒转，头部朝下，这样不容易刺入内脏。是否插入腹腔的判断方法：推注完后，轻微回抽，若有负压将注射器的推杆拉回，则已入腹腔。皮下注射时是否的入皮下的判断方法上同，皮下无负压，回抽不拉回。尾静脉注射时注意静脉在尾的两侧，不在上下，注射时用手捏住尾巴前段有利于暴露血管。 家兔的灌胃用木质开口器，使用时要想办法将其舌头压在开口器下，因为舌头会阻碍导尿管插入口腔，可以另外使用棉签配合，一边用棉签压住舌头，一边将开口器插入口腔。耳缘静脉注射时要注意选择小号针头，因家兔耳静脉较小，插入时应仔细谨慎。
实验三实验动物基本操作技术 学习目标 ●熟悉大鼠、小鼠及家兔的捉拿与固定；熟悉小鼠腹腔注射、家兔耳 缘静脉注射的方法与技术；熟悉动物的编号方法。 ●了解其他动物实验技术。 大多数药理实验是以动物为实验对象的，常用实验动物有青蛙与蟾蜍，小白鼠，大白鼠，豚鼠，家兔，猫，狗等，实验前了解其特点，掌握常用的动物实验基本操作技术，有利于学生动手能力的培养。本节重点介绍青蛙与蟾蜍，小白鼠，大白鼠，豚鼠，家兔的实验基本操作技术。 一、实验动物的编号 为了分组和辨别的方便，实验时常需对实验动物进行编号。常用的编号方法如下： 1．染料标记法 （1）常用染料：红色染料：5％中性红或品红液；黄色染料：3％～5％苦味酸溶液；咖啡色染料：2％硝酸银溶液；黑色染料：煤焦油的酒精溶液。 （2）标记规则：根据实验动物被毛颜色的不同选择不同化学药品涂染动物。 A.家兔等动物的标记方法：一般用毛笔蘸取不同颜色的染料溶液直接在动物背部涂写。若用硝酸银溶液涂写，则需在日光下暴露1min。 B.大鼠、小鼠的标记方法：通常在动物不同部位涂上有色斑点来表示不同的。如需要对数只实验动物编号，将小白鼠背部划分为前肢、腰部、后肢的左、中、
右部九个区域，从右到左标记。 2．穿耳打孔法用专门的打孔器在动物耳朵的不同部位打孔表示。 3．挂牌编号法此法常用于狗、猴、猫等大动物的编号。将牌固定于动物的颈圈或耳上。 4．人工针刺法先将动物被毛去除，用针在动物皮肤上刺出，再用酒精墨汁涂染即可。 二、实验动物的捉拿与固定方法 1．蛙和蟾蜍用左手握住动物，以食指按压其头部前端，拇指按压背部。 2．小白鼠捉拿法有二种，一种是用右手提起尾部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后上方轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糙面，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤并用小指和手掌尺侧夹持其尾根部固定手中；另一种抓法是只用左手，先用拇指和食指抓住小鼠尾部，再用手掌尺侧及小指夹住尾根，然后用拇指及食指捏住其颈部皮肤。 3．大白鼠捉拿时，右手抓住鼠尾基部（因抓尾尖动物会扭动易使其尾部的皮肤脱落，影响实验的进行）将大鼠放在粗糙面上，左手戴上防护手套或用厚布盖住大鼠，抓住其整个身体并固定其头部以防咬伤。捉拿时勿用力过猛，勿捏其颈部，以免引起窒息。 4．豚鼠捉拿时以拇指和中指从豚鼠背部绕到腋下抓住豚鼠，另一只手托住其臀部。体重小者可用一只手捉拿，体重大者捉拿时宜用双手。
2015-动物实验基本操作动物实验 基本操作一（固定、性别判定、标 识）【实验目的】在做动物试验 时，为确保给药、实验顺利进 行，防止被动物咬伤、准确辨别动 物性别、准确标识动物，要学会 用正确方法捉拿实验动物、掌握 辨别动物性别的方法以及掌握标识 动物的方法。 【实验对象】SD大鼠，KM小鼠，雌雄各半，体 重180-250g。 【实验器材和药品】 器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、美式图钉、细绳、防护手套 药品：苦味酸80%?90酒精饱和溶液、20%乌拉坦【实验步骤】 一、小鼠的捉拿 1、徒手固定：用右手提起尾巴中部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。向后上方轻拉，此时，小鼠前肢
紧紧抓住粗糙表面。左手拇指和食指迅速捏住小鼠颈背部皮肤，再置小鼠于左手心，并以左手掌心和中指夹住小鼠背部皮肤，无名指压住小鼠尾根部，将其固定于手中。右手可行注射或其它操作。 2、固定器固定：尾静脉注射或给药时，将小鼠放进固定器中或者大小和重量适当的容器（如烧杯），只露出尾巴，该类容器能够压住尾部，避免其活动。勿固定过紧造成窒息死亡。进行腹腔手术或心脏采血时，先准备一个15-20cm的方木板，边缘钉入五颗钉子。将小鼠四肢分别用20-30cm的线绳捆绑，线的另一头分别绑在方木板的钉子上，并且在头部上颚切齿牵引一根线绳，也固定在钉子上，达到完全固定。 二、大鼠的捉拿 4-5 周内的大鼠，方法同小鼠。周龄较大的，^V: 1、首先戴好防护手套。2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。 三、性别判定小鼠、大鼠性别判定 (1)幼鼠外生殖器与肛门间隔短的是早，夕卜生殖器与肛门间隔长的是￡。 (2)成年动物可直接肉眼辨认，雄性有膨起的阴囊和阴茎，雌性动物有阴道口。
常用实验动物介绍（一、大小鼠、豚鼠） 发布人:系统管理员发布时间:2010-3-15 阅读次数:1278 常用实验动物介绍 一、小鼠 1、〖名称〗：BALB/c小鼠 〖简介〗：1913年，贝格(Bagg)从美国商人欧希尔(Ohio)处购得的白化小鼠原种，以群内方法繁殖。麦克·多威尔(MacDowell)在1923年开始作近交系培育，至1932年达26代，命名为BALB/c品系。安德尔文特(Andervont)等人使BALB/c 广为传播和应用。1985年我国从美国NIH引进到中国医学科学院实验动物研究所，为BALB/c第180代。 毛色：白化。 主要特性：①乳腺肿瘤自然发生率低，但用乳腺肿瘤病毒诱发时发病率高;卵巢、肾上腺和肺的肿瘤在该小鼠有一定的发生率。②易患慢性肺炎。③对放射线甚为敏感。④与其他近交系相比，肝、脾与体重的比值较大。20月龄的雄鼠脾脏有淀粉样变。⑤有自发高血压症，老年鼠心脏有病变，雌雄鼠均有动脉硬化。⑥对鼠伤寒沙门氏菌补体敏感，对麻疹病毒中度敏感。对利什曼原虫属、立克次氏体和百日咳组织胺易感因子敏感。 主要用途：广泛地应用于肿瘤学、生理学、免疫学、核医学研究，以及单克隆抗体的制备等。 2、〖名称〗：C57BL 〖简介〗：1921年立特(Little)用艾比·拉特洛坡(Abby Lathrop)的小鼠株，雌鼠57号与雄鼠52号交配而得C57BL1937年从C57BL分离出C57BL/6和 C57BL/10两个亚系。1985年从Olac引到中国医学科学院实验动物研究所。 毛色：黑色。 主要特性：①乳腺肿瘤自然发生率低，化学物质难以诱发乳腺和卵巢肿瘤。②12%有眼睛缺损;雌仔鼠16.8%，雄仔鼠3%为小眼或无眼。用可的松可诱发腭裂，其发生率达20%。③对放射物质耐受力中等;补体活性高;较易诱发免疫耐受性。④对结核杆菌敏感。对鼠痘病毒有一定抵抗力。⑤干扰素产量较高。⑥嗜酒精性高，肾上腺素类脂质浓度低。对百日咳组织胺易感因子敏感。⑦常被认作"标准"的近交系，为许多突变基因提供遗传背景。 主要用途：是肿瘤学、生理学、免疫学、遗传学研究中常用的品系。 3、〖名称〗：BALB/c -nu裸小鼠 〖简介〗：1973年丹麦的C.W.Friis在BALB/cA近交系小鼠中发现自发性突变的无毛小鼠，该突变小鼠胸腺发育不良，免疫T细胞缺失，而培育成了 BALB/cA-nu。 主要特性：①无毛、裸体、无胸腺。随着年龄增长，皮肤逐渐变薄、头颈部皮肤出现皱折、生长发育迟缓。②由于无胸腺而仅有胸腺残迹或异常胸
动物实验的基本知识和操作技术
第二章动物实验的基本知识和操作技术 第一节实验动物 药理学实验常用的动物有蛙、蟾蜍、小白鼠、大白鼠、豚鼠、家兔、猫和犬等。常根据实验目的和要求选用不同的实验动物。由于不同的动物具有不同的特点，故所选用的动物应能较好地反映试验药物的选择性作用，并符合节约的原则。 （一）、实验动物的选择原则 1、尽量选择与人体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物； 2、选用的实验动物的解剖、生理特点应符合实验目的； 3、根据人与实验动物对同一刺激的反应差异，选用具有明显反应的动物； 4、根据生物医学研究必须达到的精确度，选用结构功能简单又能反映研究指标的动物； 5、选用患有人类类似疾病的近交系或突变系动物； 6、选用与实验设计、技术条件、实验方法等相适应的标准化动物； 7、在不影响实验目的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物； 8、供实验用的动物应具备质量合格证。 （二）、常用实验动物的特点 1、蛙和蟾蜍
离体心脏能较持久地有节律地搏动，常用于观察药物对心脏的作用；坐骨神经和腓肠肌标本可用来观察药物对周围神经、神经肌肉或横纹肌的作用；蛙的腹直肌还可以用于鉴定胆碱能药物的作用。 2、小白鼠 是实验室最常用的一种动物。易于大量繁殖，且价廉，适用需要大量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价比较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。 3、大白鼠 与小白鼠相似。一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠，如药物抗炎作用的实验常选用大白鼠踝关节制备关节炎的模型。此外，也可用大白鼠直接记录血压、作胆管插管，或用大白鼠观察药物的亚急性或慢性毒性。大白鼠的血压和人相近，且稳定，现常用于抗高血压药物实验。 4、豚鼠 是实验室常用动物之一。对组织胺很敏感，容易致敏，常用于平喘药和抗组胺药的实验。对结核菌亦敏感，故也用于抗结核药的研究。此外还用于离体心脏及平滑肌实验，其乳头肌和心房常用于电生理特性及心肌细胞动作电位实验，研究抗心律失常药物的机理。 5、家兔 温顺、易饲养，常用于观察药物对心脏、呼吸的影响及农药中毒和解救的实验。亦用于研究药物对中枢神经系统的作用、体温实验、热原检查及避孕药实验。 6、猫
一、名词解释 1、小鼠的抓取固定方法：先用右手抓住鼠尾并提起．置于鼠盒的笼盖或实验台上向后拉，在其向前爬时．用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左掌心，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿。也可用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指、食指和中指按住其耳后颈部皮肤亦可 2、家兔的抓取固定法：抓起家兔一般用右手抓住颈部的毛皮，并提起，用左手托其臀部或腹部，让其身体重量的大部份集中在左手上。注意不能用手抓双耳或腹部，以免损伤动物。 3、大、小鼠的眼眶采血法：先将鼠倒持，压迫颈部，使眼球突出充血，用眼科镊迅速挟取眼球，眼眶内很快流出血液，用玻璃器皿收集血液，也可用毛细管或塑料管沿眼角插入眼底静脉丛，血可自然从毛细管中流出，此法可多次采血。 4、兔心脏取血：将兔固定在兔台上，用手触摸到心脏搏动处，在第3肋间隙、胸骨左缘约3cm处，用注射针正确刺入心脏，血液即随心脏收缩而进入注射器内。此法每次取血不超过20－25ml，取血须迅速，缩短针头留在心脏内的时间，以防止血液在注射器内的凝固。 5、兔耳静脉采血：取血前先将兔的头部固定（采用固定盒或由助手固定都可以），选耳静脉清晰的一侧耳，将耳静脉部位的毛拔去，用75％的酒精局部消毒，待干。用手指轻轻摩擦兔耳，使静脉扩张，用连有5号针头的注射器在耳缘静脉末端刺破血管，待血液漏出取血或将针头逆血流方向刺入耳缘静脉取血，取血完毕用干棉球压迫止血。 6、狗股动脉采血将狗固定在解剖台上，使后肢向外伸直，暴露腹股沟三角，动脉搏动的部位剪去被毛，消毒后，用左手中、食指探摸股动脉跳动部位并固定好血管，右手取连有5－6号针头的注射器直接刺入血管，若刺入动脉，一般可见鲜红血液流人注射器，若未刺入动脉可微微转动一下针头，见鲜血流出即可。若刺入静脉必须重新穿刺，待抽血完毕，用酒精棉球压迫止血。 7、大、小鼠口服给药，多用灌胃法。大、小鼠用特制的尖端钝圆的灌胃针头。吸入药液，左手抓住鼠背部及颈部皮肤，将动物固定，右手持注射器，将灌胃针插入动物口中，使口腔与食管成一直线，再将灌胃针沿上腭壁轻轻推进食管，针插入食管时，应感到无阻力，回吸不产生气泡（说明没有插入气管），若感到阻力或动物有挣扎时，应停止进针或拔出针，以免损伤或穿破食管以及误入气管。一般灌胃针插入小鼠为3一4cm，大鼠或豚鼠为4一6cm后可将药物注入。 8、狗的静脉注射，可选用前肢皮下头静脉或后肢隐静脉给药。注射前先使动物侧卧，剪去注射部位的被毛，在静脉向心端处用橡皮带绑紧，使血管充血，从静脉的远端注入针头，待有回血后，松开绑带，缓缓注入药液。 9、吸入麻醉吸入麻醉的麻醉剂，多采用乙醚，用透明密闭的玻璃容器如烧杯，投入浸过5?10ml乙醚的脱脂棉，动物置人烧杯中，盖好盖，20?30秒后，动物便进入麻醉状态，此方法较短时间即可复苏。 10、小鼠颈椎脱位法处死：右手抓住小鼠尾根部，左手拇指和食指用力按住鼠头、右手用力向后拉。使颈椎脱位。即可处死。 二、是非题（下列试题中正确的用（√）号错误的用（×）号） 1、家兔性情温顺，不咬人也不会伤人，很易抓取。（×） 2、家兔性情温顺，不咬人，但爪很锋利，抓取时要防止被抓伤。（√） 3、提起兔的双耳或腰背部皮肤，即可正确的抓取实验兔。（×） 4、用右手抓住颈背部皮肤提起兔，然后用左手托其臀部，即可正确的抓取实验兔。（√） 5、实验动物一次性给药量取决于药物的配制浓度而与动物种类和给药途径无关。（×） 三、选择题（请选择A、B、C、D中的一项） 1、下列动物中胆子小，抓取时一般不伤人的动物是D