蓝藻水华爆发过程溶解性有机质产生及其降解过程研究(DOC)

中国太湖蓝藻水华发生的生态学机制研究
近年来中国太湖频繁出现蓝藻水华，给当地的生态环境和水资源带来了很大的
威胁。

为了探究这一问题，很多学者对太湖蓝藻水华发生的生态学机制进行了深入的研究。

首先，太湖水华形成的根本原因是水体富营养化，这一现象的产生是由于人类
活动和自然因素等多种因素综合作用的结果。

太湖周边的人口不断增多，随之而来的是大量的化学污染物、生活垃圾和废水排放。

这些垃圾和废水中包含了丰富的营养物质，如氮、磷等，这些养分在水中会转化为植物生长所需的有机物质，形成水体富营养化的现象。

其次，太湖水体富营养化的产生又加速了藻类生长的速度。

水华是以蓝藻为主的。

蓝藻是一种单细胞生物，其存在形式通常是细胞在水体中聚集，形成大量类似显微镜下观察到的绿色细胞。

太湖的富营养化使得水体中的营养物质含量非常高，对蓝藻的生长起到了极大的促进作用。

除此之外，太湖蓝藻水华的形成还与环境因素的影响有关。

在太湖生态系统中，夏季的气温和光照强度都非常高，这为蓝藻的生长创造了非常有利的环境条件。

此外，太湖的水体水动力学也非常重要，由于太湖的面积较大，因此水流运动较慢，这为蓝藻在水体中停留生长提供了足够的时间和空间。

总之，太湖蓝藻水华发生的生态学机制非常复杂，需要多个因素的综合作用才
能真正达到发生水华的程度。

因此，为了预防和治理水华问题，不仅需要从源头上控制污染物的排放，还需要综合考虑水文、生态、环境等因素，制定出一系列科学合理的管理办法，以达到最佳的治理效果。

第23卷　第11期2008年11月地球科学进展ADVANCES IN E ARTH SC I E NCEVol.23　No.11Nov.,2008文章编号:100128166(2008)1121115209湖泊蓝藻水华生态灾害形成机理及防治的基础研究3吴庆龙1,谢　平2,杨柳燕3,高　光1,刘正文1,潘　纲4,朱本占5(1.中国科学院南京地理与湖泊研究所,湖泊与环境国家重点实验室,江苏　南京　210008;2.中国科学院水生生物研究所,淡水生态与生物技术国家重点实验室,湖北　武汉　430072;3.南京大学,污染控制与资源化研究国家重点实验室,江苏　南京　210092;4.中国科学院生态环境研究中心,环境水质学国家重点实验室,北京　100085;5.中国科学院生态环境研究中心,环境化学与生态毒理学国家重点实验室,北京　100085)摘　要:湖泊具有供水、渔业、旅游、维持区域生态系统平衡等功能,是支撑我国经济和社会发展的重要资源之一。

但是近30年来,湖泊富营养化所导致的蓝藻水华频繁暴发,生态灾害事件频发,严重影响湖泊功能的发挥,制约区域经济可持续发展。

针对国家在保障区域水安全和生态安全、保护人民健康及建设和谐社会等方面的重大需求,国家重点基础研究发展计划项目“湖泊蓝藻水华生态灾害形成机理及防治的基础研究”于2008年7月正式立项。

项目拟解决的关键科学问题包括:①湖泊蓝藻水华主要衍生污染物的形成机理、迁移转化规律和毒理效应;②蓝藻水华导致湖泊生态系统结构变化和功能退化的机理;③蓝藻水华生态灾害评估及调控机理。

针对上述科学问题,项目以蓝藻水华污染物的产生、湖泊生态系统结构与功能的响应以及生态灾害的评估与调控为研究主线,重点开展以下几个方面的研究:①蓝藻水华衍生污染物的产生及其环境过程;②蓝藻水华衍生污染物的毒理效应与生态和健康风险;③蓝藻水华导致湖泊生态系统结构变化与功能退化的关键过程和机制;④蓝藻水华灾害治理和调控的的技术原理和途径。

2020年m月刊|技术水产养殖迪塘蓝勰縱文I珠海市现代农业发展中心罗志平黄聪灵李勇骆明飞古群红广东粤海饲斜集团公司陈光立珠海市金湾区动物疫病预防控制中您曾荣蓝藻又叫蓝细菌、蓝绿菌、蓝绿藻，是单细胞原核生物。

蓝藻在自然水体中分布广泛，多现于盛夏高温期、水质欠佳的水产养殖池塘。

生产上由于管理疏忽、处置不当而导致藻情反复，蓝藻灭而不尽、捞而不绝，甚至大面积爆发，在池塘下风口水表层形成一层厚厚的类似于油漆样带有腥臭味的浮沫物质（被称为“绿潮”“水华”），从而引发养殖品种大量死亡，造成严重的经济损失。

做好蓝藻综合防控，降低养殖风险，提高养殖效益，保障养殖生产顺利开展，是养殖生产中的一大关键技术问题。

一、蓝藻产生的原因1.蓝藻喜欢生活在有机质丰富且pH值较高的水体中，夏季水体高温、富营养化、受污染等是导致蓝藻爆发的主要原因。

一般的，蓝藻受其它藻种的生长制约不会大规模爆发，但当水温25~35七时，蓝藻的生长速度比其他藻类快。

2.乱用、滥用杀虫杀菌药物破坏池塘菌相、藻相平衡。

乱用生物制剂，水质管理不到位，造成蓝藻爆发。

3.添加的外源水中富含蓝藻，造成蓝藻爆发。

半封闭、不经常换水的池塘，气温升高后易造成蓝藻爆发。

4.蓝藻的发生和水体的营养元素比例失衡有很大关系。

蓝藻中某些种类具有固氮能力，能够利用空气中的氮气合成自身需要的氮肥，从而改变水体中的氮磷比。

二、蓝藻的危害1.造成水体缺氧，从而导致水生动物死亡。

蓝藻大量繁殖引起水质恶化，严重时大量消耗水体中氧气使水体缺氧而造成鱼虾等养殖品种死亡；死亡藻体被分解时又消耗氧气，造成恶性循环。

2.蓝藻产生的毒素能直接或间接通过食物链危害水生动物，如微囊藻会产生微囊藻毒素（microcystins,简称MCs）,会对鱼类、虾类产生毒害，蓝藻毒素量多时可直接造成养殖对象中毒死亡；也可通过食物链积累效应危害养殖对象，乃至危害人体。

3.蓝藻繁殖过盛会抑制其它有益藻类生长，破坏水体菌相、藻相平衡，造成溶氧、pH值等昼夜变化剧烈。

学号：20141226552
南京信息工程大学
研究生学位论文开题报告
及论文工作实施计划
所在院（所）应用气象学院
学科专业生态学
研究生孙伟
学位级别硕士
导师李琪
开题报告日期2015.12.23
入学年月2014年9月
南京信息工程大学研究生院
2015年12 月23 日
说明
1、论文开题报告由研究生向院（所）报告后，听取意见并整理成文后填写；
2、论文工作实施计划由指导教师填写；
3、博士生在第六学期结束前完成，硕士生在第三学期结束前完成；
4、本表一式一份，提交研究生院审核盖章后，由学院留存整理归档。

一、论文开题报告
六、创新方面
原位观察藻类消亡过程DOM的产生，更符合实际
DOM的产生和变化进行了系统的研究，明确藻源性DOM在湖泊生态系统的循环和变化过
二、论文工作实施计划
（二）论文工作的具体进度与安排。

蓝藻彻底水解产物引言蓝藻是一种常见的微生物，也被称为蓝绿藻或蓝藻细菌。

它们存在于自然界中的淡水和海水环境中，并且在光合作用过程中释放氧气，对维持生态平衡起着重要的作用。

然而，当蓝藻大量繁殖时，会引发水体富营养化和蓝藻水华等问题，对生态环境和人类健康造成威胁。

蓝藻水解是一种有效的控制蓝藻水华的方法。

通过将蓝藻暴发水域进行水解处理，可以将蓝藻彻底分解为无害的产物，减少对水体的污染，恢复水体生态平衡。

本文将详细介绍蓝藻彻底水解产物的相关内容。

蓝藻彻底水解的原理蓝藻彻底水解是利用化学或生物学方法将蓝藻完全分解为无害的产物。

其主要原理包括物理破碎、化学处理和生物降解等过程。

1.物理破碎：蓝藻在水中形成水华后，会聚集成块或形成浮游团，这些聚集体需要经过物理破碎才能更好地进行后续处理。

物理破碎可以通过机械搅拌、超声波处理或高压水射流等方法实现，将蓝藻聚集体分散为较小的颗粒。

2.化学处理：蓝藻彻底水解的关键步骤是化学处理。

常用的化学处理方法包括氧化、还原和酸碱中和等。

氧化剂如过氧化氢、高锰酸钾等可将蓝藻细胞膜破坏，使其释放出细胞内的有机物质；还原剂如亚硫酸氢钠可以将蓝藻细胞内的色素还原成无色物质；酸碱中和则可以调节溶液的酸碱度，促进蓝藻的分解。

3.生物降解：化学处理后的蓝藻产物仍然可能含有一定的有机物质，这些有机物质需要通过生物降解进一步分解。

生物降解可以利用微生物或酶的作用，将有机物质转化为无害的气体（如二氧化碳和水）或无机盐等物质。

蓝藻彻底水解产物的种类和特性蓝藻彻底水解后，会产生多种不同的产物，其种类和特性取决于水解过程中使用的方法和条件。

1.无机盐：蓝藻中含有的无机盐，如氮、磷等，在水解过程中会被释放出来。

这些无机盐可以作为水体的养分，对水生生物的生长发育有一定的促进作用。

2.有机物质：蓝藻中的有机物质在水解过程中会经过化学处理和生物降解，最终转化为无害的有机物质。

这些有机物质可以被水生生物利用，参与生态系统的物质循环。

水体藻类爆发和水华形成的原因和治理途径去除藻类与控制其生长是湖泊水库水体恢复与保护的难题，本文从藻类产生的原因和治理措施着手，试图归纳出一个比较有效的手段来解决长期以来反复困扰人们的难题，供同行参考。

1. 为什么黑臭河道和污染严重的水体没有藻类的产生？答：黑臭河道内的有机污染物含量和浓度都比较高，其中的污染物消耗了水体中的大量的氧，造成水体中的溶解氧含量相当低，生态平衡遭到严重破坏。

所以藻类等低等微生物和植物都没有生存的条件。

但是藻类生长的营养源还是客观存在。

在河道治理的初级阶段，采取曝气复氧措施后，水体中的溶解氧得到了部分提高，加上温度合适，光照合适，藻类生长的条件就成熟了，因为原来水体中存在的低等生物抗污染能力强、繁殖快、不易消亡，流入水体中及原有水体中的富含磷、氮等营养源给了这些藻类等低等生物的生长提供了生物能量。

致使通过污染治理后的初级阶段，藻类等低等生物迅速繁殖，形成另一公害而存在。

而该公害也是表示水体将遭破坏的标志。

2. 治理的总体指导原则是什么？答：水体环境将是继续治理改善和不治理将进一步恶化的关键。

治理的原则是：（1）标本兼治，分步实施；（2）物理化学治理为辅（指标），生物治理为主（治本）；（3）对症治理为解决燃眉之急，长期维护为长治久安之策；（4）单项阶段治理打好基础，建立综合生态体系维系水体健康。

逐步创建水体的自我平衡和自我修复的生态环境。

3. 治理的阶段和过程如何？怎样操作？答：杀灭藻类和消除水华（1）采用物理方法：捞取水体中的丝状藻类和其它漂浮物。

有条件的地方采用循环过滤的方法去除水藻。

（2）采用化学方法：（经常使用容易引起化学物质积累，造成二次污染；藻类等浮游生物产生耐受性，微生物变异等后果）使用硫酸铜、季铵盐、活性剂、高锰酸钾、聚合氯化铝、硫酸亚铁等化学药剂，对过多的浮游生物、藻类进行杀灭、絮凝、沉降等手段，能够比较迅速改善水质，看到效果。

但是，这些效果只是暂时的、局部的，由于没有从根本上消除降解营养源，原来水体中的底等生物抗污染抗杀灭的能力比较强，一旦这些药剂的浓度减低、反应作用弱化后，这些低等生物又会迅速生长，恢复原样。

中国环境科学 2018,38(9)：3494~3501 China Environmental Science 太湖蓝藻水华期可溶有机物的生物降解许明*,刘伟京,白永刚,涂勇(江苏省环境科学研究院,江苏省环境工程重点实验室,江苏南京 210036)摘要：以太湖蓝藻水华期产生的可溶有机物(DOM)为代表,研究溶解性有机碳(DOC)、有色DOM(CDOM)以及荧光DOM(FDOM)的生物降解,并结合平行因子分析和二维相关图谱分析(2D–COS)揭示独立FDOM组分的变化特征.结果表明,降解初期DOC浓度剧烈下降,而后缓慢降低,且与CDOM浓度线性相关.G模型拟合确定DOC中活性、半活性以及非活性部分分别占40%,37%,23%,表明藻华期DOC中大部分(77%)可在短期内降解.SUV A254、S R、HIX等指标变化说明生物降解中DOM的芳香度、平均分子质量、腐殖度等逐渐升高.4个独立FDOM组分的生物活性大小为:类色氨酸组分>类酪氨酸组分>类富里酸组分>类腐殖酸组分,其中类色氨酸和类酪氨酸是活性和半活性FDOM的主要组成,而类富里酸和类腐殖酸组分是非活性FDOM的主要组成.结合2D–COS进一步发现激发波长较低的荧光组分优先被微生物降解.关键词：蓝藻水华；可溶性有机质；生物降解；三维荧光光谱；二维相关分析中图分类号：X524 文献标识码：A 文章编号：1000–6923(2018)09–3494-08Biodegradation of dissolved organic matter in Lake Taihu during cyanobacterial blooms. XU Ming*, LIU Wei-jing, BAI Yong-gang, TU Yong (Jiangsu Key Laboratory of Environmental Engineering, Jiangsu Provincial Academy of Environmental Science, Nanjing 210036, China). China Environmental Science, 2018,38(9)：3494~3501Abstract：Occurrence of cyanobacterial blooms can induce considerable patchiness in the quantity and quality of dissolved organic matter (DOM). The present study investigated the changes of dissolved organic carbon (DOC), chromophoric DOM (CDOM) and fluorescent DOM (FDOM) in an inoculated 32-day laboratory incubation. The biodegradation of individual FDOM components was further studied using parallel factor analysis (PARAFAC) and two dimension correlation spectroscopy (2D-COS). The results showed that the DOC concentration decreased significantly initially, followed by a slow biodegradation. Fitting by G model successfully separated the DOC into labile (40%), semi-labile (37%) and refractory (23%) pools, suggesting that 77% of the DOC can be metabolized quickly after its production. The values of SUV A254, spectral slope ratio, and HIX indicated that the aromaticity, molecular weight, and humic degree of DOM increased with biodegradation. The bioavailability of 4PARAFAC components followed the order of: tyrosine- > tryptophan- > fulvic acid- > humic acid-like component. Tyrosine- and tryptophan-like component accounted for a large proportion of the labile and semi-labile DOM, while the refractory DOM was mainly composed of fulvic-acid- and humic acid-like component. Synchronous fluorescence spectra combined with 2D-COS revealed that the fluorescent compounds with lower excitation wavelengths were preferentially biodegraded.Key words：cyanobacterial blooms；dissolved organic matter；biodegradation；EEM；2D-COS目前水体中浮游藻类暴发式生长,大量的代谢产物和藻体降解产物作为可溶有机物(DOM)进入水体[1-2].DOM成分复杂,主要包含糖类、蛋白质以及腐殖质等[3].生物降解作为DOM主要环境行为之一,不仅与DOM浓度和结构密切相关[4],而且对微生物群落和营养网结构具有重要影响[5].此外,DOM生物降解可消耗溶解氧,促进湖泛形成[6],而新兴有机污染物的自然消减也受DOM生物活性调控[7].由于DOM在化学组成和结构上具有高度的异质性,不同组分对环境条件与生物降解的响应显著不同,故有必要探究不同组分的具体演化机制.然而,目前关于藻华期不同DOM组分在生物降解中动态变化的异质性研究较少.DOM结构复杂,按一定的组成特性分析有利于认识DOM的降解特征.目前DOM的主要示踪方法包括溶解性有机碳(DOC)、发色DOM(CDOM)及荧光DOM(FDOM)等[8-9].其中DOC可衡量DOM的宏观碳含量,而CDOM(吸收光谱)和FDOM(荧光光谱)可深层地揭示DOM的组成、分子结构、来源及演化[10-11].除了特定波长处的绝对吸收值和荧光强度、不同波段的比例、光谱指数以及特定区域斜率等指标,光谱联合数学模型也可加深对DOM环境演变的收稿日期：2018–02–01基金项目：江苏省科技厅社会发展－面上项目(BE2017765);南京市科技计划项目(201716004)* 责任作者, 高级工程师, yexumingbai@9期 许 明等：太湖蓝藻水华期可溶有机物的生物降解 3495理解.三维荧光光谱结合平行因子分子(EEM– PARAFAC)能够分离出独立荧光组分,有效解决不同荧光团的区域重叠问题[12-13].二维相关光谱分析(2D–COS)可揭示不同DOM 结构应对外部因素的敏感度和反应顺序[14].关于2D–COS 应用于DOM 生物降解目前仍未见报道.本研究以太湖藻华期DOM 为研究对象,通过生物培养测定,结合多种分析手段,考察溶解性有机碳(DOC)、CDOM 以及FDOM 等在生物降解中的演化特征,旨在理解藻华期DOM 的生物化学特征以及环境归趋. 1 材料与方法 1.1 样品采集及准备于2017年7月在太湖梅梁湾蓝藻暴发区用棕色玻璃瓶(450℃预烧4h)采集5L 含有藻浆的湖水,先用0.70μm 孔径的预烧玻璃纤维滤膜(Whatman)过滤,再用0.22μm 孔径的聚碳酸酯滤膜(Millipore)过滤,滤液冷冻备用.设置两个平行实验,取平均值.在同样点位用抓泥斗采集表层沉积物样品,添加100g 沉积物到800mL 过滤湖水中,振荡培养过夜后用0.22μm 的聚碳酸酯滤膜过滤,将滤膜上的微生物洗脱至无菌水中,作为接种液备用. 1.2 生物培养测定DOM 的生物降解按文献[15-16]方法执行,具体如下:将48mL 过滤湖水分别置于15个锥形瓶中(450℃预烧4h),添加2mL 接种液,并添加一定浓度的无机营养盐,使得最终氨氮、硝酸盐氮和磷浓度分别为9.5, 9.8, 2.0mmol/L.用通气橡胶塞封口,在黑暗条件下恒温(25℃)振荡.分别于0, 4, 8, 16, 32d 取出3个锥形瓶,立即过滤,测定滤液的DOC 浓度、吸收光谱以及荧光光谱.另外,对照实验表明接种液产生的DOM 可忽略不计. 1.3 DOM 分析表1 常用CDOM 和FDOM 的相关指标描述Table 1 Description of commonly used optical properties of CDOM and FDOM指标计算方法作用参考文献SUV A 254 254nm 处的吸收系数除以DOC 浓度 该值较高表明CDOM 中芳香物较多 [18] S 275-295,S 350-400 用指数函数对相应波长范围内的吸收光谱进行非线性拟合该值较高表明CDOM 中低分子质量物质较多或者芳香度降低[19]S RS 275-295与S 350-400之比该值与CDOM 分子质量负相关 [19]r (A,T) A 峰(EX260/EM450)与T 峰(EX275/EM304)荧光强度之比该值表明FDOM 中类富里酸(低活性)组分与类蛋白(高活性)组分含量之比[20] r (C,A) C 峰(EX340/EM440)与A 峰(EX260/EM450)荧光强度之比该值表明FDOM 中类腐殖酸组分与类富里酸组分含量之比[21] r (C,T) C 峰(EX340/EM440)与T 峰(EX275/EM304)荧光强度之比该值表明FDOM 中类腐殖酸(低活性)组分与类蛋白质(活性)组分含量之比[20]荧光指数(FI) EX370/E M 470处与EX370/EM520处的荧光强度之比 该值表明FDOM 中陆源组分和微生物来源组分含量之比 [21]腐殖指数(HIX)EX254/EM(435–480)区域内的荧光强度与EX254/EM(300–345)+EM(435–480)区域内的荧光强度之比该值较高表明FDOM 中腐殖质组分含量较高或腐殖化程度较高[22]生源指数(BIX) EX310/E M 430处与EX310/EM380处的荧光强度之比 该值大于1表明FDOM 中自生性组分含量较高 [22]DOC 浓度由TOC -Vcph 型总有机碳分析仪(岛津,日本)通过高温燃烧(680℃)联用非色散红外检测测定.吸收光谱由UV -2550型紫外可见分光光度计(岛津,日本)测定,光程路径10cm,测试波段200~ 800nm,间隔1nm,以700nm 处吸收值校正基线,Milli -Q 水为参比.吸收系数a λ(m -1)按式(1)计算:2.303A a r λλ= (1) 式中:A λ为波长λ处吸光度,r 为光程路径(m).荧光光谱由F -7000型荧光分光光度计(日立,日本)测定,激发光源为150W 氙弧灯,光电倍增管电压为700V .同步荧光光谱的扫描波段200~450nm,间隔1nm,发射波长与激发波长差值∆λ为60nm,扫描速度240nm/ min.EEM 光谱的激发扫描波段200~450nm,间隔5nm,发射扫描波段250~550nm,间隔1nm,狭缝宽度5nm,扫描速度1200nm/min.采集光谱后,首先按仪器相关方法修正内部误差,继而通过瑞利效应赋值和拉曼散射综合区域标准化消除干扰峰.将EEM 数据导入MATLAB(R2012a 版本)软件,用drEEM 工具箱(1.0版本)进行:(1)内滤效应修正;(2)扣除空白修正;(3)将荧光强度归一化为激发波长350nm 处的拉曼信号强度(RU 350)[17].内滤效应修正公式为:3496 中 国 环 境 科 学 38卷Ex Em ()/2cor obs 10A A F F +=× (2)式中:F obs 和F cor 分别为修正前后的荧光强度,A Ex 和A Em 分别为相应激发和发射波长处的吸光度.按表1计算吸收光谱和荧光光谱的相关指标. 1.4 数据分析1.4.1 生物降解模型 G 模型基于一级降解动力学理论,假定DOM 中活性组分和半活性组分的生物降解遵循一级动力学,而非活性组分不会被降解,且与水质、微生物、培养方式无关[23].采用G 模型拟合DOM 的生物降解,如式(3)所示:120123DOC e e e k t k t C C C −−=++ (3)式中:t 为降解时间(d),C 1、C 2、C 3分别为活性、半活性和难降解DOC 的浓度(mg/L),k 1、k 2为降解系数(d -1).采用SigmaPlot 软件(12.0版本)对不同降解时间t 的DOC 浓度进行非线性拟合,得到C 1、C 2、C 3. 1.4.2 PARAFAC 分析 通过交替最小二乘算法,把整个EEM 数据矩阵分离为相互独立的荧光组分,每个组分代表一个单独的荧光团或者一组强烈共变化的荧光团.采用drEEM 工具箱对样品的EEM 数据进行PARAFAC 运算,该工具箱以N -way 工具箱中的PARAFAC 算法为内核.通过比较不同组分数量的残差分布以及S4C6T3半检验分析验证模型有效性,并将最终得到的每个组分最大荧光强度(F max )作为其相对浓度[17].1.4.3 2D–COS 分析 2D–COS 分析可通过信号峰之间变化的关系揭示不同DOM 组分在生物降解中的反应顺序.以降解时间为外部扰动因素,用2D Shige 软件(关西大学,日本)对同步荧光光谱进行2D–COS 分析,并将同步图和异步图用Matlab 软件重新绘制.1.4.4 统计学分析 用Origin 8.5软件计算平均值和标准差.采用单样本T 检验比较结果,若P < 0.05,认为具有显著性. 2 结果与讨论2.1 生物降解中DOC 变化如图1所示,藻华期湖水的初始DOC 浓度为(29.10 ± 2.37) mg/L,经过32d 生物降解后,降低至(7.11 ± 0.51) mg/L,去除率达76%.其中前8d 平均降解速率为2.35mg C/(L·d),而后24d 平均降解速率仅为0.13mg C/(L·d).因此,降解初期DOM 中活性组分被微生物快速利用,但随时间推移,非活性组分难以被降解.通过G 模型拟合,发现活性,半活性以及非活性DOC 浓度分别为11.74, 11.16, 6.65mg/L (R 2= 0.9776).与河水、城镇污水以及土壤等陆源DOC 相比[15,24-25],藻华DOC 的生物活性较高(77%).文献报道藻源DOM 在生物反应器中5d 内DOC 浓度可降低40%[26].这些值意味着藻华产生的DOC 中活性组分(40%)可在湖泊表层短期内降解,半活性组分(37%)的降解需要数十天,经水团交换后更可能发生湖泊深层[23].然而,非活性组分(23%)降解周期未知,可作为碳库长期存在.降解时间(d)51015 20 25 3035D O C 浓度(m g /L )5101520253035图1 经历不同生物降解时间后的DOC 浓度变化以及G 模型拟合Fig.1 Concentrations of DOC after biodegradation withvarying time, along with the G –model fitting2.2 生物降解中CDOM 变化如图2a 所示,藻华期湖水CDOM 的吸收系数250~600nm 呈指数式降低,其中波长小于300nm 的CDOM 与蛋白发色团有关,而300~400nm 之间的CDOM 则可能来自于蓝藻体内的紫外线保护剂[27].以a 254表征CDOM 的浓度,在32d 的生物降解中从(33.37 ± 2.26)m -1降低至(22.55 ± 0.47)m -1(表2),且与DOC 浓度显著相关(P < 0.05)(图2b).藻华CDOM 的初始SUV A 254值为(0.51 ± 0.21)L/(mg C·m),低于常见地表水的SUV A 254值(1.0~6.0L/(mg C·m))[9],说明其主要包含254nm 处无吸收的小分子脂肪族物质.极低的SUV A 254值也证实了蓝藻生物量是藻华期湖水CDOM 的主要来源.微生物消耗小分子脂肪族物质,而大分子腐殖类物质不易被降解,故腐殖类物质比例升高,SUV A 254值升高.9期许 明等：太湖蓝藻水华期可溶有机物的生物降解 3497250 300 350 400 450 5005吸收系数(m -1)波长(nm)5 10 15 20 25 30351620 24 28 32 36 a254(m -1)DOC(mg/L)图2 经历不同生物降解时间后的DOM 吸收光谱变化Fig.2 Absorption characterization of DOM afterbiodegradation with varying timea 为吸收系数变化;b 为a 254与DOC 浓度的线性拟合CDOM 的吸收光谱斜率S 和斜率比S R 与其相对分子质量和芳香度密切相关[20].地表水CDOM 的S 275–295值为0.012~0.023nm -1,其值越低意味着DOM的相对分子质量越高[9].本研究中S 275–295值随生物降解而逐渐降低,而S 350–400值逐渐升高.这不仅与小分子脂肪族物质降解有关,而且在降解后期微生物残体累积也可能造成S 350–400值升高.S R 值可用来鉴定天然水体CDOM 的来源,其值大于1说明藻体和水生植物是主要来源[9].S R 值从1.71±0.20降低至0.82±0.07,与SUV A 254值变化一致.前人研究也发现河水DOM 在生物降解过程中低波长段CDOM 的损失高于长波长段CDOM [4]. 2.3 生物降解中FDOM 变化2.3.1 FDOM 指标 一般来说,陆源FDOM 的FI 值较低,而微生物来源的FDOM 的FI 值较高[22].藻华期湖水FDOM 的初始FI 值为1.83 ± 0.01,接近于蓝藻胞内有机质的FI 值(1.2~1.8)[28].FI 值在生物降解中变化不明显,但HIX 值显著升高(P <0.05).HIX 值表征FDOM 腐殖化程度,其原理是由于腐殖化过程中H/C 值降低,荧光分子的发射光谱向长波长移动,故HIX 值升高.虽然第16~32d 内DOC 浓度变化较低,但HIX 值显著升高,表明微生物可将低腐殖度组分转化高腐殖度组分.初始BIX 值大于1,证实藻华期湖水FDOM 的自生性.随着自生性物质被降解, BIX 值逐渐降低,但在降解后期呈现波动式变化.前人研究藻体生物降解过程中发现了类似的结果[2].与BIX 类似,r (C,T)和r (A,T)可表征FDOM 中类腐殖组分与类蛋白组分的相对含量,这两个比值越高,意味着类腐殖组分相对含量越高.藻华期湖水FDOM 的初始r (C,T)和r (A,T)较低,并随生物降解而升高,表明类蛋白组分含量降低.虽然峰A 和峰C 都与类腐殖物质有关,但两者生物降解中的行为不同.降解初期(前8d)峰A 相对于峰C 优先被降解,从而r (C,A)从0.78 ± 0.08升高到0.91 ± 0.04.然而,降解末期r (C,A)降低至0.87 ± 0.02,说明峰A 和峰C 的总体损失相似.表2 经历不同生物降解时间后CDOM 和FDOM 相关指标变化(平均值±标准偏差) Table 2 Optical properties of CDOM and FDOM after biodegradation with varying time (means ± SD )CDOM 指标 FDOM 指标降解 时间(d) a 254 (m –1) SUV A 254 [L/(mg C ⋅m)]S 275-295(×10-2nm -1) S 350-400(×10-2nm -1)S Rr (A,T) r (C,A) r (C,T) FI HIX BIX0 33.37 ± 2.26 0.51 ± 0.21 1.62 ± 0.20 0.95 ± 0.15 1.71 ± 0.200.70 ± 0.150.78 ± 0.080.54 ± 0.08 1.83 ± 0.01 0.96 ± 0.03 1.07 ± 0.074 29.67 ± 0.26 0.60 ± 0.14 1.32 ± 0.02 1.04 ± 0.08 1.27 ± 0.120.73 ± 0.120.89 ± 0.010.65 ± 0.11 1.85 ± 0.01 1.10 ± 0.06 1.02 ± 0.018 26.12 ± 1.24 1.08 ± 0.05 1.20 ± 0.04 1.13 ± 0.08 1.06 ± 0.05 1.00 ± 0.330.91 ± 0.040.90 ± 0.27 1.86 ± 0.01 1.16 ± 0.110.91 ± 0.0116 24.49 ± 0.93 1.28 ± 0.16 1.17 ± 0.03 1.20 ± 0.060.98 ± 0.02 1.24 ± 0.060.90 ± 0.03 1.12 ± 0.03 1.86 ± 0.01 1.38 ± 0.040.92 ± 0.013222.55 ± 0.471.25 ± 0.141.15 ± 0.02 1.40 ± 0.120.82 ± 0.07 1.54 ± 0.130.87 ± 0.02 1.34 ± 0.15 1.85 ± 0.02 1.65 ± 0.020.96 ± 0.02虽然FI 、HIX 、SUV A 254都与DOM 分子质量、芳香度和生物活性有关,但相关性分析表明它们之3498 中 国 环 境 科 学 38卷间不存在线性关系.如图3所示,表征类腐殖组分和类蛋白组分比例的r (C,T)、r (A,T)、r (C,A)、BIX 以及HIX 之间,r (C,T)和r (A,T)以及HIX 显著相关(P <0.05).这些复杂的相关性表明DOM 结构复杂,各指标代表了不同的组分.然而,由于不同荧光团可能存在覆盖,这些指标只能宏观上体现DOM 的结构变化,无法进一步量化不同荧光组分的具体变化.0.0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0 1.2 1.41.6r (A , T )r (C, T)0.0 0.2 0.4 0.6 0.8 1.0 1.2 1.41.60.30.6 0.9 1.2 1.5 H I Xr (C, T)图3 r (C,T)和r (A,T)以及HIX 的线性相关拟合 Fig.3 Linear relationships between values of r (C,T), r (A,T)and HIXa 为r (C,T)和r (A,T);b 为r (C,T)和HIX2.3.2 PARAFAC 组分变化 通过PARAFAC 运算,共得到4个独立荧光组分,半检验分析表明它们的激发光谱和发射光谱高度重叠(图4).组分C1激发最大值在235nm 处,发射最大值在400nm 处,与文献中的类富里酸组分相似[29].组分C2在235和265nm 处存在激发最大值,在302nm 处存在发射最大值,可归为类蛋白质中的酪氨酸组分[30].组分C3也具有2个激发最大值,分别在235, 275nm 处,一个发射最大值在330nm 处,代表类蛋白质中的色氨酸组分[30].组分C4的2个激发最大值分别位于265, 365nm 处,发射最大值位于460nm 处,与类腐殖酸荧光组分相似[30].以四个荧光组分的F max 之和表示FDOM 浓度,发现C1、C2、C3以及C4分别占21%、20%、40%以及19%,即类色氨酸组分相对含量最高.可以看出,PARAFAC 不仅能够得到具体的独立荧光因子,还可以定量比较不同组分的含量.如图5a 所示,FDOM 浓度在生物降解中降解了60%,不同荧光因子的响应不同.其中C2和C3的F max 值分别从(1.13 ± 0.18) RU 和(2.27 ± 0.13) RU 降低至(0.38 ± 0.03) RU 和(0.52 ± 0.05) RU,去除率分别为66%和77%,而C1和C4的去除率则分别为40%和34%.换言之,4个荧光组分的生物活性大小为C3 > C2 > C1 > C4.进一步用G 模型拟合4个组分的生物降解,结合DOC 的拟合结果可知,活性和半活性DOM 中C3是主要组成,分别占54%和49%,其次为C2(25%和22%),而难降解DOM 中C1和C4各占31%.DOM 中类蛋白组分的含量与活性DOM 组分含量正相关,并且自由态氨基酸能够被异养微生物快速利用[4].但在本研究中,相当一部分的C2和C3(44%和33%)不能被降解,这可能是由于类蛋白组分与类腐殖组分之间潜在的络合作用限制了它们对微生物的利用性,但荧光性并未抑制[31].前人研究发现类色氨酸和类酪氨酸组分含量之和与活性DOC 浓度相关,而类酪氨酸组分含量与半活性DOC浓度相关,说明类酪氨酸组分的生物活性比类色氨酸组分低[32].因此,类蛋白组分中只有活性部分可表征FDOM 的生物活性.如图5b 所示,随着类蛋白组分的快速降解,类腐殖组分相对含量逐渐升高,表明难降解FDOM 主要为类腐殖物质.有文献指出类腐殖物质在生物降解中基本没有变化[4],而在本研究中类腐殖组分也具有一定程度的生物活性.虽然藻华期湖水FDOM 与陆源高度腐殖化FDOM 的荧光光谱相似,但藻华期湖水FDOM 相对新鲜,生物降解程度低,所以更易被降解.类腐殖组分的活性规律取决于其化学组成和降解历史[18].相较而言,组分C1比C4的生物活性高,这主要是因为腐殖酸比富里酸的分子质量高,结构更紧实,难以被微生物分解.总体来说,藻华期湖水FDOM 的活性程度与其他来源的FDOM 不同,具体组分的生物活性有待进一步研究.9期许 明等：太湖蓝藻水华期可溶有机物的生物降解 3499E m(nm)250 300 350 400 450 500 550E x(n m )250300 350 400 450 C1250 300 350 4004505005500.000.05 0.10 0.15 0.20 0.25 0.30 0.35 组分C1荷载 波长(nm)E m(nm)250300350400450500550E x(n m )250300350400450C2250 300 350 400 4505005500.00.1 0.2 0.3 0.4 0.5 0.6 组分C2荷载波长(nm)E m(nm)250 300 350 400 450 500 550E x(n m ) 250300 350 400 450 C3250 300 350 4004505005500.00.1 0.2 0.3 0.4 0.5 组分C3荷载波长(nm)E m(nm)250300350400450500550E x(n m )250300350400450C4 250 300 350 400 4505005500.000.050.10 0.15 0.20 0.250.30 荷载 波长(nm)组分C4图4 PARAFAC 组分的EEM 光谱及半检验分析Fig.4 EEM spectrum of the four PARAFAC components and the highly overlaid excitation and emission spectra estimated usingthe split -half validation procedure0 5 10 15 20 25 30降解时间(d)荧光强度(R U350)4816 32102030405060708090100含量百分比(%)降解时间(d)C1C2C3C4(b)图5 经历不同生物降解时间后PARAFAC 组分变化Fig.5 Changes in the four PARAFAC components after biodegradation with varying timea 为F max 值;b 为含量百分比2.3.3 2D–COS 分析 藻华期湖水FDOM 的同步荧光光谱如图6a 所示,232nm 处的荧光峰为类酪氨酸物质,275nm 处的荧光峰为类色氨酸物质,而326, 364nm 处的2个肩峰可分别归为类富里酸和类腐殖酸物质.以降解时间为外部干扰因素,对荧光光谱进行2D–COS 分析(图6b 和6c).同步图的对角线上,分别在235, 275, 326, 364nm 处观察到4个正交峰,而在235/275nm 、235/364nm 以及275/364nm 附近的3个正交叉峰表明类酪氨酸、类色氨酸和类腐殖酸荧光峰的荧光强度变化一致(随生物降解而降低).根据Noda 规则[33],异步图可以揭示不同波长处光谱变化的顺序.若λ1/λ2处的光谱信号为正,则λ1处的光谱变化比λ2处的更迅速;若λ1/λ2处的光谱信号为负,则λ1处的光谱变化落后于λ2处.在异步图对角线下存在两个负交叉峰,分别位于364/235和364/275nm,而在275/235、326/275以及364/326nm 处的光谱信号均为负,这些光谱特征表明四个荧光峰的变化顺序为:235 > 275 > 326 > 364nm.换言之,低激发波长的FDOM 对生物降解的敏感性更强.结合PARAFAC 结果,虽然类酪氨酸物质对生物降解的敏感度高于类色氨酸物质,但类色氨酸组分的生物活性较高.这可能是因为藻华期DOM 中类色氨酸的底物浓度高于类酪氨酸物质,而降解速率一般与底物浓度成正比.与此不同,2D–COS 分析中采用通过标准化排除3500 中 国 环 境 科 学 38卷了底物浓度的影响.200 250 300350 400 45050100 150 200250 荧光强度波长(nm) 波长(nm)波长(n m )200 250 300 350 400 4500.5×1041×1041.5×1042×1042.5×1043×104波长(nm)波长(n m )200250 300 350 400 450-3000-2000-10000100020003000图6 经历不同生物降解时间后FDOM 的同步荧光光谱变化以及2D–COS 分析Fig.6 Changes in the synchronous fluorescence spectra ofFDOM and 2D–COS analysisa 为同步荧光光谱;b 为同步图;c 为异步图3 结论3.1 藻华期湖水DOM 生物活性很高,生物降解符合G 模型,活性,半活性以及非活性DOC 分别占40%、37%以及23%.大量活性组分的生物降解将消耗大量溶氧,增加湖泛风险.3.2 CDOM 和FDOM 的光谱指标变化说明小分子脂肪族组分生物活性很高,而大分子芳香族组分生物难以被微生物降解,从而DOM 腐殖度升高. 3.3 EEM–PARAFAC 表明4个荧光组分的生物活性大小为:类色氨酸组分C3>类酪氨酸组分C2>类富里酸组分C1>类腐殖酸组分C4,结合2D–COS 进一步发现四个组分的降解顺序为C2 > C3 > C1 > C4.类蛋白组分与类腐殖组分生物活性的异质性表明藻华暴发可改变湖泊水体中的碳源结构,进而影响微生物群落结构.参考文献：[1] 王成林,潘维玉,韩月琪,等.全球气候变化对太湖蓝藻水华发展演变的影响 [J]. 中国环境科学, 2010,30(6):822-828.[2] Zhang Y L, Liu X H, Wang M Z, et al. Compositional differences ofchromophoric dissolved organic matter derived from phytoplanktonand macrophytes [J]. Organic Geochemistry, 2013,55:26-37.[3] Philippe A, Schaumann G E. Interactions of dissolved organic matterwith natural and engineered inorganic colloids: A review [J]. Environmental Science & Technology, 2014,48(16):8946-8962. [4] Cory R M, Kaplan L A. Biological lability of streamwater fluorescentdissolved organic matter [J]. L imnology and Oceanography, 2012,57(5):1347-1360.[5] Wear E K, Carlson C A, James A K, et al. Synchronous shifts indissolved organic carbon bioavailability and bacterial community responses over the course of an upwelling -driven phytoplankton bloom [J]. Limnology and Oceanography, 2015,60(2):657-677. [6] 李佐琛,段洪涛,张玉超,等.藻源型湖泛发生过程水色变化规律 [J].中国环境科学, 2015,35(2):524-532.[7] Tan D T, Temme H R, Arnold W A, et al. Estrone degradation: Doesorganic matter (quality), matter? [J]. Environmental Science & Technology, 2015,49(1):498-503.[8] 闫金龙,江 韬,赵秀兰,等.含生物质炭城市污泥堆肥中溶解性有机质的光谱特征 [J]. 中国环境科学, 2014,34(2):459-465.[9] Hansen A M, Kraus T E C, Pellerin B A, et al. Optical properties ofdissolved organic matter (DOM): Effects of biological and photolytic degradation [J]. L imnology and Oceanography, 2016,61(3):1015- 1032.[10] 崔东宇,何小松,席北斗,等.牛粪堆肥过程中水溶性有机物演化的光谱学研究 [J]. 中国环境科学, 2014,34(11):2897-2904.[11] 李 丹,何小松,高如泰,等.紫外-可见光谱研究堆肥水溶性有机物不同组分演化特征 [J]. 中国环境科学, 2016,36(11):3412-3421. [12] 沈 烁,王育来,杨长明,等.南淝河不同排口表层沉积物DOM 光谱特征 [J]. 中国环境科学, 2014,(9):2351-2361.[13] 刘丽贞,黄 琪,吴永明,等.鄱阳湖CDOM 三维荧光光谱的平行因子分析 [J]. 中国环境科学, 2018,38(1):293-302.[14] Hur J, Jung K Y , Jung Y M. Characterization of spectral responses ofhumic substances upon UV irradiation using two -dimensional correlation spectroscopy [J]. Water Research, 2011,45(9):2965-2974. [15] Hosen J D, Mcdonough O T, Febria C M, et al. Dissolved organic9期许明等：太湖蓝藻水华期可溶有机物的生物降解 3501matter quality and bioavailability changes across an urbanization gradient in headwater streams [J]. Environmental Science & Technology, 2014,48(14):7817-7824.[16] Mcdowell W H, Zsolnay A, Aitkenhead-Peterson J A, et al. Acomparison of methods to determine the biodegradable dissolved organic carbon from different terrestrial sources [J]. Soil Biology & Biochemistry, 2006,38(7):1933-1942.[17] Murphy K R, Stedmon C A, Graeber D, et al. Fluorescencespectroscopy and multi-way techniques. PARAFAC [J]. Analytical Methods, 2013,5(23):6557-6566.[18] Weishaar J L, Aiken G R, Bergamaschi B A, et al. Evaluation ofspecific ultraviolet absorbance as an indicator of the chemical composition and reactivity of dissolved organic carbon [J].Environmental Science & Technology, 2003,37(20):4702-4708. [19] Helms J R, Stubbins A, Ritchie J D, et al. Absorption spectral slopesand slope ratios as indicators of molecular weight, source, and photobleaching of chromophoric dissolved organic matter [J].Limnology and Oceanography, 2008,53(3):955-969.[20] Baker A, Bolton L, Newson M, et al. Spectrophotometric properties ofsurface water dissolved organic matter in an afforested upland peat catchment [J]. Hydrological Processes, 2008,22(13):2325-2336. [21] Cory R M, Mcneill K, Cotner J P, et al. Singlet oxygen in the coupledphotochemical and biochemical oxidation of dissolved organic matter [J]. Environmental Science & Technology, 2010,44(10):3683-3689. [22] Huguet A, Vacher L, Relexans S, et al. Properties of fluorescentdissolved organic matter in the Gironde Estuary [J]. Organic Geochemistry, 2009,40(6):706-719.[23] Sleighter R L, Cory R M, Kaplan L A, et al. A coupled geochemicaland biogeochemical approach to characterize the bioreactivity of dissolved organic matter from a headwater stream [J]. Journal of Geophysical Research-Biogeosciences, 2014,119(8):1520-1537. [24] Saadi I, Borisover M, Armon R, et al. Monitoring of effluent DOMbiodegradation using fluorescence, UV and DOC measurements [J].Chemosphere, 2006,63(3):530-539.[25] Ohno T, Parr T B, Gruselle M C I, et al. Molecular composition andbiodegradability of soil organic matter: A case study comparing two new England forest types [J]. Environmental Science & Technology, 2014,48(13):7229-7236.[26] Nguyen M L, Westerhoff P, Baker L, et al. Characteristics andreactivity of algae-produced dissolved organic carbon [J]. Journal of Environmental Engineering-Asce, 2005,131(11):1574-1582.[27] Maie N, Scully N M, Pisani O, et al. Composition of a protein-likefluorophore of dissolved organic matter in coastal wetland and estuarine ecosystems [J]. Water Research, 2007,41(3):563-570.[28] Korak J A, Wert E C, Rosario-Ortiz F L. Evaluating fluorescencespectroscopy as a tool to characterize cyanobacteria intracellular organic matter upon simulated release and oxidation in natural water [J]. Water Research, 2015,68:432-443.[29] 李晓洁,高红杰,郭冀峰,等.三维荧光与平行因子研究黑臭河流DOM[J]. 中国环境科学, 2018,38(1):311-319.[30] Lee B M, Seo Y S, Hur J. Investigation of adsorptive fractionation ofhumic acid on graphene oxide using fluorescence EEM-PARAFAC [J].Water Research, 2015,73:242-251.[31] Zang X, Van Heemst J D H, Dria K J, et al. Encapsulation of protein inhumic acid from a histosol as an explanation for the occurrence of organic nitrogen in soil and sediment [J]. Organic Geochemistry, 2000,31(7/8):679-695.[32] Guillemette F, Del Giorgio P A. Reconstructing the various facets ofdissolved organic carbon bioavailability in freshwater ecosystems [J].Limnology and Oceanography, 2011,56(2):734-748.[33] Noda I, Ozaki Y. Two-dimensional correlation spectroscopy:applications in vibrational and optical spectroscopy [M]. London: John Wiley and Sons Inc., 2005.作者简介：许明(1982–),男,江苏连云港人,高级工程师,博士,主要从事水污染控制工程.发表论文20余篇.。

蓝藻爆发原因分析及其防控措施蓝藻是一种分布广、适应性很强的藻类，常见蓝藻主要有微囊藻、念珠球藻、颤藻、项圈藻、鱼腥藻、胶鞘藻等。

蓝藻爆发原因蓝藻爆发是由于残饵粪便等有机物过多，水温高、光照强、pH值高、氮磷比例失衡、藻相菌相不平衡、日常管理不当等造成的。

蓝藻的危害1、蓝藻大量繁殖，最终形成优势种群，在此过程中蓝藻会大量产生蓝藻毒素，限制其它藻类繁殖，从而使水体藻相结构不正常，藻相单一，最后只剩蓝藻。

2、pH升高（9.0以上），养殖动物长期生长在这种水体里生长速度会减慢，时间久了还会出现碱中毒的现象，苗种成活率降低。

一旦赶上“暴晴天”水体溶解氧会过饱和，导致气泡病而大量死亡，直接造成经济损失。

3、蓝藻大量死亡，沉积在池塘底部，经过厌氧菌的发酵分解，使池塘底部环境严重恶化，发热、发臭。

蓝藻在死亡以后会产生三大毒素：神经毒素、细胞内毒素和肠毒素，养殖动物摄食后，轻者出现肠炎，重者会中毒而死亡。

对虾池塘蓝藻问题处理高温季节容易出现蓝藻水华，pH居高不下，蓝藻毒素损害虾的肝胰脏及神经，对虾出现肠道弯曲、消化不良、白便等症状。

解决方案：遇到蓝藻要适度降低水位，多开增氧机，形成水流，少量蓝藻可采用以下几个方法控制：方案一：腐植酸钠1-2公斤/亩，“强效EM”1瓶配合红糖2斤发酵2-3天，泼洒2-3亩，抑制蓝藻疯长。

方案二：高浓度“利生素” “强效EM”控制，适度用“鱼虾可乐（氨基酸培藻精）”3亩/瓶“速调107” 2亩/瓶肥水。

当大量蓝藻形成水华时，可局部或全塘杀藻后，再采取以上操作。

河蟹池塘蓝藻问题处理预防方案：（1）定期泼洒“利生素”3亩/袋，配合“强效EM”3亩/瓶，补充水体有益菌，可预防蓝藻爆发。

（2）定期使用“生物底爽”10亩/袋，减少塘底淤泥的蓄积，从根本上切断蓝藻营养来源，调节水体营养比例，使水体有益藻类（如：硅藻、绿藻等单胞藻类）成为优势藻种群，有效抑制蓝藻爆发。

三峡水库香溪河库湾蓝藻水华生消过程初步研究
三峡水库香溪河库湾蓝藻水华生消过程初步研究
2008年6月三峡水库部分支流库湾第一次暴发大面积蓝藻水华,表明水库支流库湾生态环境已经恶化.以香溪河库湾为例,于2008年6月6日～7月25日,每间隔7天在库湾14个采样点采集水样一次,对蓝藻水华进行监测,研究蓝藻水华生消过程及其影响因素.结果表明,这次水华自2008年6月9日暴发,6月20日达到顶峰,7月11日结束,持续大约1个月;综合营养状态指数(TSI)与叶绿素a(Chl.a)所指示的水体营养状态,将同时满足TSI>60与Chl.a>20 μg/L两个条件的区域边界视为蓝藻水华暴发的临界状态;整个水华暴发过程大致可分为两个阶段:6月9～25日和7月3～11日.水华暴发区域主要集中在距河口20～30 km 处相对稳定的库湾中上游区域,适宜的水动力条件是水华暴发的必要条件.此次水华的消落过程主要受到磷含量降低的限制以及氮磷比的影响,当氮磷比显著升高时,蓝藻的生长受到抑制.总氮总磷比在10～25之间比较适宜蓝藻的大量生长,因此限制磷元素的入库通量对于预防和控制库湾水华的暴发具有重要意义.
作者：张敏蔡庆华王岚徐耀阳孔令惠谭路作者单位：张敏,王岚,徐耀阳,孔令惠,谭路(淡水生态与生物技术国家重点实验室,中国科学院水生生物研究所,湖北,武汉,430072;中国科学院研究生院,北京,100049)
蔡庆华(淡水生态与生物技术国家重点实验室,中国科学院水生生物研究所,湖北,武汉,430072)
刊名：湿地科学ISTIC英文刊名：WETLAND SCIENCE 年，卷(期)：2009 7(3) 分类号：X832 关键词：蓝藻水华氮磷叶绿素a 香溪河库湾三峡水库。

关于蓝藻水华（1）爆发蓝藻是池塘养殖的噩梦，每年因蓝藻爆发导致的损失是难以估量的。

可以说，藻类控制的第一关键是如何避免蓝藻爆发。

其实，一般养殖人员所说的蓝藻爆发在学术上应称为“蓝藻水华”，其关键问题是“水华”。

水华（Algae Bloom），是指淡水水体中藻类短期内大量繁殖、老化、大量积累于水面的一种自然生态现象。

池塘水华的出现表明藻类生态系统失衡、水体富营养化、自净能力降低或丧失、池塘生态系统恶化甚至崩溃。

蓝藻是最原始、最古老的藻类，据考证，大约在34亿年前就已经在地球上出现，蓝藻能进行光合自养。

近代研究发现蓝藻没有细胞核、色素体、线粒体及内质网，且其细胞壁的主要组成也是粘缩肽，这些都与细菌相似，被归入原核生物，称为蓝细菌。

蓝藻本身没有多少危害，就怕蓝藻老化形成水华。

蓝藻形成水华时，蓝藻已经处于濒死状态，一方面将严重抑制浮游植物利用光合作用产生氧气，另一方面也阻隔空气中的氧进入水体，导致水体中溶解氧严重不足。

长时间出现缺氧或亚缺氧状态，会使水体持续恶化，进一步破坏水质，水生生物窒息而亡，造成生态失衡。

而最为严重的问题是，某些有毒蓝藻死亡释放大量的藻毒素，使养殖动物暴发病害或中毒死亡！养殖户需要明白的一点是，蓝藻水华的出现是水质恶化的结果，不是水质恶化的原因！当然，蓝藻的暴发也加速了池塘生态系统的恶化，尤其是老化、死亡的蓝藻释放的藻毒素对所有养殖动物都有剧毒。

因此，应该从源头上防止蓝藻水华的出现（不要让水质恶化），而不是纠缠于蓝藻水华用什么药物能处理（没有一种药物能处理恶化的水质）。

一旦出现蓝藻水华，不是杀了蓝藻就完事，而是必须重建池塘生态系统。

虽然目前蓝藻水华大多归咎于水体的氮、磷和有机污染，但在池塘养殖过程中蓝藻水华的出现也不尽是富营养化所造成的。

有些水质属性本身就更容易生长蓝藻，但只要蓝藻不老化，不形成水华，不产生藻毒素，池塘中蓝藻数量的多少并没有任何问题。

想控制好蓝藻，避免老化和形成水华，必须了解蓝藻的特性。

蓝藻水华的爆发机制及控制对策研究摘要：本文旨在介绍以太湖为例的蓝藻水华的爆发机制及控制对策。

文章简述了蓝藻的构成及对蓝藻水华的定义；从内外两个方面深入探讨引起蓝藻爆发的原因；详述了如何以控污截源、生态修复、流域管理等手段控制蓝藻水华的持续爆发；并概括了蓝藻水华对当地水生态系统带来的危害及如何有效利用蓝藻水华。

关键词：太湖，蓝藻水华，爆发机制，控制对策1.蓝藻1.1基本特征1）细胞壁由纤维素（内层）和果胶质（外层）组成，细胞外有的具胶被或胶鞘。

2）无色素体，色素均匀地散在细胞周围的原生质内。

色素成分主要为叶绿素a、β胡萝卜素、藻胆素。

藻胆素是蓝藻的特征色素，包括蓝藻藻蓝素（c-phycocyanin, C34H47N4O8）、蓝藻藻红素(c-phycoerythrin, C34H42N4O9) 和别藻蓝素(Allophycocyanin)等。

3）无细胞核，只具核质而无核仁和核膜。

属原核生物，称为蓝细菌（Cyanobacteria）4）同化产物主要是蓝藻淀粉(Cyanophycean starch)。

1.2繁殖方式主要为营养繁殖和孢子繁殖，未发现有性繁殖，可产生的孢子有：内生孢子、外生孢子、厚壁孢子（休眠孢子）、藻殖孢。

营养繁殖常见为细胞分裂，特殊为藻殖孢繁殖。

（1）段殖体是蓝藻藻丝上两个营养细胞间生出的胶质隔片(凹面体)或由间生异形胞断开后形成的若干短的藻丝分段，又称藻殖段或连锁体。

图1 繁殖方式图（2）厚壁孢子系由普通营养细胞增大体积，积累丰富营养，然后细胞壁增厚而成。

厚壁孢子有极强的生命活力，能在不利环境条件下长期休眠。

（3）异形胞是丝状蓝藻类(除了颤藻目以外)产生的一种与繁殖有关的特别类型的细胞，它是由营养细胞特化而成的。

具有异形胞的蓝藻能固氮，当水中氮缺乏时，异形胞的数目显著增加。

2.蓝藻水华蓝藻水华指淡水水体中蓝藻大量繁殖的一种自然生态现象，是水体富营养化的一种特征，主要由于生活及工农业生产中含有大量氮、磷的废污水进入水体后，蓝藻大量繁殖后使水体呈现绿色的一种现象。

蓝藻水华形成的机制分析及控制对策研究近年来，蓝藻水华成为了水体污染治理的一个热点问题。

蓝藻水华不仅对水体生态环境造成了严重的危害，而且对人类的健康也存在潜在风险。

因此，对蓝藻水华形成的机制进行分析，并探讨相关的控制对策，显得尤为重要。

一、蓝藻水华的形成机制蓝藻水华的形成与水体中的营养物质浓度密切相关。

一些研究表明，水体中的氮、磷等营养元素含量过高，会促进蓝藻的生长繁殖，从而形成水华。

此外，夏季高温天气，水温升高，也会促进蓝藻的生长繁殖。

此外，流域面积的变化也会影响水华的形成，流域面积大的水域，往往更容易出现蓝藻水华。

二、蓝藻水华的危害蓝藻水华的形成不仅会使水体变得浑浊不清，而且还会释放出大量的有毒物质，如蓝藻毒素等。

这些物质会对水生生物造成严重的危害。

同时，人们如果长期饮用含有蓝藻毒素的水，也会引发一系列的健康问题，如胃肠炎、脑水肿等。

因此，对蓝藻水华的治理迫在眉睫。

三、对蓝藻水华的治理方法对蓝藻水华的治理方法，可以从两个方面入手。

首先，要控制蓝藻水华的形成。

这需要从源头上控制水体中的营养物质的输入，减少流域中的污染源，降低水体营养盐的浓度，从而减少蓝藻的生长繁殖。

其次，对于已经形成的蓝藻水华，可以采用物理、化学和生物等多种方式进行治理。

物理治理：物理治理主要是利用人工或机械等方式将蓝藻水华集中，然后再进行吸收、过滤等方式进行处理。

不过，物理治理方法的效果并不太理想，容易造成生态环境的破坏。

化学治理：化学治理主要是通过投放化学药剂来抑制蓝藻的生长繁殖。

不过，这种方法的副作用比较大，会对水体中的其他生物造成严重的危害。

生物治理：生物治理主要是利用一些对蓝藻具有天然或人工抑制作用的微生物、植物等进行治理。

这种方法比较符合生态保护和可持续发展的原则，效果也比较好。

综上所述，蓝藻水华对生态环境和人类健康都造成了巨大的危害，对其治理迫在眉睫。

在治理蓝藻水华的过程中，需要综合考虑多种因素，采取多种方法进行治理，才能取得较好的效果。

太湖藻源溶解性有机质光化学降解研究孙伟;巩小丽;陈煜;郑建伟;李琪;杜瑛珣【摘要】蓝藻水华暴发过程会产生大量的溶解性有机质——藻源溶解性有机质(A-DOM);A-DOM的光化学降解影响其迁移转化和在湖泊中的功能.本研究从太湖藻华中提取A-DOM,利用三维荧光光谱—平行因子分析法(EEMs-PARAFAC),研究A-DOM中各组分的光化学降解;再研究不同光照强度、溶解氧浓度、A-DOM浓度、波长对A-DOM的降解的影响.结果显示,A-DOM中含有4种EEMs-PARAFAC组分:C1(UVC类腐殖质)、C2(UVA类腐殖质)、C3(类色氨酸)和C4(类络氨酸),对总荧光强度的贡献比例分别为22.2％、8.6％、68.1％和1.1％.当DOC 初始浓度为10 mg/L、反应温度为28℃、pH=8.0时,经500W汞灯(391.7W/m2)光照12h,A-DOM的总光化学降解率(以α355计)为70.4％;荧光组分C1、C2和C3的降解率分别为96.1％、85.4％和99.2％,三者的光反应性为C3＞C1＞C2.条件控制实验显示溶解氧的增加和光强的增强均有助于A-DOM的降解;A-DOM光化学降解主要发生在紫外区,可见光不能使C1和C2得到降解.结果表明A-DOM的光化学降解速度较快,且能通过控制光强、照射光波长和引入溶解氧等条件控制降解速度.实验结果可为湖泊蓝藻水华暴发时的应急处理和保障饮用水安全提供理论依据.%During the cyanobacteria bloom,a large amount of dissolved organic matter could be produced.The photochemical degradation is one important transformation way of algae-derived dissolved organic matter (A-DOM).In this study,the photodegradation ofA-DOM,extracted from the blooming cyanobacteria in Lake Taihu,is investigated by UV-Vis spectrum and excitation emission matrix spectroscopy combined with parallel factor analysis (EEMs-PARAFAC).Inaddition,the effects of the light intensity,light wavelength,dissolved oxygen (DO) concentration and the initial A-DOM concentration on the photodegradation are studied.Four PARAFAC components are identified,including C1 (UVC humic-like substance),C2 (UVA humic-like substance),C3 (tryptophan-like substance) and C4 (tyrosine-like substance) with the relative abundances of 22.2％,8.6％,68.1％ and1.1％,respectively.Under 12 h radiation by a 500 W mercury lamp,the removal percentages of α355,C1,C2 and C3 are 70.4％,96.1％,85.4％ and 99.2％,respectively (pH =8.0;T =28C;[DOC] 0 =10 mg/L).The photoreactivities of the three PARAFAC components follows C3＞C2＞C1.Increase in the light intensity and DO concentration is helpful for the photodegradation of A-DOM.The increase of UV light contributes most photodegradation of A-DOM.The results show that the photodegradation of A-DOM is quick and could be controlled by changing photoreaction operational parameters,which could shed light on the treatment of algae bloom and ensure the safety of drinking water.【期刊名称】《湖泊科学》【年(卷),期】2018(030)001【总页数】11页(P91-101)【关键词】蓝藻;水华;光化学降解;三维荧光光谱—平行因子分析;太湖【作者】孙伟;巩小丽;陈煜;郑建伟;李琪;杜瑛珣【作者单位】南京信息工程大学应用气象学院,南京210044;中国科学院南京地理与湖泊研究所湖泊与环境国家重点实验室,南京210008;中国科学院南京地理与湖泊研究所湖泊与环境国家重点实验室,南京210008;中国科学院南京地理与湖泊研究所湖泊与环境国家重点实验室,南京210008;云南大学国际河流与生态安全研究院,昆明650031;南京信息工程大学应用气象学院,南京210044;南京信息工程大学应用气象学院,南京210044;中国科学院南京地理与湖泊研究所湖泊与环境国家重点实验室,南京210008【正文语种】中文氮、磷等营养盐的过度输入引起的水体富营养化是世界上最广泛关注的水环境问题之一. 营养盐的输入导致浮游植物的异常增殖，出现蓝藻水华. 藻华消退过程会产生大量的溶解性有机质(称为藻源溶解性有机质，algae derived-dissolved organic matter, A-DOM)[1]，A-DOM很快就会消耗水体中的溶解氧(DO)，使得厌氧条件下藻类代谢产生二甲基异莰醇等恶臭物质，严重危及到人们饮用水安全[2]. 因此，加快A-DOM的降解，有利于消除藻华暴发对饮用水安全的不利影响. 光化学降解是DOM重要的降解途径；相对于生物降解，光化学降解的速度更快[3].由于DOM成分复杂，目前很难以对其进行全面的分析. 近年来发展起来的三维荧光光谱-平行因子分析法(EEMs-PARAFAC)能够很好区分DOM的组分和来源[4]. 利用EEMs-PARAFAC技术，可以研究各EEMs-PARAFAC组分的光反应性和其在反应过程中的变化[5-10]. 但是，在不同研究中，一些相似组分却表现出不同的光反应性. 例如Stedmon等[11]研究了浮游植物群落产生的DOM的光降解，发现类色氨酸(类蛋白质的一种)能被光降解；但张运林等[12]认为类蛋白质难以被光降解. 以上研究的不一致可能在于实验条件的差异，Stedmon采用了人工光源，而张运林等利用自然光照射；且两个研究中DOM的EEMs-PARAFAC组分有细微差异.可见，反应条件对DOM的光化学降解有着重要的影响；有机物的光化学降解过程可能受各种条件(包括光源、光强、pH、载气等)的影响[13-14]. 但目前，关于反应条件对A-DOM的EEMs-PARAFAC组分光化学降解的影响方面的研究较少. 明确A-DOM的降解效率的影响因素能为消除藻华暴发对饮用水的影响提供理论依据；也有助于了解A-DOM的迁移转化过程. 因此，本文以A-DOM为研究对象，利用EEMs-PARAFAC，研究A-DOM的光化学降解；并通过控制不同实验条件(光照强度、照射光波长、DOC浓度和载气)，来研究各参数对A-DOM降解的影响. 结果揭示了A-DOM各组分的光反应性及不同条件对其光化学降解的影响，有助于了解A-DOM的迁移转化，能为湖泊蓝藻水华暴发时应急处理和保障饮用水安全提供依据.1 材料与方法1.1 A-DOM的提取于2016年6月14日在中国科学院太湖湖泊生态系统试验站(31°25.42′N，120°12.57′E)采集含蓝藻水样10 L，再通过浮游植物网过滤浓缩得到含蓝藻浓度较高的水样；对浓缩后的藻水进行离心(9000转/min，15 min)，分离出藻浆；然后将藻浆放入超纯水中混合清洗，再离心出藻浆，重复3遍；最后用液氮将蓝藻快速冷冻，再解冻，重复3遍，将蓝藻细胞打破[15]. 处理后的溶液经孔径为0.22 μm的滤膜(Millipore，PES Membrane)过滤得到A-DOM溶液，此溶液为A-DOM的储备液，冷藏. 经测定，储备液浓度为550 mg C/L.1.2 A-DOM的光降解光化学降解反应在室温条件下的多试管搅拌型光反应仪(南京胥江，图1a)中进行.激发光源采用500 W和300 W的中压汞灯，其发射光谱见图1b；根据发射光谱图计算，光强分别为391.7 和91.5 W/m2. 在紫外和可见光波段光强分别为140.3、251.4 W/m2(500 W汞灯)，30.2 、61.3 W/m2(300 W汞灯)；反应前将一定体积的A-DOM储备液配制成500 ml 10 mg C/L 的溶液；使用0.1 mol/L 的HCl和0.1 mol/L的NaOH调节pH；将每50 ml配制好的溶液加入9个石英反应管中，开启冷却水装置，控制温度为28℃左右；待系统稳定后，打开汞灯光源，以此作为反应起点. 在特定反应时间(0、0.5、1、2、4、6、8、10、12 h)各取出一个石英反应管. 取出的水样放入冰箱中冷藏，在两周内进行紫外-可见光全波扫描(UV-Vis)、三维荧光光谱(EEMs)分析.通入载气(O2或者N2)实验，在开启冷却水后，往反应管中通入O2或者N2 30 min，使得溶液中DO接近饱和或约为0；再开启汞灯启动实验；实验过程一直通入载气.图1 光降解反应器示意图(a)(1：光源；2：石英反应管；3：石英冷阱)及中压汞灯发射光谱图(b)Fig.1 The schematic of photodegradation reaction instrument(a)(1-lamp; 2-water-cooled jacket; 3-quartz tube)and the emission spectrum of median-pressure spectrum of mercury lamp(b)1.3 A-DOM的分析紫外-可见光全波扫描光谱(UV-Vis Spectra)：使用Lambda 35(Perkin Elmer)紫外可见分光光度计，测试范围为200～800 nm，参比为Milli-Q水. 根据式(1)和(2)，通过一定波长下的吸光度计算得到该波长下的吸收系数[16]:a (λ′) =2.303 D (λ)/ r(1)式中, a(λ′)为波长λ下未校正的吸收系数 (m-1)；D (λ)为吸光度；r为光程路径(0.01 m). 由于过滤清液可能残留细小颗粒会引起散射,为此作如下散射效应订正[17]：a (λ) = a (λ′) - a (750) λ/750(2)式中, a (λ)为波长λ的吸收系数(m-1)；λ为波长(nm).采用光谱斜率比值(SR)表征A-DOM分子量的变化，SR与相对分子量呈反比[18-19]，其计算方法为:SR=S(275-295)/S(350-400)(3)式中,S(275-295)和S(350-400)分别为波长275～295 nm和350～400 nm的光谱斜率(nm-1).EEMs采用日立F-7000荧光光谱仪测定(Hitachi High-Technologies). 激发波长为200～450 nm，以5 nm为间隔；发射波长为250～550 nm，以1 nm为间隔. 仪器校正根据日立F-7000说明书进行[20]. EEMs-PARAFAC模型的建立：首先对三维光谱进行校正：(1)根据McKnight等利用紫外-可见吸收光谱数据进行内滤效应修正[21]；(2)用Milli-Q水做空白扣除；(3)利用Milli-Q水的拉曼单位归一化(R.U.)来校准日常的荧光强度的变化. 再参考Stedmon等[22]提出的方法，利用DOMFluor工具箱在MATLAB R2008a软件中得到4个组分模型(C1～C4)，通过折半分析(split-half analysis)和随机初始化(random initialization)方法来验证模拟结果的可靠性，识别出4个组分的荧光强度.此外利用拟一级降解动力学方程(式(4))来确定各个PARAFAC组分的降解速率[23]: ln C/C0=-k·t+A(4)式中，C为某一光照时间PARAFAC组分的荧光强度(R.U.)；C0为该组分的初始荧光强度(R.U.)；t为光照时间(h)；k为拟一级降解动力学常数(h-1)，k值越大表示光化学降解率越快；A为常数.2 结果与讨论2.1 A-DOM的EEMs-PARAFAC 组分根据不同光照条件实验获得的EEMs数据，建立了4个组分(C1～C4)模型. 其三维荧光光谱图及激发、发射波长特征图见图2. 表1 列出了C1～C4激发和发射波长峰值及分类.10 mg C/L的A-DOM中C1～C4的荧光强度分别为2.13、0.82、6.52和0.11 R.U.，各组分在A-DOM荧光贡献百分比分别是22.2%、8.6%、68.1%和1.1%，说明A-DOM的荧光贡献中，以含类色氨酸基团的组分为主，还有部分UVA、UVC类腐殖质.图2 平行因子分析得到的4个组分三维荧光光谱图(a～d)及激发、发射波长特征图(e～h)Fig.2 EEMs contours (a-d) and the spectral characteristics of the EEMs-PARAFAC components (e-h)表1 C1～C4激发和发射波长峰值及分类Tab.1 Excitation and emission maxima of the four PARAFAC components and possible assignments组分激发波长峰值/nm发射波长峰值/nm分类对总荧光强度的贡献比例C1270(355)440UVC类腐殖质[24⁃27]22．2%C2235(285)396UVA类腐殖质[25⁃28]8．6%C3275322类色氨酸[25⁃27]68．1%C4245312类络氨酸[26]1．1% 2.2 A-DOM的光降解行为研究从光照过程A-DOM的UV-Vis光谱变化可以看出,未经光照(0 h)的A-DOM有两个吸收峰，分别在260和330 nm; A-DOM对紫外光吸收较为明显,而对于可见光几乎不吸收. 随着实验的进行，A-DOM的吸光度不断减小，最大吸收波长的吸光度在200～355 nm处下降最为明显(图3). 为了定量地描述光化学降解的过程，我们采用355 nm处的吸收系数(a355)的变化和降解率(降解率(%)=[1-[a355]/[a355]0]×100)来表征A-DOM的降解(图3a). 可见a355在前2 h内降解速度很快，反应初始a355为3.16 ，经过2个小时的光化学降解后吸光系数为1.86 m-1，降解率为41.1%；2 h之后，a355的减少速率变缓；12 h后吸光系数为0.94 m-1，a355降解率为70.4%. SR在光化学降解的前4 h内由开始的1.45迅速上升至2.91,之后逐渐趋于平缓，说明光化学降解的过程中A-DOM的分子量会逐渐减小，大分子DOM裂解为小分子DOM(图3b).图3 A-DOM降解过程UV-Vis光谱(a)(光源=500 W汞灯；不加滤光膜；pH=8.0；T=28℃；无载气；[DOC]0=10 mg/L)及SR的变化(b)Fig.3 Changesof UV-Vis spectra during the photodegradation of A-DOM(a)(500 W mercury lamp; without filtered membrane；pH=8.0; T=28℃；no carrier gas; [DOC]0=10 mg/L)and spectral slope ratio(b)图4 光化学降解过程C1、C2和C3组分的变化(光源=500 W汞灯；不加滤光膜；pH=8.0；T=28℃；无载气；[DOC]0=10 mg/L)Fig.4 Changes of C1， C2 and C3 during the photochemical degradation(500 W mercury lamp; without filtered membrane；pH=8.0; T=28℃；no carrier gas; [DOC]0=10 mg/L)为了更好地了解光化学降解各组分的变化过程，我们将EEMs-PARAFAC模型的3个组分(C1～C3)作图分析(图4). 可以看出，C1～C3 组分在光照过程中呈下降趋势. 对比C1、C2和C3的降解，类蛋白质组分C3的降解速率最快，经0.5 h的光照，其降解率为89%；在整个光照过程中，其降解率为99.9%，说明C3组分光反应性很强，极易发生光化学降解；这和Stedmon的报道是一致的. 对于两种类腐殖组分C1和C2，C1组分在反应的前4 h快速降解，t=4 h时降解率为83.4%，4 h之后，降解速率趋于平缓；12 h时，C1的降解率为96.1%. 相对于C1，C2的降解速率较为缓慢，整个实验的光化学降解率为85%，降解过程中呈下降趋势，未出现明显的先快速降解再缓慢降解的趋势. C1比C2拥有更长的激发波长；这与文献[29]中报道的一致：有更长激发波长的类腐殖质的光降解速度快于短激发波长的类腐殖质. 通过拟合出各组分的光化学降解动力学常数，来分析各组分的的光反应性. C1、C2和C3降解动力学常数分别为0.2848、0.1568、0.4611(R2>0.9)，降解动力学常数越大其降解速率也就越快，由此进一步证明了三者的光反应性为C3>C1>C2. 由于C4(类络氨酸)初始的荧光强度为0.109 R.U.，在A-DOM的荧光贡献中占比仅为1.1%，且在后续光化学降解过程中荧光强度变化不大；在12 h 的光化学降解过程后，其荧光强度微微上升至0.118 R.U.，由此可以推断光照对C4组分浓度无较大影响，因此在光化学降解过程中不加以分析.图5 光照强度对A-DOM光降解的影响(不加滤光膜； pH=8.0；T=28℃；无载气；[DOC]0=10 mg/L)Fig.5 Effect of light intensity on the photodegradation of A-DOM (without filtered membrane； pH=8.0;T=28℃；no carrier gas; [DOC]0=10 mg/L)3 光照条件对A-DOM光降解的影响3.1 光照强度的影响图5a显示了不同光强(500和300 W汞灯)A-DOM降解过程a355的变化情况，其纵坐标代表的是不同时间下a355相对于[a355]0(初始a355)的比值. 可见，随着光强的升高，a355的降解速率加快，由此推断出A-DOM 的降解速率加快. 在500和300 W汞灯光照条件下，反应12 h后a355降解率分别为70.4%和53.1%. 由此可见，光照强度对于光化学降解有明显的影响，光照强度越高，其总的光化学降解速率越快，降解率越高. 这可能是随着光强的增大，提供的光子增多，A-DOM能吸收的光子增多，根据光降解原理[30-31]，更多的A-DOM被激发，继而发生光裂解而被降解.图5b～d显示了光强对3个组分降解的影响,其纵坐标代表的是不同时间下C1、C2和C3相对于各组分初始荧光强度的比值；每个组分在两种光强下的降解趋势基本一致，但降解速率有明显区别. 随着光强的减弱，(从500 W到300 W)，组分的降解率减少；在500和300 W汞灯光照下，C1的光化学降解率分别为96.1%和77.4%，降解动力学常数为0.2848和0.1301(R2>0.9)；C2光化学降解率为85.4%和72.8%，降解动力学常数为0.1568和0.1055(R2>0.9)；C3光化学降解率为99.2%和98.5%，降解动力学常数为0.4611和0.2431(R2>0.8). 由降解动力学常数可知，在500和300 W汞灯光照下，3个组分的降解速率均为C3>C1>C2. 可见，光强对组分的光反应性并没有影响. 光源为500 W汞灯时，光强约为300 W汞灯的4倍，但3个组分的降解速率却只增加1倍. 这说明随着光强增大，虽然降解速度提高，但更多的能量被浪费. 在利用光强控制A-DOM的降解时，需要结合成本和实际情况加以考虑.图6 不同处理组波长对A-DOM光降解的影响(光源=500 W汞灯； pH=8.0；T=28℃；无载气；[DOC]0=10 mg/L)Fig.6 Effect of the irradiation wavelength on the photodegradation of A-DOM (500 W mercury lamp；pH=8.0; T=28℃；no carrier gas; [DOC]0=10 mg/L)3.2 波长的影响为了考察波长对降解的影响，在冷肼的外面包裹不同类型的滤光膜(滤膜1、滤膜2)，滤膜1滤去UVB波段(280～320 nm)的紫外光，滤膜2滤去UVB(280～320 nm)和UVA波长(320～400 nm)的紫外光. 无滤膜、包裹滤膜1、包裹滤膜2的处理组分别称为Vis+UVA+UVB、Vis+UVA和Vis处理组.经12 h光照后，Vis+UVA+UVB和Vis+UVA处理组中的a355降解率分别为70.4%、31.9%，而Vis处理组中a355在误差范围内几乎无变化. A-DOM在Vis+UVA+UVB下光降解速率最快且光化学降解率最高,在Vis处理组几乎没有降解;由此推断可以使A-DOM发生光化学降解的波长主要集中在紫外光区；UV光的波长短、能量高，是光化学降解主要的能量来源光区. 对比Vis+UVA+UVB和Vis+UVA组，在滤去UVB波长光后，A-DOM先降解后趋于平缓不再降解，说明相对UVA光区，UVB光区对光化学降解的贡献较大(图6a). Vis+UVA+UVB、Vis+UVA和Vis处理组A-DOM各组分也表现出了类似的规律，C1的降解率分别为96.1%、41.1%和2.1%；C2的降解率分别为85.4%、48.7%、0.03%；C3的降解率分别为99.9%、74.8%和32.7%(图6b～d). 在滤去UVA或UVA+UVB的处理组，已不符合一级降解动力学方程，进一步证明紫外光对各组分的光化学降解有较大的影响. 通过图6可以看出，在Vis处理组中，C1和C2在去除UV光后几乎无降解，而在 Vis+UVA+UVB和Vis+UVA处理组均有降解，由此可以推断出C1、C2的光化学降解光区为UV区. 在滤去UV光后，32.7%的C3组分被降解，由此推断可见光和紫外光均能降解C3组分，但紫外光的降解能力更强.图7 A-DOM浓度对其光降解的影响(光源=500 W汞灯；不加滤光膜；pH=8.0；T=28℃；无载气)Fig.7 Effect of A-DOM concentration on its photodegradation (500 W mercury lamp; without filtered membrane；pH=8.0; T=28℃；no carrier gas)3.3 A-DOM浓度的影响当初始DOC 浓度分别为5、10、15和20 mg/L的A-DOM溶液，经过汞灯12h的光化学降解，a355的降解率分别为86.2%、70.4%、68.3%和65.1%(图7). 相同条件下A-DOM浓度越低越容易降解，其总的光化学降解率越高. 当初始DOC浓度分别为5、10、15和20 mg/L 时，C1的降解率分别为99.4%、99.2%、96.8%和91.1%，降解动力学常数分别为0.4517、0.4305、0.3824和0.3119(R2>0.9)；C2降解率分别为96.3%、91.6%、85.9%和73.2%，降解动力学常数分别为0.2998、0.1609、0.1568和0.1114(R2>0.9)；C3降解率分别为99.6%、99.3%、98.7%和98.3%，降解动力学常数分别为0.4611、0.4343、0.4079和0.354(R2>0.8). 可见，3种PARAFAC组分中，C2的光化学降解受浓度的影响最为显著，浓度越高降解速率越低且降解率也越低；C1降解受浓度影响并不是特别明显；C3组分的光化学降解受浓度的影响最小，由于3组分的光反应性为C3>C1>C2，C2相对于C3、C1光反应性最弱. 当光强一定时，C3和C1对光的能量吸收处于优势，容易吸收光的能量发生光解，而被C2吸收光较少，因此C2受A-DOM的浓度影响最为显著.图8 DO浓度对A-DOM光降解的影响(光源=500 W汞灯；不加滤光膜；pH=8.0；T=28℃；[DOC]0=10 mg/L)Fig.8 Effect of dissolved oxygen concentration on the photodegradation of A-DOM (500 W mercury lamp; without filtered membrane；pH=8.0; T=28℃；[DOC]0=10 mg/L)3.4 DO浓度的影响通过向光照溶液中通入不同载气的方式来控制水样的DO浓度；通入氧气和氮气，DO浓度为饱和、接近于0的水平. 不通载气时，DO浓度处在两者之间. 通氧气、不通载气、通氮气条件下，经过12 h的光化学降解A-DOM的a355降解率分别为85.6%、77.4%、70.4%. 由图8可以看出，DO浓度越高，A-DOM光化学降解的速率越快，且光照12 h后，总的光化学降解率也越高. 通过EEMs-PARAFAC 来分析DO对A-DOM各组分光化学降解速率的影响. 在通氧气、不通载气和通氮气的条件下，12 h光照后，C1组分降解率分别为96.3%、96.1%和93.1%，降解动力学常数分别为0.2824、0.2614和0.2094(R2>0.9)；C2组分降解率分别为91.2%、85.5%和63.4%，降解动力学常数分别为0.1586、0.1233和0.0769(R2>0.9)；C3组分降解率分别为99.9%、99.9%和92.8%，降解动力学常数分别为0.4615、0.4417、0.4303(R2>0.7). 有机物的光化学降解有两个途径，一是直接光降解，即溶解性有机质直接吸收光的能量发生的降解变化；另一个是间接光解，通过光照过程中生成的活性氧物质(reactive oxygen species，ROS)的氧化作用；水中存在的中间介质吸收光子经过电子转移过程将能量传递给有机质，激发态的有机质和氧气反应生成ROS[32-33]. 可见，DO的存在对间接光解起到决定性作用，除去DO，有机质只能通过直接光解途径被降解. 对C1、C2、C3组分降解进行对比发现，C3组分表现出较小的差异，说明直接光解(通N2)能很好地降解C3；而间接光解(通O2)对C3的降解影响很小. DO对难降解组分C1和C2有很好的促进作用，间接光解是C1和C2的重要降解途径.4 结论1)本文通过A-DOM光化学降解，建立EEMs-PARAFAC组分模型，鉴定A-DOM光化学降解过程中出现的4个荧光组分：C1(UVC类腐殖质)、C2(UVA类腐殖质)、C3(类色氨酸)、C4(类络氨酸)；其对总荧光强度的贡献分别为8.6%、22.2%、68.1%和1.1%.2)当以500 W中压汞灯为光源时，pH=8.0，反应温度为28℃，光照12 h后a355降解率为70.4%，随着光照时间的增加，A-DOM的吸光度不断下降且分子量逐渐减小. 各EEMs-PARAFAC组分的光反应性为C3>C1>C2.3)紫外光、光强、DO的增加均能加速A-DOM的光化学降解. 对于较难降解的C1和C2组分，可见光不能使其降解，其只能在紫外光下降解，而C3组分在可见光和紫外光区都能降解；光强增加对3个组分的降解均有促进作用，但降解速率的增加倍数小于光强增加的倍数；DO的引入能很好地促进C1和C2的降解. 因此，在消除蓝藻暴发产生的大量A-DOM以防止对饮用水安全产生危害时，可结合实际情况，选择外加紫外光源、通入DO或者增加光源强度等手段来加速A-DOM 的降解.5 参考文献【相关文献】[1] Li K, Xing B,Torello WA. Effect of organic fertilizers derived dissolved organic matter on pesticide sorption and leaching. Environmental Pollution, 2005, 134(2): 187-194. DOI: 10.1016/j.envpol.2004.08.011.[2] Yang M, Yu J, Li Z et al. Taihu Lake not to blame for Wuxi's Woes. Science, 2008,319(5860): 158. DOI: 10.1371/journal.phone.0051976.[3] Stedmon CA, Markager S. Tracing the production and degradation of autochthonous fractions of dissolved organic matter by fluorescence analysis. Limnology and Oceanography, 2005, 50(5): 1415-1426. DOI: 10.4319/lo.2005.50.5.1415.[4] Stedmon CA, Markager S. Resolving the variability in dissolved organic matter fluorescence in a temperate estuary and its catchment using PARAFAC analysis. Limnology and Oceanography, 2005, 50(2): 686-697. DOI: 10.4319/lo.2005.50.2.0686. [5] Gao J, Jiang T, Yan JL et al. Photobleaching of dissolved organic matter (DOM) from confluence of two rivers under natural solar radiation: A case study of Fujiang River-Jialingjiang River. Environmental Science, 2014, 35(9): 3397-3407. DOI:10.13227/j.hjkx.2014.09.021. [高洁, 江韬, 闫金龙等. 天然日光辐照下两江交汇处溶解性有机质(DOM)光漂白过程: 以涪江——嘉陵江为例. 环境科学, 2014, 35(9): 3397-3407.][6] Du Y, Zhang Y, Chen F et al. Photochemical reactivities of dissolved organic matter (DOM) in a sub-alpine lake revealed by EEM-PARAFAC: An insight into the fate of allochthonous DOM in alpine lakes affected by climate change. Science of the Total Environment, 2016, 568: 216-225. DOI: 10.1016/j.scitotenv.2016.06.036.[7] Xu H, Jiang H. UV-induced photochemical heterogeneity of dissolved and attached organic matter associated with cyanobacterial bloomsina eutrophic freshwater lake. Water Research, 2013, 47(17): 6506-6515. DOI: 10.1016/j.watres.2013.08.021.[8] Zhang Y, Liu M, Qin B et al. Photochemical degradation of chromophoric-dissolved organic matter exposed to simulated UV-B and natural solar radiation. Hydrobiologia, 2009, 627(1): 159-168. DOI: 10.1007/s10750-009-9722-z.[9] Zhang Y, Hu CM, Yu T. Photodegradation of chromophoric dissolved organic mattersin the water of Lake Dianchi, China. Frontiers of Environmental Science and Engineering, 2014, 9(4): 575-582. DOI: 10.1007/s11783-014-0664-y.[10] Guo WD, Cheng YY. Photodegradation of chromophoric dissolved organic matter from Jiulong River Estuary under natural solar radiation. Environmental Science, 2008,29(6): 1463-1468. [郭卫东, 程远月. 天然日光辐照下河口区CDOM的光化学降解. 环境科学, 2008, 29(6): 1463-1468.][11] Stedmon CA, Markager S, Tranvik L et al. Photochemical production of ammonium and transformation of dissolved organic matter in the Baltic Sea. Marine Chemistry, 2007, 104(3/4): 227-240. DOI: 10.1016/j.marchem.2006.11.005.[12] Zhang YL, Liu XH, Osburn CL et al. Photobleaching response of different sources ofchromophoric dissolved organic matter exposed to natural solar radiation using absorption and excitation-emission matrix spectra. PLoS One, 2013, 8(10): e77515. [13] Gao HZ, Zepp RG. Factors influencing photoreactions of dissolved organic matter in a coastal river of the southeastern United States. Environmental Science and Technology, 1998, 32(19): 2940-2946. DOI: 10.1021/es9803660.[14] Hefner KH, Fisher JM, Ferry JL. A multifactor exploration of the photobleaching of Suwannee River dissolved organic matter across the freshwater/saltwater interface. Environmental Science and Technology, 2006, 40(12): 3717-3722.DOI: 10.1021/es052513h.[15] Lalonde K, Mucci A, Ouellet A et al. Preservation of organic matter in sediments promoted by iron. Nature, 2012, 483(7388): 198-200. DOI: 10.1038/nature10855.[16] Vecchio RD, Blough NV. Photobleaching of chromophoric dissolved organic matter in natural waters: Kinetics and modeling. Marine Chemistry, 2002, 78(4): 231-253. DOI:10.1016/S0304-4203(02)00036-1.[17] Keith DJ, Yoder JA, Freeman SA. Spatial and temporal distribution of coloured dissolved organic matter (CDOM) in Narragansett Bay, Rhode Island: Implications for phytoplankton in coastal waters. Estuarine Coastal and Shelf Science, 2002, 55(5): 705-717. DOI: 10.1006/ecss.2001.0922.[18] Helms JR,Stubbins A, Ritchie JD et al. Absorption spectral slopes and slope ratios as indicators of molecular weight, source, and photobleaching of chromophoric dissolved organic matter. Limnology and Oceanography, 2007, 53(3): 955-969. DOI:10.4319/lo.2008.53.3.0955.[19] Xiao YH,Timo SA, Helin H et al. Contribution of ferric iron to light absorption by chromophoric dissolved organic matter. Limnology and Oceanography, 2013, 58(2): 653-662. DIO: 10.4319/lo.2013.58.2.0653.[20] Zhang YL, Zhang E, Yin Y et al. Characteristics and sources of chromophoric dissolved organic matter in lakes of the Yungui Plateau, China, differing in trophic state and altitude. Limnology and Oceanography, 2010, 55(6): 2645-2659. DOI: 10.4319/lo.2010.55.6.2645. [21] Mcknight DM, Boyer EW, Westerhoff PK et al. Spectrophotometric characterization of dissolved organic matter for indication of precursor organic material and aromaticity. Limnology and Oceanography, 2001, 46(1): 38-48.[22] Stedmon CA, Bro R. Characterizing dissolved organic matter fluorescence with parallel factor analysis: A tutorial. Limnology and Oceanography Methods, 2008, 6(11): 572-579. DOI: 10.4319/lom.2008.6.572.[23] Guo WD, Cheng YY. Photodegradation of chromophoric dissolved organic matter from Jiulong River Estuary under natural solar radiation. Environmental Science, 2008,29(6): 1463-1468. [郭卫东, 程远月. 天然日光辐照下河口区CDOM的光化学降解. 环境科学, 2008, 29(6): 1463-1468.][24] Liu X, Zhang Y, Yin Y et al. Wind and submerged aquatic vegetation influence bio-optical properties in large shallow Lake Taihu, China. Journal of Geophysical Research Biogeosciences, 2013, 118(2): 713-727. DOI: 10.1002/jgrg.20054.[25] Osburn CL, Handsel LT, Mikan MP et al. Fluorescence tracking of dissolved and particulate organic matter quality in a river-dominated estuary. Environmental Science and Technology, 2012, 46(16): 8628-8636. DOI: 10.1021/es3007723.[26] Murphy KR, Ruiz GM, Dunsmuir WTM et al. Optimized parameters for fluorescence-based verification of ballast water exchange by ships. Environmental Science and Technology, 2006, 40(7): 2357-2362. DOI: 10.1021/es0519381.[27] Cory RM,Mcknight DM. Fluorescence spectroscopy reveals ubiquitous presence of oxidized and reduced quinones in dissolved organic matter. Environmental Science and Technology, 2005, 39(21): 8142-8149. DOI: 10.1021/es0506962.[28] Cheng YY,Guo WD. Characterization of photobleaching of chromophoric dissolved organic matter in Xiamen bay by excitation emission matrix spectroscopy. Spectroscopy and Spectral Analysis, 2009, 29(4): 990-993.[29] Sommaruga R. The role of solar UV radiation in the ecology of alpine lakes. J Photochem Photobiol B, 2001, 62(1/2): 35-42. DOI: 10.1016/S1011-1344(01)00154-3. [30] Kieber RJ, Zhou X, Mopper K. Formation of carbonyl compounds from UV-induced photodegradation of humic substances in natural waters: Fate of riverine carbon in the sea. Limnology and Oceanography, 1990, 35(7): 1503-1515. DOI:10.4319/lo.1990.35.7.1503.[31] Yang DT, Chen WM, Wu SC et al. The effects of CDOC on the attenuation of close ultraviolet and blue light in Chaohu Lake and Longgan Lake. J Lake Sci, 2003, 15(3): 269-274. DOI: 10.18307/2003.0312. [杨顶田, 陈伟民, 吴生才等. 湖泊中有色可溶性物质对近紫外及蓝光衰减的影响. 湖泊科学, 2003, 15(3): 269-274.][32] Cory RM, Mcneill K, Cotner JP et al. Singlet oxygen in the coupled photochemical and biochemical oxidation of dissolved organic matter. Environmental Science and Technology, 2010, 44(10): 3683-3689. DOI: 10.1021/es902989y.[33] Song XN, Yu T, Zhang Y et al. Distribution characterization and source analysis of dissolved organic matters in Taihu Lake using three dimensional fluorescence excitation-emission matrix. Journal of Environmental Sciences, 2010, 30(11): 2321-2331. [宋晓娜, 于涛, 张远等. 利用三维荧光技术分析太湖水体溶解性有机质的分布特征及来源. 环境科学学报, 2010,30(11): 2321-2331.]。

摘要2013年3月份安徽巢湖蓝藻爆发再次引起社会环保业的关注。

同时揭示我国环保面临的艰难境地。

从分析巢湖的营养化的发生，发展，蓝藻水华爆发的原因机制入手，提出湖泊营养化治理和蓝藻水华控制的途径与措施。

研究表明，巢湖之所以富营养化严重且难以治理，主要是地处长江与淮河两大河流之间，属长江下游左岸水系营养本底高;由于水浅和沉水植被的退化使得频繁的风浪扰动造成内源营养盐负荷维持在一个非常高的水平;而流域内社会经济的高速发展,进一步加剧了巢湖富营养化进程。

蓝藻水华爆发一方面与蓝藻本身的生理特征有关,如固碳、伪空泡、光吸收及营养盐利用的能力;另一方面则与系统内物理、化学、生物环境有关,如独特的浅水湖泊水下光场结构和低的捕食压力。

巢湖的富营养化治理需遵循控源截污、湖泊生态修复和流域管理的原则,具体措施包括前置库和人工湿地的面源污染物控制技术;物理机械和生物去除内源营养盐削减技术;沉水植被恢复的湖泊生态修复技术。

而蓝藻水华的控制技术则包括围隔拦截和导流的物理工程方法、絮凝沉降和抑藻物添加的化学工程方法以及生态浮床和生物操纵的生态工程方法。

具体使用时,需要先诊断、后治理。

关键字：巢湖蓝藻富营养化治理生态一．巢湖区位中国第五大淡水湖泊。

跨巢湖市、合肥市、肥西县、肥东县和庐江县。

因状若鸟巢和春秋战国时属楚境巢国，故名巢湖；又因西晋时属庐江郡居巢县，故又名居巢湖，俗称焦湖。

大致成湖于上更新世末至全新世初期（约12 000aBP）。

初时，巢湖范围西近六安双河镇，北抵今合肥市，南与庐江白湖相连，面积逾2 000.0km2。

后因入湖泥沙的不断淤塞和围垦，湖面逐渐收缩。

底质以岩性、粘土及沙土为主；东西长54．5千米，南北宽15．1千米，最大宽度21千米，湖岸线总长184．66千米，岸线发育系数1.89，岛屿率0.13％；当水位8～10米时，面积753～774平方千米，湖容17．2～32．3亿立方米，海拔高度一般在400～500米；巢湖流域河网密布，水系发育，33条河流分属7个水系，除裕溪河为巢湖与长江唯—自然通道外，其余6个水系呈放射状入巢湖，丰乐河－航埠河水系从西、南淝河－店埠河水系从北、白石山河水系从南3个方向流向巢湖，其年径流量占全流域径流总量的72.6％。

分析爆发蓝藻的原因_蓝藻爆发的成因蓝藻是一种分布广、适应性很强的藻类。

环境污染，水源污染，蓝藻在很多地方都可以看到。

那么，爆发蓝藻的原因有哪些?下面就由店铺告诉大家分析爆发蓝藻的原因吧!蓝藻的特点1.分布广：蓝藻在自然界分布很广，是最原始、最古老的藻类，喜欢生活在有机质丰富且pH值较高的水体中，喜高温，主要在淡水中生长，成为淡水中重要的浮游植物，在温暖的季节里常大量繁殖形成“水华”。

在我国南方几乎一年四季都可以见到由蓝藻形成的“水华”。

在盐碱水中蓝藻较多。

2.适应性强，可在极端不良的环境中出现。

对温度、盐度升高，照度、养分、溶氧下降及硫化氢出现等不良环境有较强的耐性。

3.蓝藻类有些种类具有固氮能力，特别是具有异形胞的种类，能够利用空气中的氮气合成自身需要的氮肥，从而改变水体中的氮磷比，所以蓝藻的发生和水体的营养元素比例失衡有很大关系。

4.浮游种类喜高温、强光、高pH和含氮高、有机质丰富的静水水体。

因而符合上述条件的虾池易引起蓝藻爆发。

5.形成水华的蓝藻主要有：微囊藻、鱼腥藻、色球藻、螺旋藻、拟项圈藻、腔球藻、尖头藻、颤藻、裂面藻、胶鞘藻、节球藻、束毛藻等十多个属。

其中微囊藻水华极为常见，它是水体富营养化的标志，蓝藻水华发生时，散发腥臭味，夜间大量消耗水中溶解氧，死亡后产生羟氨或硫化氢，对水生动物有毒，破坏生态平衡，危害渔业，也使水的其他利用价值降低。

蓝藻的危害1.在一些营养丰富的水体中，有些蓝藻常于夏季大量繁殖，并在水面形成一层蓝绿色而有腥臭味的浮沫，称为“水华”，例如微囊藻夏荤高温季节大量繁殖，在水体表层形成一层厚厚的类似于油漆样的物质。

大规模的蓝藻爆发，被称为“绿潮”(和海洋发生的赤潮对应)。

绿潮引起水质恶化，严重时耗尽水中氧气而造成鱼虾类的死亡。

更为严重的是，蓝藻中有些种类(如微囊藻)还会产生毒素(简称MC)，大约50%的绿潮中含有大量MC。

MC除了直接对鱼虾类、人畜产生毒害之外，也是肝癌的重要诱因。

水体蓝藻水华的成因及控制措施近年来，水体富营养化现象日趋严重。

水体富营养化导致藻类异常增殖形成水华，使水体腥臭难闻，溶解氧减少，大量鱼类死亡，严重影响了水体的功能，改变了水生态环境，危害到周围居民的身体健康，影响国家、社会、经济的可持续发展。

我国的许多水体已受到富营养化的严重威胁，且水华的影响范围和程度有加重的趋势。

因此，认识藻类水华的形成原因，并寻求有效的防治措施刻不容缓。

1.蓝藻水华的成因(1) 营养物质与藻类水华丹麦著名生态学家Jorgensen 指出浮游藻类的生长是富营养化的关键过程，着重研究氮、磷负荷与浮游藻类生产力的相互作用和关系。

总磷、总氮等营养盐相对充足，能给水生生物( 主要是藻类) 大量繁殖提供丰富的物质基础，导致浮游藻类( 或大型水生植物) 爆发性增殖。

通常认为总氮的浓度超过0.2 mg /L，总磷的浓度超过0.02 mg /L 是湖泊、水库富营养化的发生浓度．美国EPA 建议总磷浓度0.05 mg /L，正磷酸盐浓度0.025 mg /L 是湖泊和水库磷浓度的上限。

天然水体中的藻类进行光合作用，合成本身的原生质，临界的氮磷比按重量计为7：1，当氮、磷比小于7∶1 时，氮将限制藻类的增长，否则，磷则可认为是藻类增长的限制因素。

(2) 气象因素在营养物质充分的条件下，光照强烈、水流缓慢、适合的水温最适宜藻类生长，其产生的污染有较强的空间差异性。

(3) 水生食物链失衡从本质上来说，水体藻类暴发是水中营养物质过剩导致生物物种失衡的过程，是一个环境改变而导致的生物过程，要更多地从生物学的角度来考虑。

自然水域中存在水生食物链，各能量层次的生物通过捕食关系而紧密联系，相互间的影响也更大。

如果食浮游生物的鱼类数量减少或能力降低，将使水藻生长量超过消耗量，平衡被打破，发生富营养化。

该理论说明营养负荷的增加不是导致营养化的唯一原因。

因此，可以说水生食物链的结构失衡，是水体局部反复暴发蓝藻水华的关键因素。