RNA修饰的研究进展

RNA表观遗传修饰的研究进展RNA表观遗传修饰是指通过改变RNA分子结构和功能的方式，对基因表达进行调控的一种方式。

近年来，随着技术的不断发展，RNA表观遗传修饰的研究也越来越受到科学界的关注。

本文将围绕着这一话题，介绍RNA表观遗传修饰的基本概念、研究进展以及其在生物学研究和应用中的前景。

基本概念RNA表观遗传修饰是RNA分子在转录和翻译过程中所受到的化学修饰。

这些修饰可以改变RNA分子的物化性质、稳定性以及相互作用方式，从而影响基因的表达。

RNA表观遗传修饰包括但不限于：N6-甲基腺嘌呤（m6A）、2'-氧甲基腺苷（Am）、伪尿嘧啶（Ψ）、C5-甲基胞苷（m5C）等。

这些修饰可以被加在RNA的核苷酸上，也可以作用于RNA的末端端基团上。

m6A是目前研究最为广泛的RNA表观遗传修饰，它主要发生在mRNA上。

m6A修饰可以通过维持mRNA的体内稳定性来调节mRNA的表达，同时也能够影响mRNA的转运、翻译速率以及RNA剪切等过程。

研究进展随着基因组学、转录组学以及生物信息学等研究领域的飞速发展，RNA表观遗传修饰也越来越受到科学家们的关注。

在过去的几年中，研究人员们不断研发出新的技术，成功地解析了不同类型的RNA表观遗传修饰机制，并探索了这些修饰在生物上的功能与生物学意义。

比如，在m6A修饰方面，研究人员发现了m6A修饰的“阅读头”（m6A modified translation initiation factor）可以通过调节转录机制，进而影响肿瘤细胞的增殖和分化。

此外，m6A修饰还被发现可以通过特定的RNA结合蛋白和核糖体在翻译之前增加或降低基因的表达。

另外，2'-氧甲基腺苷（Am）修饰也是目前研究得比较透彻的RNA表观遗传修饰之一。

研究人员们发现，Am修饰可以通过增加RNA的稳定性来调节基因的表达。

此外，Am修饰还能够影响rRNA的可读性、翻译启动复合物的形成以及小RNA的生物学功能等方面。

植物RNA编辑研究进展随着基因编辑技术的不断发展，人们的生物学研究工作越来越高效和准确。

在动物和真菌中，基因的编辑都是依靠着Cas9酶等等基因编辑工具完成的。

然而，植物的基因编辑则更复杂，因为植物细胞壁的存在，阻挡了大多数基因编辑工具到达植物细胞内部的难度。

但是最近一篇发表在Nature Plants上的文章则展示了一种新的植物基因编辑方法——RNA编辑，文章名为 "CRISPR/Cas9-mediated RNA editing in plants"。

RNA编辑指的是通过修改RNA分子的化学结构来改变蛋白质的编码序列。

这个过程能够发生在 mRNA 还处于代表基因的双链脱氧核糖核酸（DNA）模板时，也能够发生在成熟的mRNA上。

相比于基因组编辑，RNA编辑的主要优势有两个：首先，无需修复 DNA 双链，这意味着过程中会有更少的误操作，避免了主要编辑误操作事件的风险，另外RNA编辑跨越了多个不对称的启动子和转录因子结合区域，可以捕获那些基因组编辑无法检测到的变异。

这样一来，RNA编辑法操作的多样性就大于基因组编辑法。

以下讲述最新RNA编辑工具的发展和研究进展。

首先是RNA编辑的关键工具——RNA编辑酶的发现。

RNA编辑酶主要包括腺苷酸脱氨酶（ADAR）和辅因子A腺嘌呤核苷酸酰化样蛋白（ADATs）。

其中ADAR 参与了对腺苷酸 (A) 的脱氨酶作用，所以其中的 A 的mRNA的编辑过程又被称为 A 至嘌呤酸(G)编辑, 这是一种普遍存在于动物mRNA上的后修饰，但在植物中这种修饰发现的较晚，直到2011年。

而 ADATs 则参与了对鸟嘌呤 (D) 和肉桂酸 (O) 的腺嘌呤核苷酸酰化作用，也能实现RNA编辑。

然而，目前植物中最为常用的 RNA编辑酶是 ADAR2 ，通过对其进行修饰，使其能够在植物体内工作。

因为植物RNA序列中 A 至 G 的发生率很低，所以这个系统需要与 CRISPR/Cas9相结合，来针对植物RNA序列中的蛋白质编码位点进行编辑。

RNA修饰与人类疾病的关联性研究近年来，越来越多的研究表明，RNA修饰与人类疾病之间存在着密切的关联性。

RNA修饰是指在RNA分子上加入化学修饰物，从而改变RNA分子的结构和功能。

RNA修饰具有重要的调控基因表达、信号传导和疾病发生发展等生物学意义。

本文将介绍RNA修饰的基本概念和分类，以及RNA修饰与人类疾病的关联性研究进展。

一、RNA修饰的基本概念和分类RNA修饰是指在RNA分子上加入化学修饰物，从而改变RNA分子的结构和功能。

RNA修饰主要包括以下形式：1.核苷酸修饰：包括2’-O-甲基化、2’-O-甲基转移、磷酸酯化等；2.碱基修饰：包括6-氧甲基鸟嘌呤、6-甲基腺嘌呤、5-羟甲基葉酸等；3.磷酸修饰：包括pseudouridine、5-硫代尿嘧啶、N6-threonylcarbamoyladenosine等；4.RNA剪接：包括剪接酶介导的剪接和转移核酸酶介导的剪接。

二、RNA修饰与人类疾病的关联性研究进展RNA修饰作为一种新兴的调控机制，近年来受到了广泛关注。

越来越多的研究表明，RNA修饰与人类疾病之间存在着密切的关联性。

1. RNA修饰与肿瘤肿瘤是人类面临的一项巨大挑战。

越来越多的研究表明，RNA修饰在肿瘤中发挥了重要的作用。

例如，RNA N6-甲基腺嘌呤甲基转移酶（METTL3）是一个关键的RNA甲基化酶，在肿瘤细胞中高表达。

一项最新的研究表明，METTL3可以促进肿瘤细胞增殖和转移，并且可以降低免疫系统对肿瘤细胞的反应性。

此外，一些RNA修饰酶，如FMR1自带RNA N6-甲基腺嘌呤甲基转移酶（METTL16），在肿瘤中也发挥了重要的作用。

因此，RNA修饰在肿瘤治疗中具有潜在的应用价值。

2. RNA修饰与神经系统疾病神经系统疾病是人类健康面临的另一个重要挑战。

越来越多的研究表明，RNA 修饰在神经系统疾病中发挥了重要的作用。

例如，一些RNA修饰酶，如双重甲基化酶FTSJ3和FTSJ1，与海马体功能失调有关。

细胞转录后修饰及其功能调控的研究进展转录后修饰是指基因转录后mRNA分子的生物化学修饰过程，它能够调节mRNA的稳定性、转化率以及蛋白质质量。

近年来，随着RNA学以及生命科学技术的不断发展，转录后修饰领域也得到了广泛关注。

本文将介绍转录后修饰的具体类型，其功能与调控机制，以及当前的研究进展。

转录后修饰主要分为以下几种：1. RNA剪接后修饰：RNA剪接后修饰是在剪接完成后，mRNA序列在5‘端和3’端形成不同的化学修饰反应。

这些化学修饰能够调节mRNA的稳定性和翻译效率，进而影响蛋白质的表达。

其中最为重要的是7-甲基鸟苷（m7G），该修饰能够增强mRNA的稳定性，并促进mRNA的翻译。

2. RNA甲基化修饰：RNA甲基化是RNA分子上最常见的化学修饰，在核酸生物学中具有重要的生物学功能。

RNA甲基化包括N6-甲基腺嘌呤（m6A）、5-甲基细胞嘧啶（m5C）和2-O-甲基核糖（2‘-O-Me）。

其中m6A是目前研究最为广泛的RNA甲基化修饰类型，它能够影响RNA的转化、降解以及翻译效率。

3. RNA磷酸化与脱磷酸化：RNA磷酸化与脱磷酸化作为一种常见的RNA转录后修饰，可以调节RNA的生物学功能。

RNA磷酸化包括O-甲基磷酸酯化（m1G、m2G、m7G）和2‘-磷酸酯化修饰（pppG5‘、pppG5‘Np、pppG5‘Nnp）。

而RNA脱磷酸化除了一些稀有的修饰类型（如2鸟苷磷酸酯、3鸟苷磷酸酯）之外，大多是主要基于2‘-5‘磷酸酯酶（PCE）的磷酸酯水解作用来实现的。

细胞转录后修饰在调节基因转录和蛋白质翻译等方面具有重要的功能和调控作用。

通过RNA后修饰，细胞能够精细调控基因表达，例如对神经元分化和生长选择的影响。

同时，一些转录后修饰是导致疾病的原因。

例如，m6A在某些癌症中起到了重要的作用。

因此，研究RNA后修饰机制、结构特点及功能在生命科学中有非常重要的应用价值与临床前景。

当前，越来越多的研究使用基因组宽度的方法，如RNA-seq和MeRIP-seq，对RNA后修饰进行高通量分析。

RNA研究进展范文RNA（Ribonucleic acid），核糖核酸，是一种由核苷酸组成的生物分子，它在基因表达、蛋白质合成和调节等方面起着重要的作用。

近年来，RNA研究领域取得了许多重要的进展，本文将从RNA的结构、功能和应用等方面进行综述。

首先，RNA的结构研究取得了重要的突破。

传统上，我们认为RNA是单链的，但最近的研究表明，RNA也可以形成复杂的结构。

例如，有许多种类的RNA分子能够通过碱基之间的配对形成二级结构，形成稳定的“RNA二级结构”。

此外，还发现了许多新的RNA结构形式，如G-四链体（G-quadruplex）、非编码RNA（noncoding RNA）等。

这些结构的发现为我们认识RNA的功能和调控提供了新的线索。

其次，RNA功能的研究也取得了突破。

在过去，我们主要将RNA视为信息传递的媒介，但现在越来越多的研究表明，RNA本身具有重要的功能。

例如，microRNA和长链非编码RNA在基因表达调控和疾病发生中发挥了重要的作用。

此外，RNA还参与到翻译后修饰、剪接等多个生物过程中。

这些研究拓展了我们对RNA功能的认识，也为研发新药物和治疗方法提供了新的思路。

第三，RNA在疾病诊断和治疗中的应用逐渐被重视。

由于RNA在疾病中具有重要的功能和调节作用，对RNA进行研究可以帮助我们更好地理解疾病的发生机制，同时也为临床诊断和治疗提供了新的方法。

例如，一些类型的癌症可以通过检测血液中的循环RNA进行早期诊断。

此外，利用RNA干扰（RNA interference）技术可以靶向特定的mRNA分子，从而降低相应蛋白质的表达，这对于疾病的治疗具有重要的潜力。

最后，发展了许多新的RNA研究技术，推动了RNA研究的进展。

例如，RNA测序技术的快速发展使得我们可以全面地分析RNA的表达谱和剪接变异等信息。

此外，还发展了许多高通量筛选技术和结构研究技术，可以帮助我们更好地理解RNA的功能和结构。

这些新技术的发展为RNA的研究提供了强有力的支持。

RNA的功能及新型技术的研究进展RNA是生物体内重要的核酸分子，在遗传信息传递、蛋白质合成等许多生命活动中发挥着重要的作用。

此外，随着科技的不断进步，越来越多的研究表明，RNA在细胞的调控、疾病发生发展等方面也起着至关重要的作用。

一、RNA的功能RNA是一种核酸分子，也即是由核苷酸单元组成的长链分子，其与DNA有着很高的相似性，但也有着一些显著的差别。

相比于DNA，RNA的一些重要特性表现为：1. RNA只有单链，而DNA则是双链结构；2. RNA中的碱基与DNA基本一致，但有时在RNA中会出现尿嘧啶（U）替代DNA中的胸腺嘧啶（T）；3. 不同于DNA只能以双螺旋的形式存在，RNA还有各种结构，如tRNA的小臂、大臂以及环状结构等。

在细胞内，RNA的生物学功能十分多样。

首先，RNA是基因的转录产物，可以被编码为肽链，进而合成为蛋白质。

在这一过程中，RNA的基因表达水平和空间定位都十分重要。

此外，RNA还可以形成多种结构，其中最为常见的几种结构为：mRNA、rRNA、tRNA和snRNA等。

其中，mRNA是messenger RNA的缩写，负责将蛋白质编码信息从DNA上转录到核糖体中合成蛋白质；rRNA是ribosomal RNA的缩写，是构成核糖体的一部分；tRNA则与氨基酸结合，将氨基酸带到核糖体上，参与蛋白质合成。

除此之外，RNA还在细胞周期和细胞分化、细胞死亡、蛋白翻译后修饰等方面发挥着重要的作用。

其中，RNA参与调控基因表达的机制十分繁多，如RNA修饰和非编码RNA等。

二、RNA的新型技术研究进展由于RNA在细胞调控、疾病发生发展中的重要作用，研究人员一直致力于发展各种新型技术，以更深入地解析RNA在生命体内的功能与应用。

其中，最近几年较为突出的研究方向包括：1.siRNAsiRNA是小干扰RNA（small interfering RNA）的缩写，是一种由脱氧核糖核酸（dsRNA）降解产物。

第３８卷第２期２０１９年４月电㊀子㊀显㊀微㊀学㊀报ＪｏｕｒｎａｌｏｆＣｈｉｎｅｓｅＥｌｅｃｔｒｏｎＭｉｃｒｏｓｃｏｐｙＳｏｃｉｅｔｙＶｏｌ ３８ꎬＮｏ ２２０１９￣０４文章编号:１０００￣６２８１(２０１９)０２￣０１８９￣１２㊀㊀ＲＮＡ表观遗传修饰及其在植物中的研究进展鲁㊀良１ꎬ２ꎬ陈㊀博１ꎬ２ꎬ曹阳阳１ꎬ２ꎬ邓玮杭２ꎬ李㊀晔１ꎬ２ꎬ林金星１ꎬ２ꎬ李瑞丽１ꎬ２∗(１.北京林业大学林木分子设计育种高精尖创新中心ꎬ北京１０００８３ꎻ２.北京林业大学生物科学与技术学院ꎬ林木育种国家工程实验室ꎬ北京１０００８３)摘㊀要㊀㊀ＲＮＡ转录后修饰是将新生ＲＮＡ分子加工成为成熟产物的修饰过程ꎬ它已经成为表观遗传学研究的一个崭新领域ꎬ在生物体的生殖㊁生长和发育等生命活动过程中发挥着十分重要的作用ꎮ近年来ꎬ人们对ＲＮＡ的６－甲基腺嘌呤(Ｎ６￣ｍｅｔｈｙｌａｄｅｎｏｓｉｎｅꎬｍ６Ａ)㊁５－甲基胞嘧啶(５￣Ｍｅｔｈｙｌｃｙｔｏｓｉｎｅꎬｍ５Ｃ)以及假尿苷修饰(ＰｓｅｕｄｏｕｒｉｄｉｎｅｓꎬΨ)等几种重要的ＲＮＡ表观遗传修饰开展了广泛地研究ꎮ本文主要阐述了这几种ＲＮＡ修饰的分布特征㊁形成机制以及检测方法ꎬ并着重总结了它们在植物生长发育中的功能与研究进展等ꎬ为今后系统开展ＲＮＡ表观遗传学的研究提供理论参考ꎮ关键词㊀㊀ＲＮＡ修饰ꎻ６－甲基腺嘌呤ꎻ５－甲基胞嘧啶ꎻ假尿苷ꎻ表观遗传中图分类号:Ｑ９４３ꎻＱ３３６㊀㊀文献标识码:Ａ㊀㊀ｄｏｉ:１０ ３９６９/ｊ.ｉｓｓｎ.１０００￣６２８１.２０１９.０２.０１７收稿日期:２０１８－０８－０９ꎻ修订日期:２０１８－０９－２０基金项目:国家重点研发计划课题资助项目(Ｎｏ.２０１６ＹＦＤ０６００１０２)ꎻ中央高校基本科研业务费专项资助项目(Ｎｏ.２０１９ＺＹ２９)ꎻ国家自然科学基金面上资助项目(Ｎｏ.３１６７０１８２)ꎻ国家自然科学基金重点资助项目(Ｎｏ.３１５３００８４)ꎻ国家自然科学基金青年科学基金资助项目(Ｎｏｓ.３１４０１１４９ꎬ３１６０１１４９).作者简介:鲁良(１９９２－)ꎬ男(汉族)ꎬ河北人ꎬ研究生.Ｅ￣ｍａｉｌ:ｌｕｌｉａｎｇ＠ｂｊｆｕ.ｅｄｕ.ｃｎ∗通讯作者:李瑞丽(１９８１－)ꎬ女(汉族)ꎬ河南人ꎬ副教授.Ｅ￣ｍａｉｌ:ｌｉｒｕｉｌｉ＠ｂｊｆｕ.ｅｄｕ.ｃｎ㊀㊀自然界中的大多数ＲＮＡ均发生了转录后修饰ꎬ这些修饰为ＲＮＡ功能的多样化奠定了化学基础ꎬ在ＲＮＡ的结构㊁功能及代谢等方面都发挥着十分重要的作用[１]ꎮ２０１１年更新的ＲＮＡ修饰数据库ＲＮＡＭＤＢ共收录了１０９种ＲＮＡ的修饰形式[２]ꎮ最近的研究发现ꎬＲＮＡ的某些修饰含量丰富ꎬ且保守性强ꎬ具有重要的生物学功能ꎬ其中主要包括ＲＮＡ的６－甲基腺嘌呤修饰(Ｎ６￣ｍｅｔｈｙｌａｄｅｎｏｓｉｎｅꎬｍ６Ａ)[３－４]㊁５－甲基胞嘧啶修饰(５￣Ｍｅｔｈｙｌｃｙｔｏｓｉｎｅꎬｍ５Ｃ)以及假尿苷修饰(ＰｓｅｕｄｏｕｒｉｄｉｎｅｓꎬΨ)[５]等ꎮ本文将主要介绍这几种ＲＮＡ修饰方式的分布特征㊁形成机制以及检测方法等ꎬ并着重总结了它们在植物生长发育中的功能研究进展ꎮ１㊀ＲＮＡ表观遗传修饰表观遗传学又称 拟遗传学 ꎬ它是研究细胞核ＤＮＡ序列未改变的情况下ꎬ由于其它机制引起的基因功能可逆和可遗传的改变ꎬ这些改变包括ＤＮＡ修饰㊁组蛋白修饰和ＲＮＡ修饰等[６－７]ꎮ近年来ꎬＲＮＡ转录后修饰成为表观遗传学中关注的热点ꎬ更多的ＲＮＡ修饰功能不断被发现ꎬ比如６－甲基腺嘌呤修饰可以通过调控ｍＲＮＡ的剪切㊁定位㊁转运及其稳定性ꎬ参与生物体基因转录后表达调控[８]ꎻ５－甲基胞嘧啶在ＲＮＡ中高含量且能够稳定存在ꎬ研究发现５－甲基胞嘧啶与人类的一些疾病相关[４ꎬ９]ꎮ目前ꎬ研究者对ＲＮＡ转录后修饰ｍ６Ａ㊁ｍ５Ｃ和Ψ等不断深入研究ꎬ为丰富和完善ＲＮＡ表观遗传学提供理论基础ꎮ１ １㊀ＲＮＡ６－甲基腺嘌呤修饰(ｍ６Ａ)自２０世纪７０年代ｍ６Ａ甲基化修饰发现以来ꎬ研究者发现ｍ６Ａ甲基化修饰广泛存在于酵母[１０]㊁果蝇[１１]㊁哺乳动物[１２－１６]㊁病毒ＲＮＡ[１７－１８]以及小麦和玉米等植物中[１９]ꎮｍ６Ａ修饰主要分布于ｍＲＮＡ内部及长链非编码ＲＮＡ上(ｌｏｎｇｎｏｎ￣ｃｏｄｉｎｇＲＮＡꎬｌｎｃＲＮＡ)ꎬ对ＲＮＡ剪接㊁代谢以及加工过程具有重要调控作用ꎬ同时它也存在于真核生物的其它类型ＲＮＡ上ꎬ比如转运ＲＮＡ(ｔｒａｎｓｆｅｒＲＮＡꎬｔＲＮＡ)[２０]㊁核糖体ＲＮＡ(ｒｉｂｏｓｏｍａｌＲＮＡꎬｒＲＮＡ)[２１]和小核ＲＮＡ(ｓｍａｌｌｎｕｃｌｅａｒＲＮＡꎬｓｎＲＮＡ)[２２]ꎮ２０１５年ꎬ研究者发现ｍ６ＡＲＮＡ甲基化受ＭｉｃｒｏＲＮＡ调控并能够促进细胞重编程为多能性细胞[２３]ꎮｍｉＲＮＡ能够通过调节甲基转移酶ＭＥＴＴＬ３与ｍＲＮＡ的结合改㊀㊀电子显微学报㊀Ｊ.Ｃｈｉｎ.Ｅｌｅｃｔｒ.Ｍｉｃｒｏｓｃ.Ｓｏｃ.第３８卷变ｍ６Ａ的修饰水平ꎮ研究发现增加ｍ６Ａ丰度能够促进小鼠胚胎成纤维细胞重编程为多能干细胞ꎻ相反ꎬ当降低ｍ６Ａ修饰水平时ꎬ发现严重阻碍了细胞重编程[２３]ꎮ１ １ １㊀ｍ６Ａ甲基转移酶与去甲基化酶ｍ６Ａ是一种普遍的ＲＮＡ表观遗传修饰ꎬ由ｍ６Ａ甲基转移酶复合物催化形成(图１)ꎮｍ６Ａ甲基转移酶复合物以Ｓ－腺苷甲硫氨酸(Ｓ￣ａｄｅｎｏｓｙｌｍｅｔｈｉｏｎｉｎｅꎬＳＡＭ)为甲基供体ꎬ将腺嘌呤第６位Ｎ上的氢甲基化ꎬ形成ｍ６Ａ[２４]ꎮ该复合物由３部分构成ꎬ包括ＭＥＴＴＬ３(ｍｅｔｈｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅｌｉｋｅ３)[２５]㊁ＭＥＴＴＬ１４(ｍｅｔｈｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅｌｉｋｅ１４)[２６]和ＷＴＡＰ(ｗｉｌｍｓᶄｔｕｍｏｒ１￣ａｓｓｏｃｉａｔｉｎｇｐｒｏｔｅｉｎ)[４]ꎮ其中ＭＥＴＴＬ３和ＭＥＴＴＬ１４亚基能以１ʒ１的比例形成一个稳定的异源二聚体ꎬ但二者分工不同ꎬＭＥＴＴＬ３作为催化中心ꎬＭＥＴＴＬ１４主要结合ＲＮＡ底物[２７]ꎮＷＴＡＰ亚基作为调节亚基ꎬ调控异源二聚体的细胞内活性ꎮ该复合物中任何一个亚基缺失都会导致ｍ６Ａ水平的显著下降ꎬ３个亚基均定位于细胞核内的亚细胞器 核小斑上[２８]ꎮ有趣的是ꎬ最近有研究发现ＫＩＡＡ１４２９可能是组成ｍ６Ａ甲基转移酶复合物的一个新亚基ꎬ猜测可能与ｍ６Ａ形成相关ꎬ但其主要的功能和机制现在仍未知[５]ꎮ除ｍ６Ａ甲基转移酶以外ꎬ动物细胞中存在两个ｍ６Ａ去甲基化酶ＦＴＯ[２９]与ＡＬＫＢＨ５[３０]ꎬ它们均属于二价铁和α－酮戊二酸依赖的双加氧酶ＡｌｋＢ家族ꎬ这表明ｍ６Ａ修饰是一个动态可逆的过程(图１)ꎮ图１㊀细胞核ＲＮＡｍ６Ａ修饰的路径模式图[３１]ꎮＦｉｇ.１㊀Ｉｌｌｕｓｔｒａｔｉｏｎｏｆｔｈｅｃｅｌｌｕｌａｒｐａｔｈｗａｙｓｏｆｍ６ＡｉｎｎｕｃｌｅａｒＲＮＡｓ[３１].１ １ ２㊀ｍ６Ａ结合蛋白ｍ６Ａ发挥功能需要依赖于一种称作ＹＴＨ(ＹＴ５２１￣ＢｈｏｍｏｌｏｇｙꎬＹＴＨ)的结合蛋白ꎮ在动物研究中发现ꎬＹＴＨ结构域蛋白是非常重要的且具有确定功能的ｍ６Ａ结合蛋白ꎮＹＴＨ结构域通过由三个高度保守的芳香族残基形成的芳香环特异性识别ｍ６Ａ中的甲基ꎬ并对含有ｍ６Ａ的寡核苷酸的亲和力较高[３２－３５]ꎮ然而ꎬ蛋白仅存在ＹＴＨ结构域并不一定意味着能与ｍ６Ａ特异性结合ꎮ例如ꎬ裂殖酵母ＹＴＨ结构域蛋白Ｍｍｉ１能够识别特定的核苷酸序列ꎬ但不能与ｍ６Ａ特异性结合ꎬ这和Ｍｍｉ１蛋白质中与ｍ６ＡＲＮＡ相结合的几个氨基酸的改变有关[３６]ꎮ为了深入研究ｍ６Ａ结合蛋白ꎬ研究者对先前鉴定的１３个ＹＴＨ结构域蛋白进行了系统发育分析[３７]ꎮＹＴＨ结构域蛋白分为两个不同的系统发育亚家族ꎬ包括ＹＴＨＤＦ家族中的１１个成员和ＹＴＨＤＣ家族中的２个成员ꎮＹＴＨＤＦ蛋白是具有固定结构的ꎬ含有Ｎ端固定的无序区(ｉｎｔｒｉｎｓｉｃａｌｌｙｄｉｓｏｒｄｅｒｅｄｒｅｇｉｏｎꎬＩＤＲ)和Ｃ端ＹＴＨ结构域[３８]ꎮ研究者对人类ＹＴＨＤＦ２蛋白研究时发现这两个结构彼此独立０９１㊀第２期鲁㊀良等:ＲＮＡ表观遗传修饰及其在植物中的研究进展㊀㊀运作ꎬ使得基于特定的ｍ６Ａ结合的ＹＴＨ结构域能够选择靶ｍＲＮＡꎬ而Ｎ末端的ＩＤＲ作为调节单位[３９]ꎮ相对而言ꎬ与ＹＴＨＤＦ１相比ꎬＹＴＨＤＦ２对ｍ６Ａ有更强的结合能力ꎮ研究发现ꎬ在动物细胞中ＹＴＨＤＦ２有超过３０００个含ｍ６Ａ的靶ＲＮＡꎬ包括大多数的ｍＲＮＡ和小部分的非编码ＲＮＡ(ｎｏｎ￣ｃｏｄｉｎｇＲＮＡꎬｎｃＲＮＡ)ꎮＹＴＨＤＦ２蛋白含有两个功能域ꎬＣ端存在的ＹＴＨ结构域能直接识别并结合ｍ６ＡꎻＮ端可以使ｍＲＮＡ重新定位到Ｐ小体ꎬ促进ＲＮＡ的降解ꎬ进而影响ｍＲＮＡ的稳定性ꎮ相反ꎬＹＴＨＤＦ１可以与起始翻译因子ｅＩＦ及核糖体相互作用ꎬ促进ｍＲＮＡ的翻译效率[４０]ꎮＹＴＨＤＣ１通过与ｍＲＮＡ剪切因子相互作用进而调控ｍＲＮＡ的剪切过程[４１－４２]ꎮ１ １ ３㊀ｍ６Ａ检测技术通过确认ｍ６Ａ在ＲＮＡ的分布位置才能精确研究ｍ６Ａ的生物学功能ꎮ由于ｍ６Ａ的形成并不会干扰碱基互补配对原则ꎬ和正常的Ａ一样能与Ｕ进行配对ꎬ这些特征都增加了检测ｍ６Ａ的难度ꎮ研究初期ꎬ采用同位素标记[４３]㊁薄层色谱[４４]等方法检测ｍ６Ａ的分布ꎬ发现ｍ６Ａ存在于特定的序列ＧＡＣ(７０％)或ＡＡＣ(３０％)位置中[４５]ꎬ这些是ｍＲＮＡ上ｍ６Ａ特有的保守序列ꎬ这一保守序列被确定为ＲＲＡＣＨ(Ｒ＝Ｇ/ＡꎬＧ>ＡꎻＨ＝Ａ㊁Ｃ㊁Ｕ)[１３ꎬ４４]ꎮ２０１２年ꎬ２个独立的课题组采用基于ｍ６Ａ抗体免疫沉淀和高通量测序技术(ｍ６Ａ￣ｓｅｑ或ＭｅＲＩＰ)对转录组水平上ｍ６Ａ的分布和修饰数据进行检测ꎬ发现转录组中ｍ６Ａ分布在于ｍＲＮＡ和ｎｃＲＮＡꎬ其主要富集在３ᶄ非翻译区(ｕｎｔｒａｎｓｌａｔｅｄｒｅｇｉｏｎꎬ３ᶄＵＴＲ)ꎬ其次是富集在长的外显子上[４６－４７]ꎮ虽然大多数ｍ６Ａ位点具有较强的保守性ꎬ但也存在基于物种特异㊁细胞系特异的ｍ６Ａ修饰位点[２３]ꎮ近几年ꎬ多个实验室对提高ｍ６Ａ单碱基分辨率技术进行了有益的尝试ꎬ包括基于修饰碱基回补温度差异法[４８]㊁基于ＲＮＡ酶切割位点特异性并结合放射性元素标记及薄层层析方法的ＳＣＡＲＬＥＴ(ｓｉｔｅ￣ｓｐｅｃｉｆｉｃｃｌｅａｖａｇｅａｎｄｒａｄｉｏａｃｔｉｖｅ￣ｌａｂｅｌｉｎｇｆｏｌｌｏｗｅｄｂｙｌｉｇａｔｉｏｎ￣ａｓｓｉｓｔｅｄｅｘｔｒａｃｔｉｏｎａｎｄＴＬＣ)[４９]㊁光交联辅助ｍ６Ａ测序技术(ｐｈｏｔｏ￣ｃｒｏｓｓｌｉｎｋｉｎｇ￣ａｓｓｉｓｔｅｄｍ６ＡｓｅｑｕｅｎｃｉｎｇｓｔｒａｔｅｇｙꎬＰＡ￣ｍ６Ａ￣ｓｅｑ)[５０]和ｍ６Ａ碱基分辨率交联共沉淀技术(ｍ６Ａｉｎｄｉｖｉｄｕａｌ￣ｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅ￣ｒｅｓｏｌｕｔｉｏｎｃｒｏｓｓ￣ｌｉｎｋｉｎｇａｎｄｉｍｍｕｎｏｐｒｅｃｉ￣ｐｉｔａｔｉｏｎꎬｍｉＣＬＩＰ)[３]ꎬ这些技术的发展推动了ｍ６Ａ领域的研究ꎮ１ ２㊀ＲＮＡ５－甲基胞嘧啶修饰(ｍ５Ｃ)ｍ５Ｃ是表观遗传学中一种非常重要的ＲＮＡ转录后修饰ꎮｍ５Ｃ存在于ＤＮＡ和ＲＮＡ中ꎬ所以ｍ５Ｃ既是一种具有代表性的ＤＮＡ修饰ꎬ又是一种极其重要的ＲＮＡ修饰[５１]ꎮＤＮＡｍ５Ｃ在真核生物中具有许多功能性作用ꎬ例如转录沉默和基因组印记[５２]ꎮＲＮＡｍ５Ｃ在ｔＲＮＡ㊁ｒＲＮＡ以及ｍＲＮＡ中高丰度并且稳定存在[５３－５５]ꎮ迄今为止ꎬｍ５Ｃ的研究主要集中在ｍ５Ｃ在ｔＲＮＡ和ｒＲＮＡ的功能上[５１]ꎮ在很多古细菌以及真核生物的ｔＲＮＡ中ꎬｍ５Ｃ修饰的存在已得到了证实ꎬ这些ｍ５Ｃ修饰位点主要富集在可变臂和反密码环上[５６]ꎮ在ｒＲＮＡ中ꎬｍ５Ｃ修饰主要存在于ｒＲＮＡ结合ｔＲＮＡ发挥翻译活性的区域ꎬ与核糖体的合成和蛋白质翻译过程有关[５７]ꎮ这些研究揭示ｍ５Ｃ能够影响ＲＮＡ稳定性㊁ｔＲＮＡ识别㊁翻译保真性以及ＲＮＡ加工过程[５８－６１]ꎮ除此之外ꎬ研究发现人类ＨｅＬａ细胞的ｍＲＮＡ中ｍ５Ｃ修饰位点超过１００００个[６２]ꎮ另有研究发现ｍ５Ｃ在植物中广泛存在ꎬ如水稻㊁藜苜蓿㊁玉米和意大利鸢尾草[６３]ꎮ１ ２ １㊀ｍ５Ｃ甲基转移酶真核生物中存在两类ＲＮＡ甲基转移酶(ＲＮＡｍｅｔｈｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅꎬＲＭＴ)ꎬ可以催化ｍＲＮＡ和其他类型ｎｃＲＮＡ中的ｍ５Ｃꎮ第一类真核生物ＲＭＴ是ｔＲＮＡ天冬氨酸甲基转移酶１(ｔＲＮＡａｓｐａｒｔｉｃａｃｉｄｍｅｔｈｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ１ꎬＴＲＤＭＴ１)ꎬ也称为ＤＮＡ甲基转移酶２(ＤＮＡｍｅｔｈｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ２ꎬ￣ＤＮＭＴ２)ꎮ研究表明ꎬＴＲＤＭＴ１可以对动物㊁植物和裂殖酵母中的ｔＲＮＡ进行甲基化修饰[６４－６７]ꎮ第二类ＲＭＴ在酵母和动物中分别称为ｔＲＮＡ特异性甲基转移酶４(ｔＲＮＡｍｅｔｈｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ４ꎬＴＲＭ４)和ＮＯＰ２/Ｓｕｎｄｏｍａｉｎｐｒｏｔｅｉｎ２(ＮＯＰ２/ＳｕｎＲＮＡｍｅｔｈｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ２ꎬＮＳＵＮ２)[６８－７０]ꎬ在酵母中ＴＲＭ４能够修饰多个ｔＲＮＡꎮ研究发现ＴＲＤＭＴ１和ＮＳＵＮ２可以修饰哺乳动物ｔＲＮＡ中的ｍ５Ｃꎮ当小鼠中的ＮＳＵＮ２发生缺陷时ꎬ会导致雄性小鼠不育ꎬ生长缓慢和表皮分化出现缺陷ꎬ这表明ＮＳＵＮ２在干细胞自我更新和细胞分化中发挥重要作用[７１－７２]ꎮ此外ꎬ人类的ＮＳＵＮ２突变与遗传性智力障碍和人体生长矮小有关[７３－７４]ꎮ与人类相似ꎬ黑腹果蝇ｎｓｕｎ２突变体也显示出短期的记忆缺陷[７５－７６]ꎮＴＲＭ４和ＮＳＵＮ２在拟南芥中的同源蛋白分别称为ｔＲＮＡ甲基转移酶Ａ(ｔＲＮＡｍｅｔｈｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ４ＡꎬＴＲＭ４Ａ)和ｔＲＮＡ甲基转移酶Ｂ(ｔＲＮＡｍｅｔｈｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅ４ＢꎬＴＲＭ４Ｂ)ꎬ这２种甲基转移酶在拟南芥生长发育中发挥着重要作用[７７－７８]ꎮ１９１㊀㊀电子显微学报㊀Ｊ.Ｃｈｉｎ.Ｅｌｅｃｔｒ.Ｍｉｃｒｏｓｃ.Ｓｏｃ.第３８卷１ ２ ２㊀ｍ５Ｃ修饰位点检测技术随着科技的发展ꎬ研究者应用ｍ５Ｃ修饰位点检测技术来确认ｍ５Ｃ的分布ꎮ２０１２年ꎬ研究者通过亚硫酸盐处理与高通量测序技术结合的方式ꎬ研究人类的ＨｅＬａ细胞时发现８４９５个ｍ５Ｃ位点存在于ｍＲＮＡ上ꎬ２２５个ｍ５Ｃ位点存在于ｔＲＮＡ上ꎬ１７８０个ｍ５Ｃ位点分布在其它类型的ｎｃＲＮＡ中[６２]ꎮ２０１３年ꎬ研究者通过５－氮杂胞苷介导的ＲＮＡ免疫沉淀(５￣ａｚａｃｙｔｉｄｉｎｅ￣ｍｅｄｉａｔｅｄＲＮＡｉｍｍｕｎｏｐｒｅｃｉｐｉｔａｔｉｏｎꎬＡｚａ￣ＩＰ)[７９]和甲基化－个体－核苷酸－拆分交联免疫沉淀(ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ￣ｉｎｄｉｖｉｄｕａｌ￣ｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅ￣ｒｅｓｏｌｕｔｉｏｎ￣ｃｒｏｓｓｌｉｎｋｉｎｇａｎｄｉｍｍｕｎｏｐｒｅｃｉｐｉｔａｔｉｏｎꎬｍｉＣＬＩＰ)技术在人类ＨｅＬａ和ＨＥＫ２９３细胞中检测到ｍ５Ｃ位点的存在[８０]ꎮ２０１７年ꎬ通过改进的基于ＡＣＴ三碱基随机引物的ＲＮＡｍ５Ｃ单碱基分辨率高通量测序技术并与生物信息分析相结合的方法ꎬｍＲＮＡｍ５Ｃ的分布规律得到了系统全面的揭示ꎮ２０１７年ꎬＤａｖｉｄ等应用亚硫酸盐测序技术(ＲＮＡｂｉｓｕｌｆｉｔｅｓｅｑｕｅｎｃｅꎬＢＳ￣ｓｅｑ)鉴定了拟南芥中三种组织类型ꎬ包括ｍＲＮＡ㊁ｌｎｃＲＮＡ和其它ｎｃＲＮＡ的转录组范围内ｍ５Ｃ修饰位点[８１]ꎮ由于亚硫酸盐介导的胞嘧啶转化受ＲＮＡ二级结构和几种其他胞嘧啶修饰的抑制ꎬ比如ｈｍ５ＣꎬＮ４－甲基胞嘧啶ꎬ３－甲基胞嘧啶ꎬＮ４ꎬ２ꎬ–Ｏ－二甲基胞苷和Ｎ４－乙酰基胞嘧啶对胞嘧啶转化的抑制[８２－８５]ꎬ导致亚硫酸盐测序不能区分ｍ５Ｃ与其他未完全甲基化的胞嘧啶或ＲＮＡ中的其他胞嘧啶修饰ꎬ同时这种方法降低了拟南芥中ｍ５Ｃ修饰位点的分辨率和准确度ꎬ所以鉴定的ＲＮＡｍ５Ｃ位点中存在不可避免的假阳性ꎮ最新研究发现ꎬ可以采用ｍ５ＣＲＮＡ免疫沉淀深度测序技术(ｍ５ＣＲＮＡｉｍｍｕｎｏｐｒｅｃｉｐｉｔａｔｉｏｎｓｅｑｕｅｎｃｉｎｇꎬｍ５Ｃ￣ＲＩＰ￣ｓｅｑ)以实现拟南芥中转录组范围内的ｍ５Ｃ修饰位点的分析[６３]ꎮ１ ３㊀假尿苷化修饰(Ψ)假尿苷修饰是最早发现的ꎬ并且是目前发现的ＲＮＡ转录后修饰中丰度最高的一种修饰[４５ꎬ８６]ꎬ广泛存在于多种生物的多种ＲＮＡ(如ｔＲＮＡ㊁ｒＲＮＡ㊁ｓｎＲＮＡ与ｓｎｏＲＮＡ等)ꎮ假尿苷是尿苷的５位核糖异构体ꎬ尿苷的碱基通过Ｎ￣Ｃ键与核糖连接ꎬ而假尿苷碱基与核糖之间通过Ｃ￣Ｃ键相连ꎮ有趣的是ꎬ假尿苷碱基与核糖连接方式的改变并没有破坏碱基互补配对原则ꎬ而且使Ｎ１位变成了一个质子的供体ꎬ这可能是假尿苷具有重要生物学功能的原因ꎮ１ ３ １㊀假尿苷形成机制在真核生物中ꎬ假尿苷化可以通过两种不同的机制进行催化:一种是依赖假尿苷合酶催化的机制ꎻ另一种是依赖于一种Ｈ/ＡＣＡｂｏｘ小核仁ＲＮＡ与相应的蛋白质形成的复合物ꎬ在这种机制中ＲＮＡ起识别作用[４５ꎬ８６]ꎮ假尿苷合酶催化机制中涉及的假尿苷合酶ꎬ目前鉴定的主要分为５个不同的家族:ＲｌｕＡ㊁ＲｓｕＡ㊁ＴｒｕＡ㊁ＴｒｕＢ和ＴｒｕＤ[８７]ꎮ假尿苷合酶的５个家族虽然在序列和结构上存在差异ꎬ但它们都有一个保守的核心折叠区域与活性位点ꎬ它们各自具有相应的底物专一性ꎮ除此之外ꎬ研究者们发现一些假尿苷合酶ꎬ例如ＤＫＣ１和ｈＰＵＳ１与人类疾病有关ꎮ另一种催化机制ꎬ由Ｈ/ＡＣＡ小核仁ＲＮＡ与四个核心蛋白:Ｎｈｐ２㊁Ｇａｒ１㊁Ｎｏｐ１０和Ｃｂｆ５构成的Ｈ/ＡＣＡ核酸蛋白复合物主要负责催化真核生物中ｒＲＮＡ和ｓｎＲＮＡ的假尿苷修饰[８８－９０]ꎮＨ/ＡＣＡ小核仁ＲＮＡ含有两个茎环结构ꎬ在两个茎环结构之间存在着一段被称为 Ｈｂｏｘ 的ＡＮＡＮＮＡ保守序列ꎬ且在第二个茎环结构之后有一个由连续的３个 ＡＣＡ 序列组成的 ＡＣＡｂｏｘ 结构[９１－９２]ꎮ两个茎环的中间位置均有一个由未配对单链ＲＮＡ构成的环状结构ꎬ这个环被称为 ｐｓｅｕｄｏｕｒｉｄｉｎｅｐｏｃｋｅｔ ꎬ它与底物ＲＮＡ互补配对ꎬ这种关系决定了假尿苷修饰位点的特异性ꎮ１ ３ ２㊀假尿苷修饰检测技术目前二维纤维素薄层析[９３]和高分辨率质谱法[９４]可以应用于假尿苷修饰的定量分析ꎮＲＮＡ上假尿苷修饰定位检测技术主要有ＲＮａｓｅＨ切割特定位点㊁ＣＭＣＴ定位法(Ｎ￣Ｃｙｃｌｏｈｅｘｙｌ￣Ｎᶄ￣ｃａｒｂｏｄｉｉｍｉｄｅｍｅｔｈｏ￣ｐ￣ｔｏｌｕｅｎｅｓｕｌｆｏｎａｔｅꎬＣＭＣＴ)[９５－９６]和ＳＣＡＲＬＥＴ定位法(ｓｉｔｅ￣ｓｐｅｃｉｆｉｃｃｌｅａｖａｇｅａｎｄｒａｄｉｏａｃｔｉｖｅ￣ｌａｂｅｌｉｎｇｆｏｌｌｏｗｅｄｂｙｌｉｇａｔｉｏｎ￣ａｓｓｉｓｔｅｄＥｘｔｒａｃｔｉｏｎａｎｄＴＬＣ)[４９]ꎮ最近ꎬ研究者应用一种基于ｑＰＣＲ的无放射性标记检测技术对ｍＲＮＡ或者ｌｎｃＲＮＡ上的假尿苷修饰进行定位研究[９７]ꎮ应用这些定量和定位方法可以精确检测假尿苷修饰的含量与分布ꎬ以便更好地研究ＲＮＡ上假尿苷修饰的潜在功能ꎮ１ ３ ３㊀假尿苷修饰的生物学功能假尿苷修饰在多个生物学过程中发挥功能ꎬ不同位点的假尿苷修饰会有不同的功能ꎮｒＲＮＡ中的假尿苷修饰主要分布在一些重要功能区ꎬ包括肽基转移酶中心(ｐｅｐｔｉｄｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅｃｅｎｔｅｒꎬＰＴＣ)㊁解码中心和Ａ￣ｓｉｔｅｆｉｎｇｅｒ区域等ꎬ这些假尿苷修饰可能对ｒＲＮＡ功能的发挥有影响[９８]ꎮ研究发现ꎬ当敲除酵２９１㊀第２期鲁㊀良等:ＲＮＡ表观遗传修饰及其在植物中的研究进展㊀㊀母细胞中与肽基转移酶中心区域假尿苷相关的ｓｎｏＲＮＡ时ꎬ单个的ｓｎｏＲＮＡ缺失对酵母细胞生长影响较小ꎬ然而当所有的ｓｎｏＲＮＡ都缺失时会对酵母细胞生长产生较大的影响ꎬ表明ｓｎｏＲＮＡ中假尿苷修饰的数量可能与酵母细胞的生长速率呈正相关[９９]ꎮ目前研究发现ꎬ假尿苷修饰广泛存在于ｔＲＮＡ㊁ｒＲＮＡ以及ｓｎＲＮＡ上ꎮ２０１１年ꎬＲｏｃｈｅｓｔｅｒ大学Ｙｉ￣ＴａｏＹｕ的实验室发现ꎬ人为的在无义密码子ＵＡＧ㊁ＵＡＡ㊁ＵＧＡ中引入假尿苷修饰ꎬ当Ψ替换无义密码子的Ｕ时ꎬ可以将无义密码子变成有义密码子ꎬ继续编码相应的蛋白质[１００]ꎮ１ ４㊀其他类型的表观遗传修饰除了ｍ６Ａ㊁ｍ５Ｃ和Ψ修饰以外ꎬ还有Ｎ１－甲基腺嘌呤(Ｎ１￣ｍｅｔｈｙｌａｄｅｎｏｓｉｎｅꎬｍ１Ａ)㊁２ᶄ氧甲基(２ꎬ￣Ｏ￣ｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎꎬ２￣ＯＭｅ)㊁５－羟甲基胞嘧啶(５￣ｈｙｄｒｏｘｙｍｅｔｈｙｌｃｙｔｏｓｉｎｅꎬｈｍ５Ｃ)与肌苷等表观遗传修饰ꎬ这些修饰在生物体的生命活动中发挥重要作用ꎮ１ ４ １㊀Ｎ１－甲基腺嘌呤修饰几十年前首次在总ＲＮＡ样品中发现了ｍ１Ａꎮｍ１Ａ是一种能够调节ｔＲＮＡ和ｒＲＮＡ结构及其稳定性的ＲＮＡ修饰[１０１]ꎬ最近的研究揭示在真核生物ｍＲＮＡ中也存在ｍ１Ａ[４１ꎬ１０２]ꎮ与ｍ１Ａ修饰相关的正电荷可能通过加强ＲＮＡ－蛋白质相互作用或通过改变ＲＮＡ二级结构来增强其生物学影响[１０３]ꎮ最近的一项研究表明ꎬｍ１Ａ会破坏ＲＮＡ碱基配对并诱导局部ＲＮＡ双链体的融合[１０４]ꎮ除了ｍ１Ａ诱导的结构修饰之外ꎬ最近的两篇文章描述了人和小鼠细胞中ｍ１Ａ在其转录组范围的分布[４１ꎬ１０２]ꎮ虽然ｍ１Ａ可能对翻译过程起促进作用ꎬ但其具体的功能以及机制仍然不清楚ꎮ１ ４ ２㊀２ᶄ氧甲基修饰２￣ＯＭｅ是一种常见的ＲＮＡ修饰ꎬ位于四种核糖核苷的２'－羟基核糖上ꎮ研究发现在所有真核生物的主要类别ＲＮＡ中存在２￣ＯＭｅ[２ꎬ１０５]ꎮ在体外ꎬ２￣ＯＭｅ可以抑制Ａ至Ｉ的ＲＮＡ编辑[１０６]ꎮ已知ｓｎｏＲＮＡ在真核生物ｒＲＮＡ上引导２￣ＯＭｅꎬ且最近有研究表明某些ｓｎｏＲＮＡ也可以靶向其它类型ＲＮＡ如ｍＲＮＡ[１０７－１０８]ꎮ用于２￣ＯＭｅ检测的方法主要有基于ＰＣＲ的定量方法[１０９]和高通量测序技术[１１０]ꎬ其有可能应用于研究ｍＲＮＡ修饰ꎮ然而ꎬ真核ｍＲＮＡ或发挥功能的２'ＯＭｅ的精确位点目前尚不清楚ꎮ２㊀ＲＮＡ表观修饰在植物中的研究进展㊀㊀最近ꎬ越来越多的研究表明ꎬＲＮＡ表观遗传修饰ｍ６Ａ和ｍ５Ｃ在植物生长发育过程中发挥重要作用ꎬ比如影响植物根系生长㊁毛状体分支和胚胎发育等ꎬ参与这些过程的酶类和结合蛋白及其主要功能总结见表１ꎮ表１㊀植物ＲＮＡ甲基化修饰相关酶的特征和功能Ｔａｂｌｅ１㊀ＣｈａｒａｃｔｅｒｉｓｔｉｃｓａｎｄｆｕｎｃｔｉｏｎｓｏｆｒｅｌａｔｅｄｅｎｚｙｍｅｓｏｆＲＮＡｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎｍｏｄｉｆｉｃａｔｉｏｎｉｎｐｌａｎｔｓＲＮＡ修饰类型蛋白成员基因编号功能分类生物学功能文献ｍ６ＡＭＴＡＡＴ４Ｇ１０７６０甲基转移酶种子胚胎发育所必需[１１１]ＦＩＰ３７ＡＴ３Ｇ５４１７０甲基转移酶保证胚胎发育正常ꎻ调控茎干细胞命运[１１２]ＡＬＫＢＨ１０ＢＡＴ４Ｇ０２９４０去甲基化酶影响植株花转变和营养生长[１１３]ＥＣＴ２ＡＴ３Ｇ１３４６０结合蛋白影响ｍＲＮＡ的稳定性ꎻ毛状体分支[１１４－１１５]ＥＣＴ３ＡＴ５Ｇ６１０２０结合蛋白影响毛状体分支[１１５]ｍ５ＣＴＲＭ４ＢＡＴ２Ｇ２２４００甲基转移酶正向调节根系生长[８１]２ １㊀ｍ６Ａ在植物中的研究进展植物ｍ６Ａ功能的研究主要是围绕甲基转移酶㊁去甲基化酶和ｍ６Ａ的结合蛋白来展开的ꎬ其主要以拟南芥为研究对象[１１６]ꎮ２００８年ꎬ研究者在拟南芥中首次发现了ＭＥＴＴＬ３的同源蛋白ꎬ将其命名为甲基转移酶Ａ(ｍｅｔｈｙｌｔｒａｎｓｆｅｒａｓｅＡꎬＭＴＡ)ꎬＭＴＡ在拟南芥的大部分组织中表达相对较低ꎬ但在种子㊁花粉小孢子和分生组织中表达水平较高[１１１]ꎮ当敲除ＭＴＡ时ꎬ拟南芥种子的胚胎不能从球形胚发育至心形胚ꎬ导致胚胎死亡[１１１]ꎮ在植物中发现的另一种甲基转移酶ＦＩＰ３７是哺乳动物ＷＴＡＰ的同源蛋白ꎬ研究发现当敲除ＦＩＰ３７时ꎬ拟南芥种子的胚胎不能正常发育ꎬ停止在球形胚发育阶段ꎮ但当ＦＩＰ３７过表达时ꎬ拟南芥植株表现为叶片表面的毛状体分支增多㊁三分支毛状体数量减少㊁在叶片表面甚至出现了五分支或六分支毛状体的新群体ꎬ这说明ＦＩＰ３７过表达影响了拟南芥毛状体的发育[１１２]ꎮ最近ꎬ有研究者发现ＦＩＰ３７可以调控拟南芥茎尖干细胞的命运[１１７]ꎮ敲除ＦＩＰ３７的拟南芥突变体表现出芽分生组织的过度增殖和转录组范围内ｍ６ＡＲＮＡ修饰的丧失ꎮ进一步研究表明拟南芥中ＦＩＰ３７介导的ｍ６Ａ能负向控制干细胞分化所需的两个关键调３９１㊀㊀电子显微学报㊀Ｊ.Ｃｈｉｎ.Ｅｌｅｃｔｒ.Ｍｉｃｒｏｓｃ.Ｓｏｃ.第３８卷节因子Ｗｕｓｈｅｌ和ＳＴＭ的稳定性ꎬ从而在空间和时间上抑制其转录水平以控制茎尖分生组织过度增殖ꎬ这表明ＦＩＰ３７在介导ｍ６ＡｍＲＮＡ修饰中发挥不可或缺的作用[１１７]ꎮ在拟南芥中未发现动物中去甲基化酶ＦＴＯ的同源蛋白ꎬ但存在１３个ＡｌｋＢ家族同源蛋白ꎮＡｌｋＢ蛋白家族是大肠杆菌中一种双加氧酶ꎬ在人类中已经鉴定出９种ＡｌｋＢ同源物ꎬ包括ＡＬＫＢＨ１－８和ＦＴＯ[１１８]ꎮ最近研究发现ꎬ拟南芥ｍ６ＡＲＮＡ去甲基化酶ＡＬＫＢＨ１０Ｂ能够在体外和体内去甲基化基于ｍ６Ａ的ｍＲＮＡ修饰ꎬ同时也发现ｍ６Ａ修饰的ｍＲＮＡ是ＡＬＫＢＨ１０Ｂ的主要催化底物[１１３]ꎮ研究ａｌｋｂｈ１０ｂ突变体的茎㊁叶等不同组织时发现突变体植株中总ｍＲＮＡ中ｍ６Ａ水平较高[１１３]ꎮ通过比对野生型和ａｌｋｂｈ１０ｂ突变体植株ꎬ发现两者在幼苗时期含有相同数量的莲座叶ꎬ但与野生型相比ꎬ突变体叶片显著变小ꎬ并表现出晚花表型ꎬ因此推测ＡＬＫＢＨ１０的去甲基化活性影响拟南芥的花转变和植株的营养生长[１１３]ꎮｍ６Ａ修饰的生物学功能主要取决于与不同类型的ｍ６Ａ结合蛋白特异性相互作用ꎬ这些蛋白主要包括ＹＴＨ结构域家族蛋白的ＹＴＨＤＦ家族蛋白和ＹＴＨＤＣ家族蛋白ꎬ在ｍＲＮＡ剪接㊁降解和翻译等过程中发挥着重要作用[３９－４０ꎬ１１９－１２０]ꎮ另有研究发现ＹＴＨ结构域家族蛋白是真核细胞中一个非常保守的蛋白家族ꎬ其在果蝇㊁人类㊁水稻和拟南芥等生物中广泛存在ꎮ如在拟南芥中ꎬ大多数ＹＴＨ结构域蛋白属于称为ＥＣＴ１－１１(ＥＶＯＬＵＴＩＯＮＡＲＩＬＹＣＯＮＳＥＲＶＥＤＣ－ＴＥＲＭＩＮＡＬＲＥＧＩＯＮ１－１１)蛋白质家族ꎮＥＣＴ１－１１蛋白均具有可变长度的Ｎ端区域ꎬ并且一些成员在ＹＴＨ结构域的Ｃ端具有一定程度的延伸[３７]ꎮＥＣＴ１和ＥＣＴ２与ＣＩＰＫ１(ＣＢＬ￣ＩＮＴＥＲＡＣＴＩＮＧＰＲＯＴＥＩＮＫＩＮＡＳＥ１)相互作用[１２１]ꎬ且在ｍＲＮＡ－蛋白质相互作用研究中鉴定了几种ＥＣＴ蛋白质ꎬ表明它们具有与体内ｍＲＮＡ结合的能力[１１５]ꎮ更有趣的是ꎬ有研究者发现ＥＣＴ４在体外与单链ＲＮＡ结合[３７]ꎮ最近ꎬ研究者发现ＥＣＴ２能够通过影响拟南芥中ｍＲＮＡ的稳定性调控毛状体的形态ꎬ所以将其定性为一个维持拟南芥中正常毛状体形态所需的ｍ６Ａ结合蛋白[１１４]ꎮ通过甲醛交联和免疫沉淀方法(ｆｏｒｍａｌｄｅｈｙｄｅｃｒｏｓｓ￣ｌｉｎｋｉｎｇａｎｄｉｍｍｕｎｏｐｒｅｃｉｐｉｔａｔｉｏｎꎬＦＡ￣ＣＬＩＰ)鉴定了转录组范围内ＥＣＴ２￣ＲＮＡ相互作用位点ꎬ发现ＥＣＴ２结合位点强烈富集在靶基因的３'ＵＴＲ[１１４]ꎮ测序分析表明ꎬＥＣＴ２在调节细胞核中３'ＵＴＲ加工和促进细胞质中ｍＲＮＡ稳定性方面发挥双重作用[１１４]ꎮ研究者对拟南芥幼苗的ＲＮＡ样品进行ｑＰＣＲ分析ꎬ发现ＥＣＴ２的ｍＲＮＡ丰度高于其它ＹＴＨ结构域家族基因的ｍＲＮＡ丰度ꎬ同时还检测到大多数拟南芥营养器官和生殖器官中均有ＥＣＴ２转录本ꎬ这表明该基因在拟南芥中普遍存在[１１４]ꎮＥＣＴ２在快速生长的组织如顶端分生组织㊁侧根原基㊁根尖㊁毛状体和花粉中表达最强ꎬ表明ＥＣＴ２在活跃发育的组织中起重要作用[１１４]ꎮ采用低温扫描电子显微镜观察到ꎬ拟南芥ｅｃｔ２突变体的毛状体出现了四个分支㊁五个分支的表型ꎬ这表明ＥＣＴ２具有与毛状体形态发生相关的功能[１１４ꎬ１２２]ꎮ另有研究者发现ＥＣＴ２和ＥＣＴ３单个敲除的突变体不会产生明显的发育表型[１２３]ꎮ尽管野生型和单突植株的真叶尺寸没有明显差异ꎬ但在构建的ｅｃｔ２/ｅｃｔ３双突拟南芥中ꎬ发现第一片真叶出现的时间比野生型约晚７~８天ꎬ这证明ＥＣＴ２和ＥＣＴ３是叶片正常形成所必需的[１２２]ꎮ在获得的转基因拟南芥幼苗中ꎬ观察到ＥＣＴ２￣ｍＣｈｅｒｒｙ和ＥＣＴ３￣Ｖｅｎｕｓ在茎尖部位显示出强烈的荧光信号ꎬ而且荧光信号在叶片形成部位和新出现的叶片处特别明显ꎬ表明ＥＣＴ２和ＥＣＴ３在叶片形成时具有重要调控作用ꎮ此外ꎬ该家族的另外一个成员ＥＣＴ４也参与这个过程ꎬ但其只是在缺乏ＥＣＴ２和ＥＣＴ３的情况下发挥作用[１２３]ꎮ研究者采用荧光融合蛋白表达的方法ꎬ发现ＥＣＴ２㊁ＥＣＴ３和ＥＣＴ４定位在细胞质中[１２３]ꎮ２ ２㊀ｍ５Ｃ在植物中的研究进展目前ꎬ植物中ｍ５Ｃ的研究主要集中在对其分布特征以及参与该修饰的甲基转移酶的功能分析上ꎮＤａｖｉｄ研究团队利用ＢＳ￣ｓｅｑ甲基化测序检测了拟南芥ＲＮＡ全转录组中的ｍ５Ｃ甲基化修饰ꎬ研究发现在拟南芥幼苗地上部分和根部以及角果组织中的ｍＲＮＡ㊁ｌｎｃＲＮＡ及其它ｎｃＲＮＡ中存在上千个ｍ５Ｃ修饰位点ꎬ这三种不同组织中ｍ５Ｃ修饰位点数量上的差异暗示了ｍ５Ｃ调控具有组织特异性[８１]ꎮ谷晓峰团队应用ｍ５Ｃ￣ＲＩＰ￣ｓｅｑ技术研究发现拟南芥中ｍ５Ｃ修饰存在于各种ＲＮＡ中且在ｍＲＮＡ上占较高比例ꎻ在ｍＲＮＡ中ꎬｍ５Ｃ主要存在于ＣＤＳ(９２％)ꎬ并主要富集在两类基序ＨＡＣＣＲ(５０％)和ＣＴＹＣＴＹＣ中[６３]ꎮ拟南芥角果ꎬ芽和根三种不同类型组织中都含有ｍ５Ｃ位点ꎬ这些部位中的大多数ｍ５Ｃ修饰位点具有组织特异性ꎬ并在三种组织类型之间仅有１５个ｍ５Ｃ位点通常是甲基化的ꎮ研究发现在三种不同的４９１㊀第２期鲁㊀良等:ＲＮＡ表观遗传修饰及其在植物中的研究进展㊀㊀组织中ꎬ长角果和幼苗芽具有最大数量的保守性甲基化位点ꎬ共有４８个常见的ｍ５Ｃ位点[８１]ꎮ当比较长角果ꎬ芽和根中的ｍ５Ｃ位点的甲基化水平时ꎬ与长角果或芽相比ꎬ根的ｍ５Ｃ位点的平均甲基化水平最低[８１]ꎮ研究发现随着拟南芥的生长发育ꎬｍ５Ｃ修饰比例会逐渐增加ꎬ这表明在拟南芥各种组织和不同发育阶段中ｍ５ＣＲＮＡ修饰是一种动态模式[６３]ꎮｍ５Ｃ在植物中的功能研究主要是围绕ｍ５Ｃ的甲基化酶ＴＲＭ４Ｂ进行研究的ꎮ研究者发现拟南芥ｔｒｍ４ｂ突变体与野生型相比ꎬ突变体的长角果㊁幼苗根和幼苗芽中分别有４０个㊁１７个和６９个位点没有发生甲基化或者甲基化水平降低ꎮ更重要的是ꎬ与野生型相比ꎬｔｒｍ４ｂ突变体的初生根显著变短ꎬ在７天的时间段内ꎬ监测显示突变体初生根的延伸率降低ꎬ这表明ＴＲＭ４Ｂ在拟南芥幼苗生长的早期阶段能够正向调节根系生长[８１]ꎮ有趣的是ꎬ对ｔｒｍ４ｂ突变体分生组织中的细胞数量进行定量分析后发现ꎬ突变体的表皮细胞和皮层细胞较野生型明显减少ꎬ分别减少２１％和１７％[８０]ꎮ因此ꎬ猜测ｔｒｍ４ｂ突变体的初生根缩短表型很可能与植物分生组织中细胞分裂的能力降低有关ꎮ但是ꎬ拟南芥ｔｒｍ４ｂ突变体的芽和花序生长似乎不受甲基化酶ＴＲＭ４Ｂ的影响ꎮ通过应用ｂｓＲＮＡ￣ａｍｐ￣ｓｅｑ技术对过表达ＴＲＭ４Ｂ植株并在１０个ＴＲＭ４Ｂ依赖性ｍ５Ｃ位点上进行分析ꎬ结果表明ＴＲＭ４Ｂ过表达植物的甲基化水平明显高于野生型植株ꎬ甲基化百分比增加了３至１２４倍ꎬ特别是在ＴＲＭ４Ｂ依赖性ｍ５Ｃ位点上[８１]ꎮ当ＴＲＭ４Ｂ表达增加时ꎬ其他的假性胞嘧啶不会发生甲基化ꎬ这表明ＴＲＭ４Ｂ的特异性是受靶向控制的ꎮ３　总结和展望尽管目前发现的ＲＮＡ修饰有１００余种ꎬ但每种修饰行为的具体功能还知之甚少ꎮ这些修饰对生物个体生命活动的影响将会是未来表观遗传学中ＲＮＡ领域研究的重点与热点ꎮ对于ｍ６Ａ修饰ꎬ这一过程涉及到的酶学体系已经发展的较为完整ꎬ但发现的新亚基 ＫＩＡＡ１４２９将会完善与补充酶复合物的研究ꎮ此外ꎬ检测ｍ６Ａ定位的技术虽然有很大的发展ꎬ但ｍ６Ａ的单碱基分辨率高通量测序仍然面临很多挑战ꎬ这将是研究ｍ６Ａ分布和功能亟需解决的一个关键问题ꎮｍ５Ｃ主要在动物中进行研究ꎬ在植物中的研究也只限于在草本植物比如拟南芥中ꎬ所以在植物中进行深入的研究有赖于新技术的发展ꎮ假尿苷修饰存在于ｔＲＮＡ㊁ｓｎＲＮＡ和ｒＲＮＡ上ꎬ并对其形成机制和功能有了一定的深入研究和了解ꎮ在终止密码子中ꎬ发现人为地引入假尿苷修饰可以使得其继续编码蛋白这一生物学功能ꎬ将开启假尿苷发现与研究的新领域ꎮ除上述ｍ６Ａ㊁ｍ５Ｃ和Ψ修饰外ꎬＲＮＡ还存在其它多种化学修饰ꎬ这些修饰对ＲＮＡ的功能和生物体的生长发育过程起到了非常重要的作用ꎮ随着科学技术手段的不断提高和发展ꎬ这些修饰的调控机制将会研究得更加深入和透彻ꎮ参考文献:[１]㊀ＬＵＩＬꎬＬＯＷＥＴ.ＳｍａｌｌｎｕｃｌｅｏｌａｒＲＮＡｓａｎｄＲＮＡ￣ｇｕｉｄｅｄｐｏｓｔ￣ｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｉｏｎａｌｍｏｄｉｆｉｃａｔｉｏｎ[Ｊ].ＥｓｓａｙｓＢｉｏｃｈｅｍꎬ２０１３ꎬ５４:５３－７７.[２]㊀ＣＡＮＴＡＲＡＷＡꎬＣＲＡＩＮＰＦꎬＲＯＺＥＮＳＫＩＪꎬｅｔａｌ.ＴｈｅＲＮＡｍｏｄｉｆｉｃａｔｉｏｎｄａｔａｂａｓｅꎬＲＮＡＭＤＢ:２０１１ｕｐｄａｔｅ[Ｊ].ＮｕｃｌｅｉｃＡｃｉｄｓＲｅｓꎬ２０１１ꎬ３９:Ｄ１９５－２０１. [３]㊀ＬＩＮＤＥＲＢꎬＧＲＯＺＨＩＫＡＶꎬＯＬＡＲＥＲＩＮ￣ＧＥＯＲＧＥＡＯꎬｅｔａｌ.Ｓｉｎｇｌｅ￣ｎｕｃｌｅｏｔｉｄｅ￣ｒｅｓｏｌｕｔｉｏｎｍａｐｐｉｎｇｏｆｍ６Ａａｎｄｍ６Ａｍｔｈｒｏｕｇｈｏｕｔｔｈｅｔｒａｎｓｃｒｉｐｔｏｍｅ[Ｊ].ＮａｔＭｅｔｈｏｄｓꎬ２０１５ꎬ１２(８):７６７－７７２.[４]㊀ＦＵＹꎬＤＯＭＩＮＩＳＳＩＮＩＤꎬＲＥＣＨＡＶＩＧꎬｅｔａｌ.Ｇｅｎｅｅｘｐｒｅｓｓｉｏｎｒｅｇｕｌａｔｉｏｎｍｅｄｉａｔｅｄｔｈｒｏｕｇｈｒｅｖｅｒｓｉｂｌｅｍ(６)ＡＲＮＡｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎ[Ｊ].ＮａｔＲｅｖＧｅｎｅｔꎬ２０１４ꎬ１５(５):２９３－３０６.[５]㊀ＳＣＨＷＡＲＴＺＳꎬＭＵＭＢＡＣＨＭＲꎬＪＯＶＡＮＯＶＩＣＭꎬｅｔａｌ.Ｐｅｒｔｕｒｂａｔｉｏｎｏｆｍ６ＡｗｒｉｔｅｒｓｒｅｖｅａｌｓｔｗｏｄｉｓｔｉｎｃｔｃｌａｓｓｅｓｏｆｍＲＮＡｍｅｔｈｙｌａｔｉｏｎａｔｉｎｔｅｒｎａｌａｎｄ５ᶄｓｉｔｅｓ[Ｊ].ＣｅｌｌＲｅｐꎬ２０１４ꎬ８(１):２８４－２９６. 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RNA修饰技术的研究进展随着生物技术的不断发展，RNA修饰技术也成为了近年来研究的热点。

RNA修饰指的是RNA分子上的基团修改，这种修饰方式能够对RNA的生物学功能产生重要的影响。

RNA修饰技术可以被广泛应用于基因组学、生物医学研究、药品研发等多个领域。

本文将就RNA修饰技术的研究进展做一个简要的介绍。

一、基础与分类RNA修饰技术涉及了生物体内所有RNA分子上的化学修饰，可以分为两类：1. 在基1' - 2'、2' - 2'和3' - 2'位点上发生的化学修饰；2. 在碱基上发生的化学修饰。

第一类修饰通常是磷酸酯化反应，第二类修饰则包括N6-甲基腺嘌呤 (m6A)、N1-甲基-腺嘌呤(m1A)、5-羟甲基胞嘧啶 (hm5C)、2'-O-甲基肌苷 (m2G)、pseudouridine (ψ) 和 N2-甲基-鸟嘌呤 (m2A) 等。

二、技术原理RNA修饰技术的主要原理是通过化学反应来改变生物体内RNA分子的化学结构。

例如，m6A修饰的RNA可以被酶切，转录和翻译体系修饰，导致其表达量和RNA-蛋白相互作用的特异性发生变化。

三、研究应用RNA修饰技术的应用范围非常广泛。

目前，有关RNA修饰技术的最新研究主要涉及以下几个方面：1. 基因组学。

RNA修饰可以作为一种生物标志物，帮助研究人员识别和定位RNA序列。

许多研究人员正致力于寻找和研究不同类型的RNA修饰标记，并利用这些标记来确定RNA分子的生物学功能。

例如，研究人员在m6A修饰与成体神经干细胞和神经元中的RNA结构和功能相关。

2. 生物医学研究。

RNA修饰技术可以帮助研究人员发现和理解疾病的分子机制。

例如，研究人员发现m6A修饰与肿瘤的发生和发展密切相关。

此外，RNA修饰还可以用于研究遗传性疾病和癌症的诊断和治疗方法。

3. 药品研发。

许多研究人员正致力于利用RNA修饰技术研究新型药物。

例如，利用RNA序列的特定修饰可以改变其在细胞中的表达和功能，从而设计出更有效的药物治疗方案。

RNA编辑技术研究进展RNA编辑技术是指利用特定酶类似于DNA上修饰基对的方式，对RNA转录本进行定点编辑和修饰的技术。

它可以通过改变RNA序列来调节RNA功能，从而影响细胞的状态和功能。

近年来，RNA编辑技术在研究生命科学、医学科学以及基因工程领域的应用越来越广泛。

本文将从RNA编辑技术的原理、应用以及现有问题三个方面对该技术的研究进展进行分析。

一、RNA编辑技术的原理RNA编辑技术的原理是通过RNA编辑酶将RNA核苷酸链上的碱基进行切除或更换，从而改变RNA转录本的碱基序列和结构，进而改变其表达方式和功能。

RNA编辑酶主要包括腺苷酸脱氨酶（ADAR）和Cytidine Deaminases（例如APOBEC，AID和CDA1/2等）等。

其中，ADAR和APOBEC是家族酶，它们可使RNA转录本基因组建（exon）内的多个腺苷酸逐个进行脱氨基修饰，从而改变RNA字母阅读模式，产生新的蛋白质序列。

二、RNA编辑技术的应用1. 神经元功能研究RNA编辑技术对依赖神经元功能的学科研究至关重要。

研究人员已经发现，通过RNA编辑技术能够改变GABA-A受体外显子过程中的乙二酰胺轨迹，从而影响脑内的突触传递和神经元互动。

2. 神经非功能性疾病的治疗RNA编辑技术可以为突波性发作、睡眠障碍等神经非功能性疾病的治疗研究提供一种新思路。

例如，最近有学者报道，在临床治疗癫痫的研究中，可以通过RNA编辑技术引导产生抑制性神经递质GABA，并调节GABA-A受体，从而减少癫痫的发作次数。

3. RNA疗法RNA编辑技术可以在基因疗法的基础上，开发新一代RNA疗法。

RNA疗法可以直接靶向基因上单个点，从而更精确地治疗由基因突变引起的疾病。

此外，利用RNA编辑可以改变RNA的结构和表达，从而防止RNA的降解和蛋白质胞内中转运输，为RNA药物的系统性和灵敏性提供新的思路。

三、RNA编辑技术的现有问题尽管RNA编辑技术在生命科学、医学科学以及基因工程等领域的应用前景广阔，但仍面临许多挑战和问题。

基因表达调控研究的新进展近年来，基因表达调控研究取得了新的进展和突破性发现。

这些进展不仅促进了分子生物学和生物化学领域的发展，还在生物医学和生物技术等领域中起到了重要作用。

本文将从以下几个方面介绍基因表达调控研究的新进展。

一、RNA修饰RNA修饰是指RNA分子上化学修饰如何影响RNA生物学功能的过程。

RNA修饰一直被认为是细胞系统遗传信息传递和细胞调控的重要分子机制。

随着新的技术的发展，研究者们已经发现了许多全新的RNA修饰。

其中最近发现的一个RNA 化学修饰是2′-O-甲基腺苷（Am），这种化学修饰在RNA的3' 端添加了一个甲基基团，可能影响了RNA的折叠和交互作用。

此外，新发现的磷酸酯化修饰已被证明是遗传信息传递的一个关键因素。

二、RNA转录后修饰在最近几年中，越来越多的研究表明mRNA在转录后存在于许多修饰的状态。

这些修饰可以影响mRNA的稳定性和生物学功能。

例如，甲基化是一种常见的mRNA转录后修饰，可以通过调解mRNA的稳定性来影响基因表达。

此外，其他修饰，例如酰化和糖基化，也可以影响mRNA的功能。

这些转录后修饰的发现为研究细胞和分子生物学提供了新的视角。

三、基因调控元件在分子生物学的早期研究中，人们发现仅仅关注一个基因的启动子是不够的。

最近的研究表明，基因的调控更具有复杂性和多样性。

因此，人们开始注意到还有很多与启动子不直接相关的基因调控元件。

这些基因调控元件包括增强子、辅助因子结合区和转录后调控区。

最近的研究表明，这些元件与多种基因表达调控过程密切相关。

释放这些元件的机制可以提供详细的视图和理解基因表达调控的机理。

四、基因表达调控网络当生物发生改变时，基因表达调控网络可以调整细胞中基因表达谱。

这些网络受多个分子调节和信号途径控制，包括miRNA、保守性序列、转录因子和非编码RNA等。

最近的研究表明，基因表达调控网络可以影响基因表达的稳定性和进化。

由于调控网络的复杂性，研究者们已经开始研究如何利用机器学习方法来分析和理解这些调控网络。