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化学发光法在植物激素分析中的应用作者：冯婷来源：《山东工业技术》2015年第10期摘要：本文阐述了化学发光分析的基本原理，综述了近年来化学发光分析在植物激素分析中的应用情况，最后对该方法的应用前景做了展望。
关键词：化学发光分析；植物激素；应用进展0 引言化学发光分析法是一种高灵敏的微量及痕量分析法，具有仪器设备简单、灵敏度高、操作方便、易与其他技术联用和实现自动化显著等优点，在药物分析、食品分析环境监测等领域的应用日益广泛。
植物激素作为内源性植物生长调节剂，在植物的生长发展中具有重要研究意义，其测定方法受到国内外广大研究者的关注。
化学发光分析法以高灵敏痕量分析优势在植物激素分析测定中具有重要应用。
本文介绍了化学发光分析的原理，并综述了化学发光分析法植物激素分析中的应用进展。
1 化学发光分析化学发光分析法是依据某一时刻化学发光反应产生的辐射光强来确定参与反应的相应组分的含量的分析方法。
化学发光体系是化学发光法的应用前提和基础。
高灵敏度、高选择性的化学发光体系的选择和使用是建立满意化学发光分析方法的关键。
随着化学发光分析技术的成熟及其与其他技术的联用迅速发展，人们已发现了许多新的化学发光体系，目前常见的化学发光体系有：鲁米诺化学发光体系、高锰酸钾发光体系、Ce（IV）发光体系、过渡金属超常氧化态发光体系等。
2 化学发光法在植物激素分析的应用植物激素主要有6类：生长素、赤霉素、细胞分裂素、脱落酸、乙烯和油菜素甾醇。
植物激素在植物体内含量甚微，分离时易破坏，掌握植物体内激素的含量变化规律，可更好地控制植物的发育，但其在使用的同时，对环境、以及人类的健康的影响亦日趋严重，已引起了人们广泛的关注[1]。
化学发光分析法具有线性范围宽、灵敏度高、仪器设备简单和分析速度快等优点，其在实际样品中植物激素的含量检测中已有文献报道。
张韶虹等[2]基于吲哚乙酸（IAA）对 [Ru（phen）32+]-Ce（Ⅳ）化学发光体系的发光增强作用，建立了一种化学发光直接检测IAA的新方法，该方法实现了合成样品中IAA含量的准确测定。
生物化学发光法测定射干类中药清除自由基的作用
秦民坚;刘俊;吉文亮;赵俊;丁家宜;余国奠
【期刊名称】《药学实践杂志》
【年(卷),期】2000(000)005
【摘要】本文采用生物化学发光法 ,对射干类中药甲醇提取物和天然产物单体清除自由基的能力进行了研究。
结果表明 :射干类中药甲醇提取物和天然产物单体具有清除自由基的作用 ,提示抗自由基的作用可能是射干类药物防治疾病的机理之一。
【总页数】3页(P)
【作者】秦民坚;刘俊;吉文亮;赵俊;丁家宜;余国奠
【作者单位】中国药科大学中药学院
【正文语种】中文
【中图分类】R284
【相关文献】
1.化学发光法测定蓝莓花色苷对氧自由基的清除作用 [J], 李颖畅;孟宪军;修英涛;冯颖
2.化学发光法测定蓝莓叶黄酮提取物对氧自由基的清除作用 [J], 李颖畅;吴笳笛;孙建华;刘丽萍
3.罗丹明B-Fe2+-H2O2光度法测定两种中药对羟基自由基的清除作用 [J], 王征帆
4.荧光分光光度法测定两种中药对羟基自由基的清除作用 [J], 吕永为;郭祥群
5.金银花类中药提取物清除自由基的作用 [J], 李会军;李萍;张重义;赵明强
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大叶桉叶中一个新的黄酮苷综合运用各种色谱分离技术对大叶桉叶乙醇提取物的正丁醇萃取部位进行化学成分研究，利用各种波谱技术结合理化常数和化学方法确定化合物的结构。
该研究从中分离得到6个黄酮苷类成分，分别鉴定为（-）-2S-8-甲基-5，7，4′-三羟基二氢黄酮-7-O-β-D-吡喃葡萄糖苷（1）、槲皮素-3-O-（2″-没食子酰基）-α-L-阿拉伯糖苷（2）、山柰酚-3-O-α-L-阿拉伯糖苷（3）、番石榴苷（4）、三叶豆苷（5）和金丝桃苷（6）。
其中，化合物1为1个新的黄酮苷，2～6为首次从该植物中分离得到。
标签：大叶桉；桃金娘科；化学成分；黄酮苷[Abstract] A new flavonoid glycoside，（-）-2S-8-methyl-5，7，4′-trihydroxyflavanone-7-O-β-D-glucopyranoside（1），along with five known ones，quercetin-3-O-（2″-galloyl）-α-L-arabinoside（2），kaempferol-3-O-α-L-arabinoside （3），guaijaverin（4），trifolin（5）and hyperin（6），was isolated from the leaves of Eucalyptus robusta. Their structures with absolute configurations were elucidated by NMR，HR-ESI-MS，CD spectra data and physicochemical methods. In addition，2-6 were isolated from E. robusta for the first time.[Key words] Eucalyptus robusta；Myrtaceae；chemical constituent；flavonoid glycosidedoi：10.4268/cjcmm20152425中药大叶桉叶为桃金娘科Myrtaceae桉属Eucalyptus植物大叶桉Eucalyptus robusta Smith的干燥叶，味辛、苦，性凉，具疏风发表、清热解毒、杀虫止痒等功效[1]，岭南地区民间常用其水煎液预防和治疗流感、脑炎、疟疾等[2]。
中华中医药学刊艾草总黄酮的提取工艺优化及抗氧化活性研究何姿，夏道宗，吴晓敏，徐丽萍（浙江中医药大学药学院，浙江杭州310053）摘要：目的：研究艾草总黄酮（total flavonoids from Artemisia argyi，TFAA）的最佳提取工艺及抗氧化活性。
方法：采用超声辅助提取法，以乙醇浓度、提取温度、提取时间、料液比为考察因素，通过正交实验优选TFAA的最佳提取工艺。
采用化学模拟体系测定TFAA的抗氧化活性。
结果：TFAA的最佳提取条件为乙醇浓度60%、提取温度90ħ、提取时间1．5h、料液比1ʒ45。
TFAA清除DPPH·和ABTS·+的IC50分别为38．05μg/mL和31．08μg/mL。
结论：经工艺优化后TFAA的提取量为177．5mg/g，具有很强的抗氧化活性。
关键词：艾草；总黄酮；提取工艺；抗氧化活性中图分类号：R284．2文献标志码：A文章编号：1673－7717（2013）07－1550－03Study on the Extraction Technique and Antioxidant Capacity ofTotal Flavonoids from Artemisia argyiHE Zi，XIA Daozong，WU Xiaomin，XU Liping（College of Pharmaceutical Sciences，Zhejiang Chinese Medical University，Hangzhou310053，Zhejiang，China）Abstract：Objective：To investigate the optimal extraction technique and antioxidant activity of total flavonoids from Artemisia argyi（TFAA）．Methods：To optimize the extraction technique of TFAA with orthogonal method by using ultra-sound－assisted extraction，which factors are ethanol concentration，extraction temperature，extraction time，and solid/liquid ratio．The antioxidant capacity of TFAA was measured by the chemical simulation system．Results：The resultsshowed the optimal extraction technique：ethanol concentration60%，extraction temperature90ħ，extracting time1．5h，solid/liquid ratio1ʒ45．TFAA had effective activity on scavenging DPPH·and ABTS·+，its IC50was38．05μg/mL and 31．08μg/mL，respectively．Conclusion：The maximum yield of TFAA was177．5mg/g．TFAA has strong antioxidant ca-pacity．Key words：Artemisia argyi；total flavonoids；extraction technique；antioxidant capacity收稿日期：2013－03－03基金项目：国家自然科学基金资助项目（81102861）；浙江省自然科学基金资助项目（Y2110031）作者简介：何姿（1991－），女，湖南娄底人，本科学生，研究方向：天然产物与功能性食品。
良种桉树叶中黄酮类物质的提取和活性试验报告
李培泰
【期刊名称】《广西林业》
【年(卷),期】1998(0)3
【摘要】无
【总页数】2页(P15-16)
【作者】李培泰
【作者单位】无
【正文语种】中文
【相关文献】
1.微波法提取桉树叶中黄酮类化合物的工艺研究 [J], 韦学丰;邓年方
2.薄荷叶中黄酮类物质的提取及其抗氧化活性研究 [J], 邱贺媛;章宋洁
3.银杏叶中黄酮类物质提取及其抗氧化活性 [J], 张伟;张焕新;施洋;孙晶晶
4.伊犁野核桃叶中黄酮类活性物质的提取及其抑菌活性研究 [J], 姚欣;让凤菊;刘伟;欧阳艳
5.提取赤桉树叶中黄酮类化合物的最佳工艺参数 [J], 王筱雄[1];姚祖春[2];黄照成[1];麻志军[3];卢扬文[2];郑舒匀[2]
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生物化学发光法测定酸枣仁的抗氧化活性
王少敏;李萍;赵明强
【期刊名称】《中草药》
【年(卷),期】2003(34)5
【总页数】3页(P417-419)
【关键词】生物化学发光法;测定;酸枣仁;抗氧化活性;实验方法
【作者】王少敏;李萍;赵明强
【作者单位】中国药科大学生药教研室
【正文语种】中文
【中图分类】R284.1
【相关文献】
1.化学发光法测定蕨菜黄酮的抗氧化活性 [J], 陈乃东;陈乃富;张莉;陈存武
2.酸枣仁油提取及其抗氧化活性研究现状 [J], 刘乐;范建凤;赵二劳
3.流动注射化学发光法测定黄豆苷元含量及其抗氧化活性 [J], 蒋翠文;蔡卓;岳伟超;叶丹妮;尹以婷;郭瑶琪
4.体外模拟消化对酸枣仁蛋白酶解产物抗氧化活性的影响 [J], 韩荣欣;张红印;周光鑫;王海东;肖凤琴;李光哲;严铭铭
5.化学发光法测定白果白蛋白的体外抗氧化活性 [J], 邓乾春;陈春艳;田斌强;谢笔钧
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芹菜叶总黄酮的光谱测定及清除羟基自由基性能张斐飞;张丹妮;郑宇强;岑璐局;朱妙琴【摘要】用紫外光谱法初步测定了芹菜叶提取液中的黄酮含量.分别用紫外和荧光光谱法研究了该提取物中黄酮类物质对羟基自由基的清除性能.结果表明：该提取物中的黄酮类物质对羟基自由基表现出较强的清除性能.%The total flavonoids were determined and the ability of scavenging free radicals was studied on celery leaves by UV-VIS and Fluorospectra.The results show that celery leaves extracts have strong ability of scavenging free radicals.【期刊名称】《浙江外国语学院学报》【年(卷),期】2011(000)003【总页数】4页(P54-57)【关键词】芹菜叶;黄酮;光谱;自由基【作者】张斐飞;张丹妮;郑宇强;岑璐局;朱妙琴【作者单位】浙江外国语学院理工学院,浙江杭州310012;浙江外国语学院理工学院,浙江杭州310012;浙江外国语学院理工学院,浙江杭州310012;浙江外国语学院理工学院,浙江杭州310012;浙江外国语学院理工学院,浙江杭州310012【正文语种】中文【中图分类】R2841 前言芹菜异名药芹、旱芹,属伞形花科的一年生或二年生草本植物,是一种丰富的自然资源.芹菜含有多种化学成分,除了含有丰富的营养元素外,芹菜中还含有多种生理活性的物质,主要包括:黄酮类物质、挥发油化合物、不饱和脂肪酸、氨基酸、香豆素衍生物、叶绿素、膳食纤维等多种物质.祖国医学证明,芹菜性凉味甘、具有止血、平肝、祛风、利湿、镇静降压等功效,可治疗高血压、血管硬化、神经衰弱、咳嗽痰多、小便淋痛、黄疸等症[1].目前,国内外对芹菜的研究主要集中在挥发油和黄酮类化学成分以及生理功能上[2].芹菜作为一种常食蔬菜,人们经常食用其茎而对芹菜叶没有进行充分的利用.本文测定了芹菜叶提取物在较佳提取工艺条件下的黄酮含量;此外分别用紫外可见光谱和荧光光谱研究了芹菜叶提取物对羟自由基的清除性能,以期为芹菜叶提取物的开发利用提供一些参考数据.2 实验部分2.1 仪器与材料UV-2550紫外可见分光光度计(日本Shimadzu公司),FP-6000荧光光谱仪(日本Jisac公司)芹菜(杭州市市售)将芹菜叶洗净,自然风干数天,将其磨成细粉,密闭、避光储存,备用.芦丁(生化试剂),其它试剂均为分析纯.2.2 方法与结果2.2.1 提取条件的选择参考文献[3],用控制变量法确定芹菜叶提取物的较佳提取工艺.变量分别为:提取剂(乙醇的体积分数)、提取时间、提取次数、料液比.通过采用清除羟自由基活性——Fenton实验,测定在510nm处的吸光度,得出芹叶提取物较佳提取工艺为:体积分数为85%的乙醇溶液,料液比为1∶18(质量比),室温普通震荡提取50min,提取3次.2.2.2 提取液叶绿素的去除取洁净的干燥管,少量棉花放入气泡下端,将活性碳装在干燥管中,将提取液从干燥管进口倒入,让其进行动态吸附,重复吸附3次即可以将叶绿素除去.将除去叶绿素的提取液转移到100mL的容量瓶中,用85%的乙醇溶液定容至刻度待用.2.2.3 黄酮含量的测定2.2.3.1 标准曲线的绘制以芦丁为标准样品,采用亚硝酸钠-氯化铝比色法[4].先用芦丁对照品配制标准溶液,于510nm波长处测定吸光度.得回归方程:A=0.38238m-0.00392,相关系数r=0.9979.式中A为吸光度,m为芦丁的质量.铝盐络合分光光度法测定总黄酮的原理为:在中性或弱碱性及亚硝酸钠存在条件下,黄酮类化合物与铝盐生成螯合物,加入氢氧化钠溶液后显红色,在510nm波长处有吸收峰且符合定量分析的比尔定律. 2.2.3.2 芹菜叶总黄酮含量的测定称取1.6372g芹菜叶细粉,在2.2.1提取条件下提取,提取液定容至100mL.取10mL比色管7支,分别加入芹菜叶提取液2.0mL,50g/L NaNO21mL,摇匀,放置5min后加入62.5g/L AlCl31.0mL,摇匀,放置5min,再加入40g/L NaOH 10mL,加蒸馏水至刻度,混匀,15min后用分光光度计在最大吸收波长510nm处测定其吸光度,结果见表1.表1 芹菜叶提取液总黄酮含量表1数据表明:吸光度的重现性较好,用紫外分光光度法测芹菜叶提取物中黄酮类化合物的含量,标准偏差0.053和相对标准偏差为0.009均较小,所得数据准确可靠.将结果代入回归方程,得知芹菜叶总黄酮的含量为1.67mg/g.2.2.4 Fenton-Fe2+-H2O2体系紫外光度法清除羟自由基实验Fe2+-2H2O2体系通过芬顿(Fenton)反应产生羟自由基(·OH).反应原理如下:邻二氮菲-Fe2+水溶液因被羟自由基氧化为邻二氮菲-Fe3+溶液,在510nm处的吸光度减小.加入H2O2前加入芹菜叶提取液,则Fenton反应产生的羟自由基被抑制或部分抑制,体系在510nm处的吸光度降低程度减小.取10mL比色管,依次加入1.0mL pH=7.4的KH2PO4-NaOH溶液,0.30mL7.5mmol/L硫酸亚铁铵溶液和0.30 mL 7.5 mmol/L邻二氮菲溶液,1号比色管中直接用蒸馏水定容至刻度;2号比色管加入0.20mL 7.5 mmol/L过氧化氢溶液后蒸馏水定容至刻度;3号比色管中分别加入芹菜叶提取物和过氧化氢溶液后用蒸馏水定容至刻度.在37℃水浴中放置1h,在最大吸收波长510nm下测吸光度,计算对羟自由基的清除率,结果见表2.从表2数据可以看出:芹菜叶提物对羟自由基有清除作用,随着提取液的用量增加,清除率也随着增大,当加入提取液增加到4mL后,清除率基本稳定下来,说明清除作用会达到饱和.参考文献[4],计算自由基清除率如下:自由基清除率(%)=(A3-A2)/(A1-A2)×100%.式中,A1和A2分别为体系不加过氧化氢和加过氧化氢时的吸光度,A3为加入芹菜叶提取液后的吸光度.表2 芹菜叶提物对羟自由基的清除1 1 0.02733.57 2 2 0.054829.12 3 30.082078.30 4 4 0.109481.32 5 5 0.136780.49 6 6 0.164081.692.2.5 罗丹明B-Mn2+-H2O2同步荧光光度法清除羟自由基实验罗丹明B能产生特征荧光,弱碱性介质中Mn2+-2H2O2体系产生的羟自由基可迅速氧化罗丹明B使荧光猝灭,而加入芹菜叶提取液后可部分清除溶液中羟自由基,从而使其荧光猝灭程度减弱.参考文献[5],在10mL比色管中,依次加入0.5mL 1×10-2g/L罗丹明B溶液,pH=9.0的氨水-NH4Cl缓冲溶液1.5mL,0.25mol/L的硫酸锰溶液0.50mL,0.6%(体积分数)过氧化氢溶液0.40mL,定容至刻度并摇匀;于40℃的水浴中放置15min,用冰水冷却3min.以Δ λ=21nm同步扫描,测定574nm波长处的荧光强度F,计算其与空白溶液(罗丹明B加缓冲溶液)荧光强度F0之差ΔF,通过测定ΔF变化,间接测定羟自由基的产生量.于试管中先加入一定量的羟自由基清除剂(芹菜叶提取液),再加入罗丹明B、pH=9.0的氨水-NH4Cl缓冲溶液、MnSO4溶液及过氧化氢,测定荧光强度Fs;罗丹明B加缓冲溶液作为空白参比,其荧光强度为F0;未加清除剂的体系其荧光强度为F.计算清除率,数据见表2及图1.图1 同步荧光分光光度法清除羟自由基注:从上到下分别为:罗丹明B+缓冲溶液=(A溶液);(A溶液)+Mn2++H2O2=(B溶液);(B溶液)+提取液7mL;(B溶液)+提取液6mL;(B溶液)+提取液5mL;(B溶液)+提取液4mL;(B溶液)+提取液3mL;(B 溶液)+提取液2mL;(B溶液)+提取液1mL表3 罗丹明B-Mn2+-2H2O2体系芹菜叶提取液对羟自由基的清除率1 10.02730.05 2 2 0.054812.72 3 3 0.082025.32 4 4 0.109434.79 5 50.136746.72 6 6 0.164055.81 7 7 0.191464.52表3和图1表明:随着加入提取液量的增加,自由基的清除率也随着增大,说明芹菜叶提取液对羟自由基有较好的清除作用.3 小结(1)在较佳提取条件下,芹菜提取液中的黄酮含量为1.67mg/g.(2)紫外和荧光实验表明:芹菜叶提取物对羟自由基有很好的清除作用,羟自由基清除率最大分别可达81.69%和64.52%.(3)从资源的综合利用考虑以及实验结果表明:芹菜叶提取物可以作为天然抗氧化剂加以开发利用.参考文献:[1]周辉,卢向阳.芹菜的化学成分和药理活性[J].氨基酸和生物资源,2006,28(1):6-8.[2]闫向阳,杨喜平.芹菜黄酮提取及其对油脂抗氧化性研究[J].粮食与油脂,2006,24(4):24-26.[3]朱妙琴,朱钱锋.植物超声提取物抗氧化成分的光谱分析比较[J].光谱实验室,2008,25(2):88-90.[4]郭亚力,李聪,欧灵澄,等.3种分光光度法对天然抗氧化物质抗自由基性能的分析检测[J].分析试验室,2004,23(10):43-48.[5]张爱梅,刘妮娜,臧运波,等.罗丹明B-Mn2+-2H2O2体系同步荧光分光光度法测定中药的抗氧化活性[J].理化检验-化学分册,2007,43(4):280-282.。
化学发光测定仪在植物标记物检测中的应用研究植物标记物是指通过测定植物组织中的某种特定物质来判断植物生长状态、代谢途径和环境适应性的指标。
化学发光测定仪作为一种常用的分析仪器，在植物标记物检测中具有广泛的应用。
本文将探讨化学发光测定仪在植物标记物检测中的应用研究。
首先，化学发光测定仪可以用于植物中的光合作用标记物检测。
光合作用是植物进行能量转换和有机物合成的重要过程，对植物的生长和发育至关重要。
而光合作用中的一些关键物质，如叶绿素和光合酶，可以通过化学发光测定仪来快速准确地检测。
通过测定光合作用标记物的含量，可以评估植物的光合作用活性，进而判断植物的生长状态和环境适应性。
其次，化学发光测定仪还可以用于植物中的抗氧化物质检测。
抗氧化物质是植物对抗有害氧自由基的重要防御系统，对植物的抗逆性和生长发育具有重要影响。
常见的抗氧化物质包括类胡萝卜素、维生素C和维生素E等。
通过化学发光测定仪可以准确测定植物中抗氧化物质的含量，从而评估植物的抗氧化能力和抗逆性。
此外，化学发光测定仪还可用于植物中的激素检测。
激素是植物生长和发育的主要调节因子，对植物的形态发育、生长周期和生殖发育具有重要作用。
植物中常见的激素包括赤霉素、激动素和脱落酸等。
通过化学发光测定仪可以快速测定植物中激素的含量，进而揭示激素在植物生长发育中的作用机制。
除了以上几个方面，化学发光测定仪还可以应用于植物中其他重要标记物的检测。
比如，抗病毒物质的检测可以评估植物对病原体的抗性；抗除草剂物质的检测可以评估植物对除草剂的抗性；抗寒物质的检测可以评估植物对低温的适应性等等。
这些标记物的检测可以揭示植物对各种外界环境的适应能力，指导农业生产和植物育种的选择和改良。
总之，化学发光测定仪在植物标记物检测中具有诸多优势。
它不仅能够高效准确地测定植物中关键标记物的含量，还可以实现高通量、自动化的分析，大大提高了工作效率。
因此，化学发光测定仪在植物科学研究和农业生产中得到了广泛应用，为我们深入了解植物生长发育的规律，优化植物的栽培管理，提高农作物产量和品质提供了有力的支撑。
荧光分析法在黄酮检测中的应用荧光指物质分子因吸收外来辐射的光子能量而从基态激发至激发态，再由第一电子激发单重态所产生的辐射跃迁返回到基态而伴随的发光现象。
利用物质的荧光特性对物质样品进行定性和定量分析的方法称为荧光分析法。
荧光分析法具有高灵敏度、高选择性、信息量丰富、检测限低等众多优点。
在20世纪70年代之后，有很多高灵敏度的荧光分析法相继出现，在各个领域都有了很大应用。
下面对荧光分析法在黄酮的检测中的应用进行简要的综述。
1 荧光分析法测定叶类植物中的总黄酮含量葎草全草入药，具有清热解毒的功效，黄酮类化合物是葎草的主要有效成分。
冯俊霞等建立了荧光分光光度法测定葎草叶中总黄酮含量的方法，使用F-4500型荧光分光光度计，考察了实验中的影响因素，确定了最佳条件为10%硝酸铝溶液的加入量为4ml，pH值为4的醋酸-醋酸钠缓冲液与60%乙醇混合液为溶剂，静置时间为25分钟，以芦丁为标样，选择410nm和534nm为激发波长和发射波长。
用此法检出的野生葎草叶中的总黄酮含量达52.98mg/g。
香椿叶提取物中的活性成分为黄酮类化合物，常永芳等选择436nm和505nm 为激发波长和发射波长，95%乙醇为溶剂，加入pH7的三酸缓冲液，采用超声提取，芦丁为标样，测定香椿叶中总黄酮，方法的检测限为2.62×10-7mol/L。
沙棘叶因其活性成分为黄酮类化合物而被广泛应用于制药、保健食品和化妆品行业。
曹叶霞等研究了用荧光分光光度法测定沙棘叶中的总黄酮，以芦丁为标准样品，研究了溶剂、pH值、表面活性剂及放置时间对荧光强度的影响。
选择437nm和516nm为激发波长和发射波长。
检测限达到3.2×10-6mol/L。
实验采用了超声提取的方法，以95%乙醇为溶剂提取3小时，加入pH值为7的三酸缓冲液。
桑叶具有疏风清热的功效，为常用中药，黄酮类成分是主要有效成分之一。
王艳研究了用荧光光度法测定桑叶中的总黄酮含量，以芦丁为标样，在436nm 和483nm为激发波长和发射波长下测定，检出限达到1.36×10-9 mol/L。
桉树叶活性成分提取方法及生物活性研究进展作者：李萃邦徐胜臻徐文兴曹敏惠来源：《湖北农业科学》2018年第06期摘要：对桉树叶活性成分提取方法及其抑菌、抗虫、除草和药用活性等进行了综述，为桉树研究开发提供依据和方向。
关键词：桉树；活性成分；提取方法；生物活性中图分类号：Q-0 文献标识码：A 文章编号：0439-8114（2018）06-0012-05DOI：10.14088/ki.issn0439-8114.2018.06.002Abstract： The extraction methods， the fungi and bacteria inhibition， insect resistance，herbicidal and pharmaceutical activities of active ingredients from eucalyptus leaves were reviewed，to provide a basis and direction for the further research and development of eucalyptus.Key words： eucalyptus； active ingredients； method of extraction； biological activity桉树（Eucalypt）是桃金娘科（Mytaceae）植物，含有桉树属（Eucalyptus）、杯果木属（Angophora）和伞房属（Corymbra）。
它是地球现有最高的被子植物之一，种类繁多，已知种类有945种；种植区域宽广，世界50多个国家都有种植[1，2]。
桉树经济价值极高，是一种具有观赏、用材、药用作用的优良树种，人们将人工种植的桉树用于家具制作、建筑工程、纸浆原料等方面。
桉树树干可以作为矿桥、建筑、浆粕[3]、人造板等用料；桉树皮可用于锅炉除垢和缓凝剂以及绿色新能源[4]；桉树叶可生产精油、柠檬醛和桉叶醇等。
JOURNAL OF CHEMICAL RESEARCH 2014 533pulse programs. Chemical shifts are given as δ values withreference to tetramethylsilane (TMS) as internal standard. The chemiluminescence value was recorded by BPCL‑1‑G‑C Ultra‑weak Luminescence Analyser (Beijing Institutes for Biophysics, Chinese Academy of Science). Column chromatography separations were carried out on silica gel (200–300 mesh, Qingdao Haiyang Chemical Co. Ltd, Qingdao, P.R. China), ODS (50 mesh, AA12S50, YMC), and Diaion HP-20 (Pharmacia, Peapack, New Jersey, USA). All other chemicals used were of biochemical reagent grade.Plant material: The leaves of Eucalyptus citriodora were collected in Zhanjiang, Guangdong Province of China in September 2012, and were identified by Professor Wen-qing Yin. A voucher specimen (No.20120903) has been deposited in the authors’ laboratory.Extraction and isolation: The dry leaves of Eucalyptus citriodora (5 kg) were extracted three times under reflux with 95% aqueous EtOH (150 L × 2 h). After removing the solvent under reduced pressure, the residue was suspended in water and then sequentially extracted with petroleum ether, CHCl 3, EtOAc and n -BuOH. The n -BuOH extract (41 g) was subjected to silica gel column chromatography (CC) using CHCl 3–MeOH–H 2O mixtures (9 : 1 : 0.1 to 7 : 3 : 0.5), ODS-A, and MCI-gel CHP 20P eluted with a step gradient of MeOH–H 2O (0 : 1–1 : 0), respectively, to give 1 (16 mg) and 2 (10 mg). Repeated CC on Sephadex LH‑20 and ODS‑A, eluting with MeOH–H 2O (0 : 1–1 : 0) and silica gel (CHCl 3–MeOH–H 2O, 9 : 1 : 0.1 to 7 : 3 : 0.5) gave 3 (12 mg), 4 (21 mg), 5 (23 mg) and 6 (19 mg) from the EtOAc extract.Citrioside A (1): Yellow amorphous powder; IR (KBr, cm –1): 3421, 2928, 1658, 1606, 1511, 1358, 1202, 1056, 921. UV (MeOH) λmax : 252 and 355 nm; HRESIMS m /z : 757.21976 [M + H]+ (Calcd. for C 33H 41O 20, 757.21913). 1H NMR (400 MHz, DMSO-d 6, δ/ppm): 6.18 (1H, br s , H-6), 6.35 (1H, br s , H-8), 7.90 (1H, br s , H‑2′), 6.91 (1H, d , J = 8.0 Hz, H‑5′), 7.46 (1H, dd , J = 8.0, 2.0 Hz, H‑6′), 3.83 (3H, s , OMe), 5.66 (1H, d , J = 7.6 Hz, H‑1″), 3.33–3.41 (4H, m, H‑2″, 3″, 4″, 5″), 3.71 (1H, dd , J = 11.6, 2.8 Hz, H‑6″a), 3.71 (1H, dd , J = 11.6, 2.8 Hz, H‑6″a), 3.63 (1H, dd , J = 11.6, 5.4 Hz, H‑6″b), 4.98 (1H, br s , H‑1‴), 3.91 (1H, m , H‑2‴), 3.03–3.49 (3H, m, H‑3‴, 4‴, 5‴), 0.67 (3H, d , J = 6.2 Hz, H‑6‴), 3.96 (1H, d , J = 7.5 Hz, H‑1‴′), 2.99–3.40 (5H, m, H‑2‴′, 3‴′, 4‴′, 5‴′).13C NMR (100 MHz, DMSO-d 6, δ/ppm): 155.5 (C-2), 132.3 (C-3), 170.0 (C-4), 161.6 (C-5), 99.3 (C-6), 161.8 (C-7), 93.8 (C-8), 156.6 (C-9), 103.1 (C‑10), 121.9 (C‑1′), 113.1 (C‑2′), 146.7 (C‑3′), 149.2 (C‑4′), 115.4 (C‑5′), 121.3 (C‑6′), 55.6 (3′‑OMe), 98.6 (C‑1″), 76.5 (C‑2″), 77.7 (C‑3″), 70.6 (C‑4″), 76.9 (C‑5″), 67.2 (C‑6″), 100.7 (C‑1‴), 70.2 (C‑2‴), 70.6 (C‑3‴), 71.8 (C‑4‴), 68.4 (C‑5‴), 17.2 (C‑6‴), 103.1 (C‑1‴′), 70.6 (C‑2‴′), 72.8 (C‑3‴′), 67.5 (C‑4‴′), 65.1 (C‑5‴′).Acidic hydrolysis of 1: Compound 1 was dissolved in 2 M HCl. The solution was heated at 100 °C for 1 h. After hydrolysis, thisOO OHOCH 3OHHOOO O HOO OH OHHOO HOHO OHO1″1′′′1′′′′1OOCH 3OHOOH OO OHHOOOOHHOHO2HO OOH HOO O O HO OHHOHOOC HO 3OOOHHOOHOOHOH HO4OOOOOO OHHOHO H 3CCOO 5OOOOOO OHHOHO HO6Fig. 2 Chemical structures of compounds 1–6 isolated from the leaves of Eucalyptus citriodora.534 JOURNAL OF CHEMICAL RESEARCH 2014reaction mixture was diluted with H 2O and extracted with EtOAc. The H 2O layer was neutralised with an Amberlite IRA-60E column, and the eluate was concentrated dry. The residue was stirred with D -cysteine methyl ester hydrochloride, hexamethyldisilazane and trimethylsilylchloride in pyridine using the same procedures as in previous reports.15,16 After the reactions, the supernatant was subjected to GC. GC conditions: column, TC‑1 (GL Science Inc.) 0.25 mm i.d. × 30 m; carrier gas, N 2; column temperature, 230 °C; t R , 22.6 min(D -glucose), 15.5min (L -rhamnose), 13.7 min (L -arabinose). The specific rotation of the isolated arabinose was [α]29 D +66.6 (c 0.18, H 2O). The positive optical rotation indicated that the sugar was L -arabinose.17 The specific rotation of rhamnose was [α]29 D –9.0 (c 0.15, H 2O). The negative optical rotation indicated that the sugar was L -arabinose.17 The specific rotation of glucose was [α]20 D +60.0 (c 0.50, H 2O). The positive optical rotation indicated that the sugar was D -glucose.18This study was supported by Foundation for Distinguished Young Talents in Higher Education of Guangdong, China (2012LYM_0095).Received 15 July 2014; accepted 25 July 2014Paper 1402767 doi: 10.3184/174751914X14097343203429Published online: 25 September 2014References1 K.H. Shen, Z.T. Chen and P.D. Duh, Am. J. Chinese Med., 2012, 40, 399.2 M. Takasaki, T. Konoshima, H. Etoh, I.P. Singh, H. Tokuda and H. Nishino, Cancer Lett., 2000, 155, 61.3 M. Gilles, J. Zhao, M. An and S. Agboola, Food Chem., 2010, 119, 731.4 Z.B. Shen and P.J. Xu, Chem. Ind. Forest Prod., 1987, 7, 28.5 Z.L. Zhou and H.L. Zhang, Med. Chem. Res., 2013, 22, 4830.6 T.Z. Zhang, L.J. Xu, H.P. Xiao, X. Zhou, S.M. Mo, S.M. Cai and Z.L. Zhou, Bull. Korean Chem. Soc., 2014, 35, 2207.7 Z.L. Zhou, W.Q. Yin, H.L. Zhang, Z.C. Feng and J.M. Xia, Nat. Prod. Res., 2013, 27, 1732.8 Y. Zhang, Y. Sun, W. Xi, Y. Shen, L. Qiao, L. Zhong, X. Ye and Z. Zhou, Food Chem., 2014, 145, 674.9 H.S. Shin, M.J. Bae, D.W. Choi and D.H. Shon, Molecules , 2014, 19, 2536.10 R. Zhao, T.W. Tan and S. Corine, J. Biol. Phys., 2011, 37, 387.11 M. Komatsu, I. Yoko, Y. Shirataki and J.L. Chen, Phytochemistry , 1976,15, 1089.12 J.A. Park, H.J. Kim, C. Jin, K.T. Lee and Y.S. Lee, Arch. Pharm. Res.,2003, 26, 1009.13 A.C. Kudi and S.H. Myrint, J. Ethnopharmacol., 1999, 68, 289.14 A. Kujumgier, I. Tsvetkova, Y. Serkedjieva, V. Bankova, R. Chritov and S.Popov, J. Ethnopharmacol., 1999, 64, 235.15 D. Zhang, T. Miyase, M. Kuroyanagi, K. Umehara and A. Ueno, Chem.Pharm. Bull., 1996, 44, 173.16 S. 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