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WesternBlot常见问题及处理总结免疫细胞研究wesｔｅrn blotＷestｅｒn Blｏｔ常见问题及处理总结阿木１、wesｔern ｂｌoｔ得优点答: 灵敏,可达ｎg级,用Ｅcl显色法理论上可达pg 级、方便,特异性高。
２、为什么我得细胞提取液中没有目标蛋白？答: 原因有很多: a)您得细胞中不表达这种蛋白质,换一种细胞;b) 您得细胞中得蛋白质被降解掉了,您必需加入PMSF,抑制蛋白酶活性;c)您得抗体不能识别目标蛋白,多瞧瞧说明,瞧就是否有问题。
3、我得细胞提取液有得有沉淀,有得很清亮,为什么呢？答: a)有沉淀可能因为您得蛋白没有变性完全,可以适当提高SDS 浓度,同时将样品煮沸时间延长, b) 也不排除您得抗原浓度过高,这时再加入适量上样缓冲液即可。
４、我做得蛋白质分子量很小(10KＤ),请问怎么做WＢ?答:可以选择0。
2μml得膜,同时缩短转移时间。
也可以将两张膜叠在一起,再转移、其她按步骤即可。
5、我得目得带很弱,怎么加强？答:可以加大抗原上样量、这就是最主要得、同时也可以将一抗稀释比例降低。
6、胶片背景很脏,有什么解决方法? 答:减少抗原上样量,降低一抗浓度,改变一抗孵育时间,提高牛奶浓度、７、目标带就是空白,周围有背景,就是为什么？答:您得一抗浓度较高,二抗上HＲP 催化活力太强,同时您得显色底物处于一个临界点,反应时间不长,将周围底物催化完,形成了空白即“反亮现象”。
将一抗与二抗浓度降低,或更换新底物。
8、我得胶片就是一片空白,就是怎么回事？答:如果能够排除下面得几个问题那么问题多半出现在一抗与抗原制备上。
ａ)二抗得HRP 活性太强,将底物消耗光;b)ECM底物中H２O2,不稳定,失活;ｃ) ＥCＬ底物没覆盖到相应位置;d) 二抗失活。
9、我在显影液中显影1分钟与5分钟后,底片漆黑一片,就是什么原因呢？答:ａ)可能就是红灯造成得, 胶片本来就被曝光了,可以在完全黑暗得情况下操作.瞧就是否有改善、;ｂ) 显影时间过长。
RT—PCR反应过程问题处置逆转录（reversetranscription）是以RNA为模板合成DNA的过程，即RNA引导下的DNA合成。
1.如何提高RT—PCR反应的灵敏度与特异性？①确定模板RNA完整性好，无DNA污染。
②RNA模板中不应含有扩增反应抑制剂。
③使用适量的模板RNA，模板量太多会降低特异性，太少会导致扩增不出条带或条带太弱。
④若模板中有二级结构，可通过提高逆转录反应温度来提高扩增效果。
2.RNA中含有逆转录抑制剂时，怎么处置？逆转录抑制剂包含：SDS、EDTA、甘油、焦磷酸钠、亚精胺和胍盐等等。
可将已确定的高质量RNA模板同样品混合，同高质量RNA 模板比较产量以检测RNA抑制剂；若高质量模板RNA与样品混合后产量降低，则说明样品中存在逆转录抑制剂，可用70%（v/v）乙醇对RNA沉淀进行清洗，以除去抑制剂。
3.逆转录后的qPCR试验Ct值偏大或者一般PCR产量低。
①RNA模板质量差，需要重新制备RNA模板，可通过琼脂糖凝胶电泳检测质量。
②逆转录后的cDNA中含有高浓度的模板RNA和逆转录试剂成分，可能会对后续的PCR产生抑制作用，所以可以适当梯度提高cDNA稀释比例（通常来说可将cDNA原液稀释5—10倍，其最佳模板加入量以扩增得到的Ct值在20—30个循环为好）。
③起始的RNA模板量低，需要削减稀释倍数或加添RNA模板量。
④基因自身原因（多而杂和长度），可以重新设计多而杂基因的引物，躲避多而杂结构。
或者用三步法程序或延长两步法程序的延长时间。
⑤逆转录或者定量产品性能差，可以通过做平行不用品牌产品对比试验，对比逆转录产品性能。
4.逆转录酶扩增效率评估，应当关注哪些指标？建议：qPCR—ct值，或者PCR产量假如想比较逆转录性能，最为直接的还是后续做qPCR或者PCR平行对比试验，这种方法相对较为精准。
不建议：cDNA中心产物浓度测定or其他方法。
逆转录完成后是不建议测定产物浓度的，由于逆转录后产生RNA—cDNA杂交链，溶液中的RNA和部分DNA会对吸光值产生影响，所以测定出来的产物浓度并不精准，即使利用同一批次RNA和不同品牌的试剂盒进行对比试验，由于不同品牌之间的逆转录体系具有或多或少的差异，其体系中的各种离子等都能对吸光度产生影响，所以测定的结果也没有可比性。
P C R检测常见问题与解决途径------------------------------------------作者xxxx------------------------------------------日期xxxxPCR检测常见问题与解决途径利用PCR方法检测转基因成分时，经常出现假阳性、假阴性、非特异性扩增和涂抹带。
尤其是假阳性和假阴性可使检测结果得出错误结论，有时可造成严重后果。
为了提高转基因检测的准确性和可靠性，PCR检测应尽量减少假阳性、假阴性、非特异性扩增和涂抹带现象的发生。
一个好的PCR方法不但要求特异性好、灵敏度高、还要求具有高的可重复性、重现性、鲁棒性，尽量减少假阳性、假阴性和非特异性扩增。
本文对PCR检测中出现的假阳性、假阴性、非特异性扩增和涂抹带的原因及其解决方法予以综述。
一、假阳性：（一）假阳性现象假阳性是指检测阴性材料得到阳性结果。
如果一次实验中的几个阴性对照中出现一个或几个阳性结果，提示本次实验中其它标本的检测结果可能有假阳性。
实验中设立的阴性对照可提示有无假阳性结果出现。
（二）造成假阳性的原因1. 样品间交叉污染：样本污染主要有收集样本的容器被污染，或样本放置时，由于密封不严溢于容器外，或容器外粘有样本而造成相互间交叉污染；样本核酸模板在提取过程中，由于吸样枪污染导致标本间污染；2. PCR试剂的污染：主要是由于在PCR试剂配制过程中，由于加样枪、容器、双蒸水及其它溶液被PCR核酸模板污染。
3. PCR扩增产物污染：这是PCR反应中最主要最常见的污染问题。
因为PCR产物拷贝量大(一般为1013拷贝/ml)，远远高于PCR检测数个拷贝的极限，所以极微量的PCR产物污染，就可形成假阳性。
4. 气溶胶污染：在空气与液体面摩擦时就可形成气溶胶，在操作时比较剧烈地摇动反应管，开盖时、吸样时及污染进样枪的反复吸样都可形成气溶胶而污染。
据计算一个气溶胶颗粒可含48000拷贝，因而由其造成的污染是一个值得特别重视的问题。
RT-PCR中可能遇到的问题及处理方法摘要：本文就在RT-PCR实验中可能遇到的，包括在琼脂糖凝胶电泳分析中看到少量或没有RT-PCR产物、在琼脂糖凝胶分析中看到非预期条带、多聚糖同RNA共沉淀、cDNA第一链合成错误或数量少、RNA二级结构太多等问题进行分析，并提出了相应的可能的处理方法。
RT-PCR 为反转录RCR（reverse transcription PCR）和实时PCR（real time PCR）共同的缩写。
逆转录PCR，或者称反转录PCR(reverse transcription-PCR, RT-PCR)，是聚合酶链式反应(PCR)的一种广泛应用的变形。
由一条RNA单链转录为互补DNA(cDNA)称作“逆转录”，由依赖RNA的DNA聚合酶（逆转录酶）来完成。
随后，DNA的另一条链通过脱氧核苷酸引物和依赖DNA的DNA聚合酶完成，随每个循环倍增，即通常的PCR。
原先的RNA模板被RNA酶 H降解，留下互补DNA。
RT-PCR的指数扩增是一种很灵敏的技术，可以检测很低拷贝数的RNA。
RT-PCR广泛应用于遗传病的诊断，并且可以用于定量监测某种RNA的含量。
RT-PCR的关键步骤在是RNA 的反转录，要求RNA模版为完整的且不含DNA、蛋白质等杂质。
1 材料与方法1.1材料1.1.1 RT-PCR技术相关试试剂:oligo: 多聚体，相当于mRNA引物AMV RT：禽类成髓细胞瘤病毒逆转录酶MMLV RT：莫洛尼鼠白血病病毒逆转录酶dNTPs：脱氧核苷酸RNase：RNA酶抑制剂PCR Buffer：RT-PCR缓冲液MgCl2：2价镁离子1.2 方法1.2.1 RNA提取组织剪碎加入1ml Trizol，冰上匀浆（边匀浆边暂停）。
转入一新EP管中（1.5ml），室温保存5min。
加氯仿0.2ml，振荡混合（手摇剧烈），室温放置5min。
10000 rpm 4℃离心15min。
转移上层水相（吸70%）到一新EP管中，加异丙醇0.5ml,振荡混合，室温保存10min。
RT-PCR常见问题分析及其解决方案常见问题可能原因建议解决方案少量或没有RT-PCR产物RNA被降解分离无污染，高质量的RNA；提取RNA的材料要尽量新鲜，防止RNA降解；RT反应前，在变性胶上分析RNA的完整性；RNA提取后，应储存在100％甲酰胺中，如果使用RN ase抑制剂，加热时小于45℃；pH小于8.0，否则抑制剂会释放所有结合的RNase。
而且，在≥0.8mM DTT时加入RNase抑制剂，一定要存在DTT。
逆转录抑制剂包括： SDS，EDTA，甘油，焦磷酸钠，亚精胺，甲酰胺和胍盐等；将对照RNA和样品混合，与对照RNA反应比较产量，以检验是否有抑制剂；通过70％乙醇对RNA沉淀进行清洗，除去抑制剂。
确定退火温度适合实验中所用的引物，对于随机六聚体，建议在反应温度保温之前先在25℃保温10分钟；对于基因特异性引物（GSP），可以试一下其他GSP，或换用oligo(dT)或随机六聚体确定GSP是反义序列。
增加RNA的量。
对于小于50ng的RNA样品，可以在第一链cDNA合成中使用0.1μg－0. 5μg乙酰BSA。
尝试其他组织对两步法RT-PCR，在PCR步骤中的cDNA模板不能超过反应体积的1/5产物有非特异性条带引物和模板的非特异性退火避免引物3'端含有2－3个dG或dC；在第一链合成中使用基因特异性引物，而不是随机引物或oligo(dT)；在开始几个循环使用较高的退火温度，然后使用较低的退火温度；使用热启动Taq DNA酶进行PCR，提高反应的特异性。
遵循用于扩增引物设计的同样原则使用扩增级DNaseⅠ处理RNA；设置没有逆转录的对照反应检测DNA污染。
设计在3'端没有互补序列的引物。
对于每一个模板和引物组合优化镁离子浓度。
使用抗气雾剂的吸头和UDG酶产生弥散（smear）条带第一链产物的含量过高常规PCR反应步骤中减少第一链产物的量PCR反应中引物过多减少引物的用量循环数过多优化PCR反应条件，减少PCR的循环次数退火温度过低提高退火温度，防止非特异性的起始及延伸Dnase降解DNA是产生的寡核苷酸片段产生的非特异性扩增提取高质量RNA，防止被DNA污染。
收藏贴！史上最全的WesternBlot常见问题和解决⽅案合集原理Western Blot以组织或细胞中的蛋⽩质为研究对象，经过SDS-PAGE分离蛋⽩质样品，转移到固相载体（例如硝酸纤维素薄膜）上，固相载体以⾮共价键形式吸附蛋⽩质，且能保持电泳分离的多肽类型及其⽣物学活性不变。
以固相载体上的蛋⽩质或多肽作为抗原，与对应的⼀抗起免疫反应，再与酶或同位素标记的⼆抗起反应，经过底物显⾊或放射⾃显影以检测电泳分离的特异性⽬的基因表达的蛋⽩成分。
该技术⼴泛应⽤于定性检测蛋⽩⽔平的表达。
本⽂总结了Western Blot实验中常见的问题与解决⽅案，希望对⼤家有⽤，当然有描述不恰当的地⽅，欢迎批评指正。
⼀、 Western Blot的操作流程⼆、WB操作过程中常见问题和解决⽅案（1）样本问题问题：蛋⽩浓度太⾼或者盐浓度太⾼；解决：稀释样本，减少上样量或者降低盐浓度（2）转膜问题问题：转膜强度太强，导致⽬的位置上⽅的杂带太强解决：降低转膜强度（时间和电流），使⽬标蛋⽩上⽅的蛋⽩少转移到膜上。
问题：转膜⽓泡解决：A.转膜过程中尽量去除⽓泡，使膜，滤纸和胶紧密结合；B.抗体孵育的过程中，保持膜的充分浸润。
（3）胶的问题问题：泳道部分弯曲；解决：可能是胶的问题；可能是上样时多余的胶孔未⽤1x loading buffer补齐（4）⼆抗选择问题问题：⼆抗选择问题；解决：如果这种膜还在，没有⼲过，⽤1XTBST洗涤5min/3次，然后从封闭开始，重新WB接下去的步骤。
（5）抗体稀释度问题问题：杂带多，背景⼤；解决：降低上样量，增加⼀抗的稀释⽐。
（6）曝光问题问题：条带中间显⽩，可能⼀抗或⼆抗加⼊过多；上样过多，导致中间底物消耗过快，结束之后不发光解决：增加ECL的稀释度，减少上样量，增加⼀抗的稀释度。
（7）ECL液问题问题：ECL显⾊过程中荧光淬灭过快；解决：根据ECL液的特性，尽快选择显⾊（有些ECL液需要混匀孵育⼏分钟后才能达到最优的效果）（8）条带粘连问题：条带粘连；解决：上样量太多，减少上样量；制胶问题，分离胶和浓缩胶之间有间隙，样品窜孔。
Western blot常见问题解决1. 啥也没有原因：比较多，如果单纯一张没有任何显色的X光片，可能是一抗加成其他抗体，或者二抗种属加错了，比如兔的加成鼠的。
解决办法：仔细检查抗体是否加错，确认转膜没有问题。
经验：上面的图片展示的是一点信号都没有，可能一抗，二抗加错，可能是蛋白浓度太低，上样量太少，一抗浓度过低，ECL发光液失效。
另外如果转膜出现了问题，比如膜放反了，自然是一个白片。
2. 高背景原因：封闭不够好，一抗浓度高，洗膜时间和次数不够解决办法：降低一抗浓度，增加洗膜时间和次数。
经验：高背景可能是WB中最常见出现的问题，目的条带单一清晰，但是其他地方又弥漫性较为均一的背景（比较连续的）。
其实只要我们注意操作规范，不偷工减料就很容易避免，洗膜按照规定来8min*5次或者10min*4次，不要改成5min*3次，或者10min*2次。
3. 非特异性条带原因：一抗非特异性与蛋白结合解决办法：更换一抗或降低一抗浓度经验：此种情况绝大多数是因为一抗不好，你无法判断那一条是目的条带。
如果实在没有更好的抗体，建议采用阴性对照和阳性对照来确定上述哪个条带是目的条带。
当然这种情况下也有可能是一抗浓度太高引起的非特异性结合。
4. 条带中出现边缘规则的白圈原因：电转中膜和胶之间存在气泡。
解决办法：转膜前去掉膜和胶之间的气泡经验：我们常常将电转液倒入一个盘子里，倒入的液体不能太多也不能太少，最好的高度是与放上第一层滤纸齐平，然后往滤纸上浇点转膜液，把电泳胶用清水清洗下，将电泳胶平铺到滤纸上，仔细检查滤纸与胶之间是否有气泡，可以左右前后观察，不同方向观察之后确认无气泡，然后再往胶上面浇点电转液，用两只手的拇指和食指轻轻夹住PVDF膜的两侧，使膜成U型，然后将U型的底部接触胶的中间，慢慢往两边放下膜，这样一般气泡很少。
然后上层滤纸同样用U型的放置方法，用玻璃棒稍微贴实下，然后盖上海绵。
注意不要来回赶气泡，这样反而会带入气泡。
westernblot实验步骤中常见问题和处理方法Western blot 结果中背景较高 (high background):膜封闭不够/封闭液（blocking buffer）不适合：延长封闭时间，增加封闭液的浓度；尝试不同种类的封闭液，对比结果后选出效果最佳的。
洗膜不够彻底：增长洗涤时间；增加洗涤剂的浓度。
一抗/二抗(primary/secondary antibodies) 稀释度不适宜：对抗体进行滴度测试（titre test），选择最适宜的抗体稀释度。
一抗是多克隆抗体 (polyclonal antibody): 特异性降低，可能与其他蛋白结合，建议换用单克隆抗体（monoclonal antibody）。
膜在实验过程中干过: 实验过程中要切记保持膜的湿润。
检测时曝光时间过长: 减少曝光时间。
Western blot 结果中杂带较多 (multiple/non-specific bands):目的蛋白有多个修饰位点（磷酸化位点（phosphorylation site）、糖基化位点(glycosylation site)、乙酰化位点(acetylation site) 等），本身可以呈现多条带。
样本处理过程中目的蛋白发生降解(protein degradation): 加入蛋白酶抑制剂 (protease inhibitor)；样本处理时在冰上操作; 避免/减少样本的冻融循环（free-and-thaw cycle）。
样本处理过程中目的蛋白发生聚集（protein aggregation）：增加DTT的浓度；增长加热的时间。
上样量（sample loading）/ 样本浓度过高：适当减少上样量/样本浓度。
一抗是多克隆抗体 (polyclonal antibody): 特异性降低，可能与其他蛋白结合，建议换用单克隆抗体（monoclonal antibody）。
一抗/二抗不纯：纯化抗体；购买高纯度抗体。
Western blot发光检测中常见的问题及解决方法免疫印迹试验（Western blot）是分子生物学、生物化学和免疫遗传学中常用的一种实验方法，被广泛应用于蛋白表达水平的研究、抗体活性检测和早期疾病诊断等多个方面。
其中较为简单也为大家所普遍接受的Western blot显色方法为底物化学发光法ECL，文章根据发光检测中常见的几种问题现象与各位生物人一起探讨。
众所周知，Western blot的原理是蛋白质在电力场的作用下，由大到小的进行排列，利用电泳进行分离和富集。
拥有抗原表位的蛋白质分子被抗体（一抗）特异性识别并与之结合。
在此基础上，酶或荧光标记的二抗识别并结合一抗，通过与底物反应显色来观察目的蛋白。
Western blot显色的方法主要有以下几种：一、放射自显影，二、底物化学发光ECL，三、底物荧光ECF，四、底物DAB呈色。
现常用的有底物化学发光ECL和底物DAB呈色。
大部分Western blot显色底物是化学发光底物，发表文章通常也是用底物化学发光ECL。
ECL法检测辣根过氧化物酶的原理是辣根过氧化物酶在H2O2存在下，氧化化学发光物质鲁米诺（lumino，氨基苯二酰一肼）并发光，在化学增强剂存在下光强度可以增大1000倍，通过将印记放在照相底片上感光就可以检测辣根过氧化物酶的存在。
ECL法操作简便，应用现成的试剂盒，按照说明，将两种显色底物等体积混合后将其覆盖在膜表面使其均匀，用玻璃胶片把膜包起来，马上在暗室中将X光片覆盖在膜的上面，显影、定影（或用荧光检测仪检测）。
ECL 法具有灵敏度高，线性范围广等特点。
图1 ECL检测原理图Western blot发光检测受多种因素影响，主要包括：抗原含量，抗体敏感度，底物敏感度，显影和定影效率，等。
现根据检测中几种常见的现象问题进行分析：1.目的蛋白信号弱或无。
在Western blot发光检测中常见的问题之一就是目的蛋白信号弱或无。
首先考虑是否转膜不充分/过转，如果是，则要优化转膜条件；其次，在转膜合适的前提下考虑是否抗体-抗原敏感性过低，也可能是底物HRP或底物活性降低，可以通过加大上样量/提高抗体浓度/使用敏感底物/延长压片时间解决。
W estern Blot实验中为什么检测无信号？（白板）大概总结为一下几类原因：（1）样品中目的蛋白丰度很低，低于实验的检测下限（2）一抗不识别检测物种的蛋白，同时若有阳性参照的话提供阳性对照蛋白，若阳性对照正常则说明抗体及实验参照没有问题，可能是样本中目的蛋白含量比较低。
（3）蛋白降解（4）待测样品的确为阴性；（5）一抗失效；（6）抗原量不足，每泳道蛋白上样量不低于0.1ugWestern Blot实验中为什么检测的结果分子量大小与实际不符？（1）蛋白存在翻译后修饰—比如蛋白的磷酸化，糖基化等，这些都会增加蛋白的分子量大小。
（2）蛋白存在翻译后剪切—比如很多蛋白首先被合成为前体形式，然后通过剪切获得生物学活性（3）剪接变异体—相同的基因，经过选择性剪接会产生不同分子量大小的蛋白。
（4）相对电荷—氨基酸的组成（带电或不带电）（5）蛋白形成多聚体—比如蛋白二聚体。
为什么wb的结果与QPCR结果趋势不一样？（1）WB反映的是蛋白水平的结果，qpcr反映的是基因水平的结果。
理论上蛋白水平与基因水平是一致的，但是mRNA的高低不代表其表达蛋白的高低。
也有一些基因可能在组织样品中没有正常翻译（或发生泛素化修饰，修饰水平不一致），这样即使qpcr检测结果有表达，但是若蛋白没有正常翻译的话，WB则检测不到目的条带。
为什么检测结果有很多杂带？（1）可能是样品本身体内表达的蛋白具有多种修饰形式如糖基化、磷酸化、乙酰化等；（2）蛋白降解，导致蛋白分子量降低；（3）蛋白形成多聚体形式；为什么WB检测的背景比较高？（1）可能抗体浓度浓度较高，（2）抗原量较大。
（3）一张膜中有的目的条带较弱，为了能让较弱条带显示出来，曝光时间较长转膜后蛋白少或者没有可能原因（1）转膜板放置出问题（2）凝胶与膜接触不好（3）目的蛋白被其他高丰度蛋白掩盖，如白蛋白, IgG等Western Blot实验中为什么选择内参？内参即是内部参照（Internal Control），对于哺乳动物细胞表达来说一般是指由管家基因编码表达的蛋白(Housekeeping Proteins)，它们在各组织和细胞中的表达相对恒定，在检测蛋白的表达水平变化时常用它来做参照物。
