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实验动物学课程实验报告实验内容:1. 小鼠的基本实验操作2. 小鼠皮肤移植试验、睾丸(或卵巢摘除术3. 豚鼠和兔的一般操作技术4. 大鼠实验的基本操作5. 大鼠性周期观察和大鼠急性肺水肿模型建立6. 小鼠无菌取胎术7. Beagle犬的一般操作和沙鼠、金黄地鼠、裸小鼠的特性实验一小鼠的基本实验操作一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓取和固定、性别鉴定、编号、去毛、给药、采血、麻醉、处死,尤其是染色法编号、灌胃、眼球摘除法采血、腹腔注射、脊椎脱臼法处死。
二、实验动物:昆明小鼠4只(2雌2雄三、实验步骤1、抓取和固定2、性别鉴定3、编号(染色法4、去毛(脱毛剂法5、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射6、采血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法7、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉8、处死:脊椎脱臼法、过量麻醉9、解剖:9.1 生殖系统:9.1.1雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明9.1.2雌性:双角子宫、卵巢9.2 肾上腺、胰腺、胆囊、甲状腺四、实验结果1、抓取和固定:抓取:抓小鼠的尾根部固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇指和食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指和无名指将尾巴固定在手掌面。
2、性别鉴定:观察肛门与生殖器间的距离和二者之间的毛发。
雄性:距离长,毛发密(和其他部位一样;雌性:距离短,毛发稀疏。
3、编号:3.1染色法:3.1.1用苦味酸(黄色在小鼠背面染色3.1.2逆毛发生长方向染色,自毛根开始3.1.3可编1-10号(10号为不编号3.2去毛:脱毛剂:8% Na2S,自毛发根部涂抹3.3 给药:3.3.1 灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针, 紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0.5ml3.3.2 注射给药:3.3.2.1腹腔注射:3.3.2.1.1从下腹部的两侧进针3.3.2.1.2进针时针与腹部成45°。
实验三大、小鼠的基本操作技术[实验目的]：通过大鼠、小鼠的抓取固定、性别辨认、灌胃、注射、采血、麻醉、标记、安乐死、动物剖检、脏器摘除与检查等实际操作，掌握大、小鼠动物实验的基本操作技术。
[实验动物]：大鼠、小鼠[材料与器材]：大、小鼠饲养盒（带面罩）、大鼠和小鼠手术固定台，常规手术器械、大鼠灌胃针、小鼠灌胃针、lml注射器、5ml注射器、l0ml注射器、烧杯、75％酒精及酒精棉，干棉球。
生理盐水、20％乌拉坦溶液（或3％戊巴比妥钠）、乙醚、新洁尔灭、3—5％苦味酸溶液、0.5％中性红或品红溶液、[实验内容]：一、实验动物标记编号的方法一染色法（一）被毛染色法1、单色涂染法；（3—5％苦味酸溶液，可染成黄色）。
2、双色涂染法：苦味酸（黄色）—为个位数；品红（红色）—为十位数．（二）耳缘打孔法：适于做长期实验用。
、（三）刺数钳烙印法：适用于长期或慢性实验的大动物编号。
（四）号牌法：用于大动物实验。
二、实验动物被毛的去除方法（一）剪毛法；（二）拔毛法；（三）剃毛法；（四）脱毛法；三、大鼠、小鼠性别的鉴定方法步骤：1、将动物抓取后，腹部朝上，观察肛门与生殖器之间的距离，距离近的为雌性，距离远的为雄性，2、成年雌性大小鼠有12个乳头。
3、天热时或性成熟后，雄性动物的睾丸一般会从腹腔降至阴囊内，此时易于区别。
四、大鼠、小鼠的抓取和固定（一）小鼠的抓取固定：[实验器材]：小鼠饲养盒(带面罩)1套，小鼠防护手套若干。
[方法步骤]：1、用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将小鼠提起，放在饲养盒面罩上。
2、用左手拇指和食指迅速、准确地捏住小鼠的两耳后、颈背部的皮肤，将小鼠提起。
3、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条直线。
4、用左手无名指压住小鼠背部的皮肤，小指压住小鼠的尾巴根部。
5、松开捏住小鼠尾巴的右手拇指和食指。
[注意事项]：1、在抓取动物时，禁止对动物采取突然、粗暴的方法。
2、抓取时注意，过分用力，会使动物窒息或颈椎脱臼，用力过小，动物头部能反转过来咬伤实验者的手，必须熟练掌握。
（二）大鼠的抓取固定：大鼠抓取固定的方法有徒手固定、固定板固定、固定器固定、卵圆钳固定和使用立体定位仪进行头部固定等方法。
徒手固定法常用于体重小的大鼠灌胃、腹腔注射、肌肉注射和皮下注射等操作。
需尾静脉取血时，将大鼠固定在特定的固定器中固定。
在进行外科手术或解剖时，须用固定板固定。
徒手固定的方法如下：[实验器材]：大鼠饲养盒和面罩1套，大鼠防护手套（帆布或硬皮质手套）。
[方法步骤]：(1) 首先戴好防护手套。
(2) 用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上，轻轻向后拉尾。
(3) 左手迅速顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。
(4) 以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈部皮肤，其余3指和手掌握住大鼠背部皮肤，置于掌心，完成抓取固定。
(5) 较大体形的大鼠用单手不容易固定，可用右手固定其后肢和尾部，请助手协助进行实验操作。
{注意事项}：(1)大鼠牙齿尖锐，性情较烈，在抓取时一定要特别注意，初学者应戴上防护手套以防咬伤。
(2)抓取时，注意不能捉提大鼠尾尖，因为尾尖易于拉脱，也不能让大鼠悬在空中时间过长，否则会激怒大鼠翻转咬人。
五、大、小鼠的给药方法：(一) 小鼠经口灌胃给药原理：将药液直接注入小鼠的胃内。
器材：小鼠灌胃针1支、注射器1支、小鼠饲养盒(带面罩)1套、生理盐水、烧杯。
方法步骤：1、将灌胃针连接在注射器上，吸入一定量的药液。
2、操作前，大致测量从口腔到胃的距离，估计出灌胃针头插入的深度。
3、左手固定小鼠，使小鼠头部向上。
3、右手将灌胃针从小鼠口角处进针放进小鼠口咽部，顺咽后壁轻轻往下推，灌胃针会顺着食管滑入小鼠的胃内，灌胃针插入约2—3cm。
4、用右手食指将针栓慢慢往下压，将注射器中的药液灌入小鼠的胃中。
注意事项；1、操作宜轻柔，防止损伤食管。
2、在灌胃过程中，避免误插入气管。
如注入不畅，动物强烈挣扎，表示针头未插入胃内，必须拔出后重新进行。
3、给药容量：约0.5ml／20g体重。
4、进针方向要正确。
(二) 大鼠灌胃给药[原理]：将药液直接注入大鼠的胃内。
[器材]：大鼠灌胃针1支、注射器1支、大鼠饲养盒+面罩l套、生理盐水、烧杯。
[方法步骤]：1、将灌胃针连接在注射器上，吸入一定量的药液。
2、左手捉持固定大鼠，右手将灌胃针头尖端放进大鼠口咽部，顺咽后壁轻轻往下推，灌胃针会顺着食管滑入大鼠的胃内，灌胃针插入约5cm。
3、用右手食指将针栓慢慢往下压，将注射器中的药液灌入大鼠的胃中。
[注意事项]1、剂量：O.Ol—O.02ml/g体重。
2、其他注意事项同小鼠灌胃给药法。
（二）大、小鼠注射给药1、皮下注射给药：[原理]：将药液注入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环。
[器材]：1m1注射器1支、生理盐水、烧杯、酒精、碘酒、棉球。
[方法步骤]：(1) 注射部位：选大鼠、小鼠颈背部的皮下。
(2) 常规消毒注射部位的皮肤，用注射针头取一锐角角度刺入皮下。
(3) 针头刺入皮下前后向前2-3mm，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。
[注意事项](1) 注射量：O．Olml--O．03ml／g体重。
(2)针头刺入皮下后切勿左右晃动。
2、肌肉注射给药[原理]：将药液注入动物的肌肉组织，经毛细血管吸收进入血液循环。
[器材]：lml注射器1支、生理盐水、烧杯、酒精、碘酒、棉球。
[方法步骤]：(1) 注射部位，一般选择肌肉丰满而无大血管、神经通过的臀部，大腿内或外侧。
(2) 操作时1人先将动物抓取保定好。
(3) 另1人常规消毒注射部位后，用左手抓住动物的1条后肢，右手持注射器，(4) 将注射器针头在动物后肢大腿外侧肌肉丰富处呈60度角迅速刺入后注入药液。
[注意事项]（1）注意避免伤及坐骨神经，否则会导致后肢瘫痪。
（2）注射量：约为O.Olml/g体重。
3、腹腔注射给药[原理]：将药液注入动物的腹腔。
[器材]：注射器1支、生理盐水、烧杯、酒精、碘酒、棉球。
[注射部位]：在下腹部靠近腹白线的两侧进行。
[方法步骤]：(1) 用左手将动物捉持固定，使动物腹部朝上，头部略低于尾部。
(2) 右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两侧进行穿刺。
(3) 针头刺入皮下后进针3mm左右，接着使注射针头与皮肤呈45度角刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。
(4) 固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。
注意事项注射量：大、小鼠O.Olml-O.02ml/g体重；豚鼠注射量不超过4 ml4、静脉注射给药[原理]：将药液注入大、小鼠的尾静脉。
[器材]：lml注射器1支、生理盐水、烧杯、大小鼠饲养盒(带面罩)或大小鼠固定器、酒精、碘酒、棉球。
[注射部位]：尾巴中部静脉，。
[方法步骤]：(1) 将大小鼠放在金属笼或鼠夹中，通过饲养盒或大小鼠固定器的孔拉出鼠尾巴。
(2) 用左手捏住鼠尾巴中部，用75％酒精棉球反复擦拭尾部。
(3) 注射时，以左手拇指和中指捏住鼠尾两侧，用食指从下面托起尾巴，以无名指夹住尾巴的末梢。
(4) 右手持4号针头的注射器，使针头正对静脉进针，小于30度角。
(5) 从大小鼠尾巴下1/4-1/3处进针，仔细观察，如果无阻力，无白色皮丘出现，说明已刺入血管，即可注入药物。
(6) 拔出针头后，用干棉球压住注射部位约lmin，防止出血。
[注意事项](1) 注射量：大、小鼠为0.005m1—0.01m1/g体重。
(2) 30度角进针破皮后，即转为0度角没血管向前推行。
六、大鼠的麻醉（一）腹腔注射麻醉：原理：是使用非挥发性麻醉药采用腹腔注射方法对动物进行全麻术。
器材：20%乌拉坦为0.375 ml／100g体重（0.00075mg／g体重）；。
方法步骤：(1) 用左手将大鼠捉持保定，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部。
(2) 右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两侧进行穿刺。
(3) 针头刺入皮下后进针3mm左右，接着使注射针头与皮肤呈45度角刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。
(4) 固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。
注意事项(1) 注射后，需等10分钟才能麻醉，若30分钟还未麻醉，可加20％的量。
(2) 麻醉后需要注意保温。
（二）静脉注射麻醉：尾巴静脉。
原理：使用非挥发性麻醉药采用静脉注射方法对动物进行全麻术。
器材：20%乌拉坦为0.375 ml／100g体重（0.00075mg／g体重）；方法步骤：(1) 将大鼠放在固定器中，通过固定器的孔拉出大鼠尾巴。
(2) 用左手捏住大鼠尾巴中部，用75％酒精棉球反复擦拭尾部。
(3) 注射时，以左手拇指和中指捏住鼠尾两侧，用食指从下面托起尾巴。
(4) 右手持4号头皮针针头，使针头与静脉平行(小于30度角)。
(5) 从大鼠尾巴下l／4或l／3处进针，仔细观察，如果无阻力，无白色皮丘出现，说明已刺入血管，即可注入药物。
(6) 缓慢推注麻醉药，麻醉药用量0．1ml／100g体重。
注意事项(1) 缓慢推注麻醉药，同时注意大鼠的麻醉深度。
(2) 注意动物的保温。
七、大、小鼠的采血方法（一）小鼠的采血——摘除眼球采血法：原理：将小鼠的眼球摘除后取血液的方法。
器材：眼科弯镊、试管。
方法步骤：(1) 左手抓住小鼠颈部皮肤，轻压在实验台上，取侧卧位，(2) 左手食指尽量将小鼠眼周皮肤往颈后压，使眼球突出。
(3) 用眼科弯镊夹去眼球，将鼠倒立，用试管接住流出的血液。
(4) 采血完毕立即用纱布压迫止血。
注意事项：采血量：每次0．6-1．Oml／次。
（二）大鼠的采血——眼眶后静脉丛(窦)取血：器材：毛细管(玻璃或塑料均可)、1％肝素溶液、干燥皿、乙醚、试管、干棉球。
方法步骤：(1) 先将毛细管浸泡在1％肝素溶液中数分钟，然后取出干燥备用。
(2) 将大鼠进行麻醉，使大鼠保持侧卧位。
(3) 左手拇指、食指抓住两鼠耳之间的颈部头皮，并轻轻向下压迫颈部两侧，致大鼠静脉血回流障碍，眼球外突，眶后静脉丛充血。
(4) 右手持毛细管由大鼠的外毗部插入结膜，使毛细管与眶壁平行地向喉头方向推进，深度约3mm。
(5) 轻轻旋动毛细管，使其穿破静脉丛，让血流顺毛细管流出。
注意事项采血量：0．4—0．6ml／次。
（三）大鼠、小鼠尾静脉切割采血法（四）大鼠、小鼠断头采血法八、大鼠、小鼠的处死方法(一)颈椎脱臼处死法1、是将实验动物的颈椎脱臼，断离脊髓致死，为大、小鼠最常用的处死方法。
2、用右手抓住鼠尾根部并将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。
3、用左手拇指、食指用力向下按压鼠头及颈部4、右手抓住鼠尾根部用力拉向后上方，造成颈椎脱臼，脊髓与脑干断离，动物立即死亡。
