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小鼠实验的基本技术和方法小鼠实验是生物实验中常用的实验方法之一，主要用于研究生物学、药理学、毒理学等领域。
以下将介绍小鼠实验的基本技术和方法。
一、小鼠的选材与饲养1.小鼠的选材：选取体重相近、同龄、同性的小鼠作为实验对象，并确保其健康状态。
2.小鼠的饲养：小鼠应在洁净、无臭、适温的实验动物房进行饲养。
提供适宜的饲料和清洁的饮水，保持适定的饲养环境，有规律地进行日常护理，确保小鼠的健康和舒适。
二、小鼠实验的基本技术1.注射技术：常用的小鼠注射技术包括静脉注射、皮下注射、腹腔注射等。
操作时应注意选用适当的注射器和针头，避免伤害到小鼠的内脏和组织。
2.静脉采血技术：静脉采血是获取小鼠血液样本的一种常用技术。
通常采用静脉穿刺的方式，先选定采血部位，再使用适当的器具（如针管）进行采血。
3.取脏器技术：小鼠解剖和取脏器是许多实验研究的必要步骤。
这包括心脏、肺、肝脏、脾脏等器官的解剖和获取。
操作时应尽量避免伤害到脏器，确保获取到完整可用的样本。
4.外周血细胞计数：通过采集小鼠的血液样本，使用血细胞计数仪进行细胞计数。
这是评估小鼠免疫功能、全血红细胞计数和血红蛋白浓度的重要方法，有助于评估一些疾病或药物对血液系统的影响。
三、小鼠实验的常用方法1.急性毒性实验：通过给小鼠灌胃或注射一定量的物质来观察其毒性反应，包括死亡率、体重变化、行为异常等。
根据实验设计的需要，可以使用LD50（半数致死量）等指标来评估物质的毒性。
2.慢性毒性实验：将小鼠长期接触一定浓度的物质，观察其对小鼠生理和行为的长期影响。
常用的实验方法包括饮水或饮食添加剂量法、慢性面毒研究等。
3.细胞培养和移植：通过培养小鼠的细胞，观察其在体外的生长和变化。
可以进行细胞增殖、凋亡、分化等方面的研究。
此外，还可以将小鼠的细胞或组织移植到其他物种中，进行异种移植实验。
4.基因改良和基因敲除：通过基因工程技术，改变小鼠基因组的特定基因，观察其对小鼠生理和行为的影响。
小鼠采血及给药方法
小鼠采血方法:
1. 选择小鼠的尾部静脉为采血点。
2.事先将小鼠置于温暖的环境中，保持鼠体温度较高，有助于
血流畅通。
3.用70%乙醇消毒小鼠尾部，待干后将尾部静脉突出。
4.使用一段带有注射器的采血针，将针尖插入静脉内，逐渐将
血吸入注射器中。
5.采取适当的采血量，通常不超过小鼠总体重的1%。
6.采血完毕后，将小鼠放回舒适的环境，并检查是否有出血或
感染。
小鼠给药方法:
1. 可以考虑口服给药：将给药物质制成溶液或混悬液，使用小鼠专用的给药针或胃管轻轻将药物注入小鼠口中。
2. 可以考虑皮下注射给药：使用一次性注射器和细针，轻轻将药物注射到小鼠的颈部、背部或腹部皮下。
3. 可以考虑静脉注射给药：将小鼠固定在注射台上，通过尾静脉或静脉突出的其他部位进行注射，使用适当大小的注射器和针头。
4. 可以考虑腹腔注射给药：将小鼠固定在注射台上，轻轻将药物注射到小鼠的腹腔内，使用适当大小的注射器和针头。
5. 必要时，可以使用气管插管或静脉插管等专业仪器辅助给药。
值得注意的是，在进行任何操作之前，应该对小鼠的器官位置、给药剂量和频率等进行仔细研究和规划，并严格遵守动物实验
伦理的相关规定。
在操作过程中要注意对小鼠的痛苦程度进行评估，并在必要时使用麻醉药物减轻疼痛。
常见实验小鼠采血方法小鼠是科研实验中常用的实验动物，但由于其体积小，血管细，采血难度大，进而影响采血的质量，小编简要总结了常见的小鼠采血方法，仅供参考：一只成年小鼠的循环血量大约是1.5~2.5ml，大约体重的6~8%。
在对营养状况良好的小鼠进行采血时，单次采血量最多可以到达循环血量的10%，（例：若20克小鼠，它的总血量约占1.2-1.4毫升，即每次取120ul-140ul血液不会对小鼠有太大的影响）。
采血之后应该给予温热的等渗溶液补充，可以在2~3个星期内恢复原有的水平。
两周采血量小于血液循环的10%，单周小于7.5%，小鼠血液循环72ml/kg实验室常用抗凝剂：乙二胺四乙酸（EDTA）盐、枸橼酸盐、草酸盐、肝素实验室常用采血管：（采血后立即颠倒混匀8次）1.黑色：枸橼酸钠；血沉2.浅蓝色：枸橼酸钠；血凝试验（如PT、APTT）3.深蓝色：肝素钠或EDTA-Na2；血液微量元素4.紫色：EDTA-K2；血常规（血液细胞分析）5.绿色：肝素锂；大部分生化、血氨6.灰色：血糖降解抑制剂和EDTA-Na2；血糖7.棕色：肝素钠或EDTA-K2；血铅8.浅黄色ACD管：葡萄糖、抗凝剂；血库试验9.浅黄色SPS管：SPS液、氯化钠溶液；血液培养、微生物培养尾尖采血麻醉小鼠后，用温水（但水温不要过高）擦拭尾巴，引起轻微的血管扩张。
用无菌手术刀、刀片或锋利的剪刀，快速截断小鼠尾尖0.5-1cm。
如果需要多次采血，之后每次仅需截除2-3mm。
可以从尾部向尾尖方向按摩，以增加血流（但是，这会降低血样的质量，增加溶血的风险）。
可以用毛细采血管收集血液，或直接滴入收集管中。
采血结束后，按压伤口或使用止血剂（如硝酸银，6%液体火棉胶）来止血。
每次采血量大约可达0.1ml。
眼眶静脉丛采血优点：眼眶后静脉丛采血法方法简单，便于掌握。
血流较快，采血量多，能在较短时间内采约0.5mL血。
伤口较小，愈合较快。
成功率高，死亡率低。
实验小鼠给药与采血方法1.实验小鼠给药方法：a.静脉注射：i.静脉注射是一种常用的给药方法，适用于需要迅速将药物输送到循环系统中的实验。
ii. 首先，选择小鼠尾静脉作为给药途径。
悬空小鼠尾部并握紧尾根，使用角度较小的针头（例如26G针头）直接注射药物。
iii. 注射前，可以先用温水或者温湿纱布预热小鼠的尾部，以增强血管的扩张和血流。
iv. 确认成功注射药物后，将小鼠放回饲养笼中，并观察其行为和健康状况。
b.口服给药：i.口服给药是一种常用的给药方法，适用于需要药物通过消化系统进行吸收的实验。
ii. 在给药前，可以在小鼠笼子的饮水中添加药物溶液，或将药物悬浮液灌注到小鼠胃部。
iii. 同时，在给药过程中，需要将小鼠固定住，可以使用实验动物颈环进行固定。
iv. 给药后，观察小鼠的饮食情况和健康状况，并适当调整药物剂量和给药方式。
2.实验小鼠采血方法：a.尾静脉采血：i.尾静脉采血是一种常用的、非常便捷的小鼠采血方法。
ii. 首先，选择小鼠尾部静脉作为采血部位。
悬空小鼠尾部并使用温湿纱布加热，以增加血管扩张和血流。
iii. 使用角度较小的针头，例如26G针头，刺入尾静脉，然后将血收集到适当的试管中。
iv. 在采血过程中，保持顺利的血流，可以使用温湿纱布加热尾部以保持血管扩张。
v.采集到所需血液样本后，用棉球或止血带对采血部位施加轻压，以避免出血和感染。
vi. 采血结束后，观察小鼠的健康状况，并给予适当的处理和护理。
b.眼窝静脉注射采血：i.眼窝静脉采血是一种比较特殊的小鼠采血方法，适用于需要大量血液样本的实验。
ii. 在采血前，可以使用温湿纱布加热小鼠眼部，以增加血管扩张和血流。
iii. 使用角度较小的针头，例如26G针头，插入眼窝静脉并拔回，将血液从针头收集到适当的试管中。
iv. 在采血过程中，保持稳定的手部和注射器位置，以避免对小鼠造成伤害。
v.采集到所需血液样本后，用棉球或止血带对采血部位施加轻压，并进行适当的处理和护理，以减少对小鼠的不适和伤害。
小鼠采血及给药方法一、小鼠采血方法1.静脉采血法：(1)静脉穿刺法：将小鼠固定在实验台上，清洁采血部位（常常是尾静脉），用适当的方法固定小鼠尾部，例如用取血夹固定。
用消毒棉球涂抹于采血部位，利用一只针筒或采集针对静脉进行穿刺。
(2) 尾静脉切割法：先用消毒棉球涂抹于小鼠尾部静脉附近，接着使用锋利的剪刀剪切尾部皮肤，直到出现静脉。
使用脱针管（micro-hematocrit tube）将血液抽吸出来。
采血结束后，可用消毒剂处理采血点，以防止感染。
2.额高度法：采用颅内针，固定小鼠在颅骨穿刺装置上，选用滑动固定针。
先用洗净针按住头部，再通过颅针插入到穿刺装置中。
同时使用抽吸器抽取出血液。
3.围尾车压法：将小鼠固定在一块平板上，用三个围绳将其尾部固定，留一个关节使小鼠尾部随意摆动。
在上方围绳旁边的固定处架设一只容器，用于收集滴下的尾血。
二、小鼠给药方法1.口服给药：该方法较简单，将药物以适当的剂量溶解于注射用水或生理盐水中，用灌胃针或注射器将药液直接灌入小鼠口腔中。
要确保给药的准确剂量和流量，避免嗓子喉咙堵塞。
2.腹腔注射法：将小鼠放在工作台上，用适当的方法固定小鼠身体，清洗注射部位。
用消毒棉球涂抹于腹部，使用22-25号注射针或微量注射器将药物缓慢注射入腹腔。
注射速度要控制得适当，避免损伤内脏器官。
3.尾静脉注射法：将小鼠固定在工作台上，清洁尾部毛发，用爪式血管夹固定尾部血管。
使用注射针插入尾静脉，并注意发现血斗标志。
缓慢将药物注射入尾静脉。
4.静脉注射法：将小鼠固定在工作台上，清洗注射部位。
用消毒棉球涂抹于注射部位（通常是尾静脉），固定小鼠尾部。
使用注射针或微量注射器将药物注射入静脉。
5.肌肉注射法：将小鼠放在工作台上，用适当的方法固定小鼠身体。
将药物以适当的剂量溶解后，使用注射针插入小鼠腹股沟或胫肌中缓慢注射。
以上是小鼠采血及给药的常用方法，注意采血和给药的操作应该规范、缓慢、准确，以避免对小鼠造成不必要的伤害。
大小鼠各种采血方法与最大采血量1 剪尾采血小鼠每次采血量0.1ml，大鼠每次采血量0.3-0.5ml左手拇指和食指从背部抓住鼠颈部皮肤，将鼠头朝下，鼠保定后将其尾巴置于50℃热水中浸泡数分钟，使尾部血管充盈。
擦干尾部，再用剪刀或刀片剪去尾尖1-2mm，用试管接流出的血液，同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后用棉球压迫止血并用6%液体火棉胶涂在伤口处止血。
2 摘除眼球采血小鼠采血量0.6-1ml左手抓住小鼠颈部皮肤，轻压在实验台上，取侧卧位，左手食指尽量将小鼠眼周皮肤往颈后压，使眼球突出。
用眼科弯镊迅速夹去眼球，将鼠倒立，用器皿接住流出的血液。
采血完毕立即用纱布压迫止血。
大鼠少用。
3 心脏采血小鼠采血量0.5-0.6ml，大鼠采血量1-1.5ml鼠仰卧位固定，剪去胸前区被毛，皮肤消毒后，用左手食指在左侧第3-4肋间触摸到心搏处，右手持带有4-5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当刺中心脏时，血液会自动进入注射器。
4 断头采血小鼠采血0.8-1.2ml，大鼠采血量5-10ml左手拇指和食指从背部抓住鼠颈部皮肤，将鼠头朝下，右手用剪刀剪断鼠颈部约1/2-4/5，让血液流入试管。
5 眼眶静脉丛采血小鼠采血量为0.2-0.3ml，大鼠采血量为0.4-0.6ml取内径为1.0-1.5mm的玻璃毛细管，临用前折断成1～1.5cm长的毛细管段，浸入1％肝素溶液中，干燥后用。
取血时左手抓住鼠两耳之间的颈背部皮肤以固定头部，轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难使眼眶静脉丛充血，右手持毛细管由内眦部插入结膜，再轻轻向眼底部方向推进，轻轻旋转毛细管以划破静脉丛，让血液顺毛细管流出，接收入事先准备的容器中。
采血后纱布轻压眼部止血。
小鼠、大鼠、豚鼠及家兔均可采取此法取血。
刺入深度小鼠为2-3mm，可采血0.2-0.3ml；大鼠为4-5mm，可采血0.4-0.6ml。
小鼠取血方法范文小鼠是常用的实验动物之一，常需要从小鼠身上进行取血以获取血液样本进行分析和研究。
小鼠取血方法有多种，包括尾静脉取血、眼眶窝静脉取血、颈静脉穿刺取血等。
下面将对这些方法逐一进行详细介绍。
1.尾静脉取血方法：尾静脉取血是最常用且最方便的小鼠取血方法之一、具体步骤如下：1)麻醉小鼠：使用合适的麻醉方法麻醉小鼠，常见的方法有气体麻醉和注射麻醉剂。
2)准备工具：准备好所需的器械，如注射器、针头、72%医用酒精等。
3)清洗尾部：将小鼠放置在无菌条件下，用温水和肥皂轻轻清洗尾部，并用酒精擦拭消毒。
4)取血操作：将小鼠的尾部放置于温暖的环境恢复血流，用酒精擦拭尾部的静脉，然后用一只手控制住小鼠的尾巴，用另一只手将注射器针头的一端插入小鼠尾部的静脉中，缓慢地抽取所需的血样。
5)处理伤口：取血完成后，用棉球轻轻地按压尾部，使创口停止出血，并用消毒棉球擦拭尾部的酒精，帮助伤口愈合。
2.眼眶窝静脉取血方法：眼眶窝静脉取血适用于需要大量血样的实验。
具体步骤如下：1)麻醉小鼠：使用合适的麻醉方法麻醉小鼠，常见的方法有气体麻醉和注射麻醉剂。
2)准备工具：准备好所需的器械，如注射器、针头、72%医用酒精等。
3)定位小鼠：将小鼠的头部固定于工作台上，使眼眶窝静脉暴露。
4)消毒处理：用酒精擦拭眼眶窝上方的毛发，然后用酒精将取血点消毒。
5)取血操作：用一只手控制住小鼠的头部，用另一只手将注射器针头的一端插入眼眶窝静脉中，缓慢地抽取所需的血样。
6)处理伤口：取血完成后，用消毒棉球轻轻按压取血点，使创口停止出血，并用消毒棉球擦拭取血点的酒精，帮助伤口愈合。
3.颈静脉穿刺取血方法：颈静脉穿刺取血方法适用于表层静脉无法清晰可见或不方便取血的情况。
具体步骤如下：1)麻醉小鼠：使用合适的麻醉方法麻醉小鼠，常见的方法有气体麻醉和注射麻醉剂。
2)准备工具：准备好所需的器械，如注射器、针头、72%医用酒精等。
3)小鼠体位：将小鼠放置于工作台上，头部略微向后仰。
常见小鼠给药及采血方法
小鼠灌胃
小鼠灌胃方法比较简单，需要关注的只有两点：
一是要保持小鼠的头部和颈部成一直线，方便灌胃针头进入；
二是动作要轻柔，从口角进入，防止损失食道。
做的多了自然就熟练了。
具体操作过程如下：
1. 准备灌胃针头。
一般可以从市场上面买到，实在没有的话，可以用12号的针头，剪去针尖，用砂纸将头端磨平，也可以用。
但是买的灌胃针头的头端用锡或者适宜的方法处理了针头的锐口，自己用砂纸不可能将所有的锐口都磨掉，用这样的针头灌胃，损失小鼠食道的可能性比较大。
2.抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线。
抓小鼠的动作很简单，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部即可。
因为小鼠始终在活动中，若一次抓的感觉不是很顺手，要放开重新抓，不要逞强进行下一步操作。
3. 抓好小鼠就可以灌胃了，一般用1ml的注射器配灌胃针头。
灌胃针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进，进入食管后会有一个刺空感，进入食道后就可以推注药液了。
（我认为，所谓的灌胃，不必要灌胃针头进入小鼠的胃部，进入食管后就可以推药了，这样对小鼠食道的损伤要小点，特别是要长期灌胃给药的情况下。
）当然，灌胃针头也可以再往里面深入一点，防止药液从口中流出。
4. 灌胃容积一般是0.1～0.2ml/10g，最大0.35ml/10g，每只小鼠的灌胃最大容积不超过0.8ml。
小鼠腹腔注射
腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。
常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。
1. 小鼠腹腔注射可以用1ml的注射器，配合4号针头。
2. 腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部，使小鼠的头部向下。
这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。
进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。
3. 尤其是对于体重较小的小鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。
4. 小鼠腹腔注射的给药容积一般为5～10ml/kg。
小鼠静脉注射
这也是常见的操作，稍微有点难度，没有指导的话，一开始可能会感觉有点手足无措。
但是可以肯定的说，只要掌握了方法，小鼠的尾静脉注射还是很容易的。
操作步骤：
1. 首先要固定小鼠，最简单的固定方法就是把小鼠放在盒子里面，让它的尾巴伸在盒盖的外面，用手抓住小鼠尾巴，轻轻往外拽，就可以固定好小鼠了。
这种固定方法，小鼠可以在盒子里面活动，固定的也不是很牢固，但是只要你尾静脉注射的手法很熟练，就足以用来注射了。
还有的固定方法就是用一个小的圆筒，最好是金属做的，（可以在当地的铁匠铺，或者买白铁铺里面定做）首先是金属比较结实，而且可以用来固定在铁架台上，方便操作。
圆筒的一段有个盖子可以拿下来，盖子中间有个小孔，可以让小鼠的尾巴伸出来（中间的小孔可以用胶布缠一下，防止锐利的边缘割伤小鼠尾巴）。
另外一段可以用金属网的结构，网的形状可以做成子弹头的头端形状。
网状结构可以让光线透近来，方便小鼠钻进圆筒里面。
圆筒的长度约10cm，直径约 3～4cm，可以做个系列长度和直径的圆筒，适合不同大小的小鼠。
2. 固定好小鼠后就是注射了，一般用一次性的1ml的注射器就可以了，玻璃的1ml的注射器也可以用，针头用4号的就可以了。
3. 注射前首先要让小鼠的血管充盈。
可以采用75%的酒精棉球擦拭的方法或者采用温水浸泡的方法。
若小鼠的血管很不清楚，推荐采用温水浸泡的方法，水温以不烫手为宜。
温水浸泡2～3分钟后，取出小鼠尾巴，用干棉球擦拭。
等一会儿，待血管充盈后，酒精棉球擦拭后就可以进针了。
若血管还不充盈，可以反复用温水浸泡，切不可冒险注射，除非你手法很熟练，另当别论。
4. 小鼠尾部共有四条血管，一般认为左右的两条静脉比较容易注射，多采用这两条静脉进针。
一般要求进针部位靠近小鼠的尾端，这样若注射失败的话，还可以再向上选择进针点。
但是进针部位也不可以太靠下，因为越往下，静脉越细，操作越难，一般以小鼠尾巴下三分之一的位置比较好。
5. 最关键的就是进针了。
进针时操作者左手食指和拇指固定住小鼠的尾巴，让小鼠的尾巴在经过拇指后向下弯曲，进针点靠近拇指指甲。
针头和血管呈约30°角，针尖斜面朝上，轻轻挑刺入皮肤后针头立即和血管平行，一般情况下一次就可以进入血管，可以将针头刺入血管一大半，左右轻轻晃动针头，确定针头在血管内，就可以推注药液了，正常情况下，推注的过程应该没有明显阻力，血管也不会鼓起。
推液时动作宜轻柔，若发现血管鼓起，那是针头没有刺入血管，需立即拔出针头。
皮下注射给药
将药液推入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环的过程。
作皮下注射常选项背或大腿内侧的皮肤。
操作时，常规消毒注射部位皮肤，然后将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。
拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻，以防止药物外漏。
注射量约为0.1～0.3ml/10g体重。
皮内注射给药
将药液注入皮肤的表皮河真皮之间，观察皮肤血管的通透性变化或皮内反应，接种、过敏实验等一般作皮内注射。
先将注射部位的被毛剪掉，局部常规消毒，左手拇指和食指按住皮肤使之绷紧，在两指之间，用
结核菌素注射器连接4.5针头穿刺，针头进入皮肤浅层，再向上挑起并梢刺入，将药液注入皮内。
注射后皮肤出现一白色小皮丘，而皮肤上的毛孔极为明显。
注射量为0.1ml/次。
肌肉注射给药
小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。
当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，采用肌肉注射。
操作时1人固定小鼠，另一人用左手抓住小鼠的1条后肢，右手拿注射器。
将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4，注入药液，用药量不超0.1ml/10g体重。
静脉注射给药
将小鼠放在金属笼或鼠夹中，通过金属笼或鼠夹的孔拉出尾巴，用左手抓住小鼠尾巴中部。
小鼠的尾部有2条动脉和3条静脉，2条动脉分别在尾部的背侧面和腹侧面,3条静脉呈品字型分布，一般采用左右两恻的静脉.拔去沿尾部静脉走向的毛，置尾巴于45～50℃温水中浸泡几分钟或用75%酒精棉球反复擦拭尾部，以达到消毒和使尾部血管扩张及软化表皮角质的目的。
行尾部静脉注射时，以左手拇指和食指捏住鼠尾两恻，使静脉更为充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指夹住尾巴的末梢,右手持4号针头注射器，使针头与静脉平行(小于30°角)，从尾巴的下1/4处进针，开始注入药物时应缓慢，仔细观察，如果无阻力，无白色皮丘出现，说明已刺入血管，可正式注入药物。
有的实验需连日反复尾静脉注射给药，注射部位应尽可能从尾端开始，按次序向尾根部移动，更换血管位置注射给药。
注射量为0.05～0.1ml/10g体重。
拔出针头后，用拇指按住注射部位轻压1～2min，防止出血。
小鼠采血
1．剪尾采血
手拇指和食指从背部抓住小鼠颈部皮肤，将小鼠头朝下，小鼠保定后将其尾巴置于50°热水中浸泡数分钟，使尾部血管充盈。
擦干尾部，再用剪刀或刀片剪去尾尖1～2mm，用试管接流出的血液，同时自尾根部向尾尖按摩。
取血后用棉球压迫止血并用6%液体火棉胶涂在伤口处止血。
每次采血量0.1ml。
2．摘除眼球采血
左手抓住小鼠颈部皮肤，轻压在实验台上，取侧卧位，左手食指尽量将小鼠眼周皮肤往颈后压，使眼球突出。
用眼科弯镊迅速夹去眼球，将鼠倒立，用器皿接住流出的血液。
采血完毕立即用纱布压迫止血。
每次采血量0.6～0.1ml。
3．心脏采血
小鼠仰卧位固定，剪去胸前区被毛，皮肤消毒后，用左手食指在左侧第3～4肋间触摸到心搏处，右手持带有4~5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当刺中心脏时，血液会自动进入注射器。
每次采血量0.5～0.6ml。
4．断头采血
动物医学论坛右手用剪刀剪断小鼠颈部约1/2～4/5，让血液流入试管。
此法可采血0.8～1.2ml。
