医学实验动物学动物实验基本技术与模拟肿瘤接种

肿瘤动物模型的建立可以：（1）评价抗肿瘤免疫治疗的疗效；（2）作为抗肿瘤药物筛选模型；（3）为肿瘤转移研究提供更好的研究平台；（4）为研发抗肿瘤转移性药物提供良好的实验工具。

实验方法：诱发性肿瘤动物模型实验方法原理：诱发性肿瘤动物模型是指研究者用化学致癌剂、放射线、致癌病毒诱发动物的肿瘤等。

实验材料：肿瘤细胞小鼠试剂、试剂盒、无血清培养基质、3%中性甲醇石腊仪器、耗材、低温离心机、血球计数器、游标卡尺实验步骤一、肝癌1．二乙基亚硝胺（DEN）诱发大白鼠肝癌（1）取体重250 g左右的封闭群大白鼠，雌雄不拘；（2）按性别分笼饲养。

除给普通食物外，饲以致癌物，即用0.25%DEN水溶液灌胃，剂量为10 mg/kg，每周一次，其余5天用0.025%DEN水溶液放入水瓶中，任其自由饮用；（3）共约4个月可诱发成肝癌；（4）也可以单用0.005%掺入饮水中口吸服8个月诱发肝癌。

2．4-2甲基氨基氮苯（DBA）诱发大鼠肝癌（1）用含0.06%DBA的饲料喂养大鼠，饲料中维生素B2不应超过1.5～2 mg/kg；（2）4～6月就有大量的肝癌诱发成功。

3．2-乙酰氨基酸（2AAF）诱发小鼠、狗、猫、鸡、兔肝癌（1）给成年大鼠含0.03% 2AAF标准饲料；（2）每日每平均2～3 mg 2AAF（也可将2AAF混于油中灌喂），3～4月后有80～90%动物产生肝肿瘤。

4．二乙基亚硝胺诱发大鼠肝癌：（1）用剂量为每日0.3～14 mg/kg体重，混于饲料或饮水中给予；（2）6～9个月后255/300大鼠发生了肝癌。

5．亚胺基偶氮甲苯（OAAT）诱发小鼠肝癌（1）用1%OAAF苯溶液（约0.1 ml含1 mg）涂在动物的两肩胛间皮肤上，隔日一次，每次2～3滴，一般涂100次。

（2）实验后7～8周即而出现第一个肝肿瘤，7个月以上可诱发小鼠肝肿瘤约55%。

（3）或用2.5 mg OAAT溶于葵瓜子油中，给C3H小鼠皮下注射4次，每日间隔10天，也可诱发成肝癌。

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【专题】肿瘤模型专区（9-12页）多发肿瘤模型medsky1982：我的实验要求经脾脏注射大鼠肝癌细胞,建立肝内多发肿瘤模型,查看国内的大鼠肝癌细胞株有：CBRH-7919,RH-35,Walker256,但是他们在经脾脏注射建模中的特性不清楚，最好是能有高的转移成瘤能力，又不易产生腹水。

Swordzjsh不知道你们的试验目的是什么，但是我们一般不会考虑去建立直接多发的肿瘤模型，除非是转移模型，因为多发的肿瘤不好进行评价，单个的肿瘤灶可以量大小，可以剥出来称重，而且在造模的时候也比较好控制，所以很少去留意多发肿瘤模型的资料。

开腹手术medsky19821.另外想请教一下你们在做大鼠开腹手术（时间2小时左右）时，一般要不要经颈外静脉生理盐水补液？2.你们开腹肝内原位种植肿瘤手术后的护理应该注意什么，比方饮食，抗感染之类？Swordzjsh1.不知道，我从来没有构建原位模型开腹这么久的。

开腹后几分钟就关腹了2.没有什么特别需要注意的，就是小心缝线打结要结实，否则第二天你会发现几只线破肠流的尸体。

裸鼠造模周龄Futingtingftt我得实验是准备造乙型肝炎动物模型，用HepG2.2.15细胞皮下或者腹腔接种裸鼠成瘤，大家都说裸鼠最好是5－6周龄的，可是我想问问各位高手，有没有4周龄接种成功的呢？4周造模成功率怎么样？我想买4周龄的裸鼠，如果细胞很好的话就可以直接接种，不好的话就是裸鼠再长2周也可以用Swordzjsh一般建议用5~7周龄的，4周龄太小，至少4周半吧。

其实有时候8周龄也凑活能用。

复苏瘤块接种：Tumin我做兔vx2肿瘤模型.现在只有冻存的vx2瘤块,问是否可以直接复苏后注射到兔肌肉内制成荷瘤兔?Swordzjsh可以的，但是建议也要在体内穿三代，而且接种的时候要几块组织接到一个位点，因为刚复苏的瘤块活力比较差。

nude_mice:按照我们平时的经验，总是说肿瘤细胞要先在动物体内传几代，才能正式实验。

一、实验目的1. 掌握动物接种实验的基本操作流程。

2. 熟悉不同病毒在动物模型中的传播和致病特点。

3. 了解病毒学检验的基本方法。

二、实验时间2023年3月10日三、实验地点实验室四、实验材料1. 实验动物：小白鼠、豚鼠、家兔2. 病毒悬液：脑炎病毒、兔泰泽氏病毒3. 注射器、针头、固定器、酒精棉签、碘酒、生理盐水、灭菌生理盐水4. 实验记录表五、实验方法1. 动物接种：根据病毒侵袭部位的不同，选择适宜的接种途径，如皮下接种、肌内注射、静脉接种等。

2. 观察动物的临床症状：观察动物的精神状态、食欲、活动、体温等指标，记录发病时间。

3. 解剖观察：对发病或死亡的动物进行解剖，观察病理变化。

4. 组织病理学检查：对受染脏器组织进行悬液制备，观察病理变化。

六、实验步骤1. 小白鼠实验- 接种途径：脑内注射- 接种方法：无菌操作，用0.25毫升注射器抽取脑炎病毒悬液0.1毫升，去除注射器内的气泡。

- 接种部位：小白鼠右侧颞部- 接种剂量：0.02～0.03毫升- 观察指标：食欲、活动、体温、毛耸、振颤、麻痹等2. 豚鼠实验- 接种途径：皮下接种- 接种方法：用左手拇指和食指将接种部位皮肤提起，将针头斜刺入皮下，注射后局部形成隆起。

- 接种部位：豚鼠后大腿内侧、背部等脂肪少的部位- 接种剂量：0.1～0.2毫升- 观察指标：食欲、活动、体温、毛耸、振颤等3. 家兔实验- 接种途径：静脉接种- 接种方法：固定动物，消毒皮肤，在耳静脉注射接种液。

- 接种部位：家兔耳静脉- 接种剂量：0.1～0.2毫升- 观察指标：食欲、活动、体温、毛耸、振颤等4. 兔泰泽氏病实验- 接种途径：口服接种- 接种方法：将病料研磨，用灭菌生理盐水制成悬液，每只动物口服0.5～1毫升。

- 接种动物：地鼠、小白鼠、家兔- 观察指标：腹泻、嗜睡、厌食、肛门和尾巴沾污粪便等七、实验结果1. 小白鼠实验：动物在接种后3～4天开始发病，表现为食欲减退、活动迟钝、毛耸、振颤，逐渐发展为麻痹、瘫痪，最终死亡。

接种量要查文献来确定接种量，在找不到任何相关资料的情况下，最高就用到1*107/0.2ml/site,再高也没有意义了。

如果你的细胞很小，1*107/0.1ml也可以操作，不至于很粘稠，那么最好是1*107/0.1ml/site。

查文献看他们的构建条件是什么样的，比如培养条件，接种量，接种位置什么的，是不是一定要用雌性鼠等等。

有的瘤株也有可能很容易成瘤，而且生长速度很快。

建议用几只动物试试不同的接种浓度，万一能够长出来，而且还长得很快，那你就要根据情况选择一个合适的浓度了。

基本上一般认为比较合适的接种浓度有这么几个特征：1. 接种后10到15天左右可以开始试验。

2. 开始试验时可以用于试验的动物数不少于60~70%，而且SD 不大于平均值的1/3左右。

3. 开始试验三、四周后肿瘤重量大于1g，并且没有溃烂。

当然，这些条件都是锦上添花的东西，如果以1*107/site 都勉勉强强长出肿瘤，那么就不必过多的去考虑它了。

接种部位接种部位:腋窝中部外侧皮下为好。

皮下肿瘤模型中，想要成瘤率高就接种在腋下。

接种时由裸鼠体侧腰部稍靠上的部位进针，要保证与接种点的距离小于针头的长度，向头部方穿行，绝对不能刺破皮肤或者刺破肌肉层，当针头到达接种位点时注射，退出针头，这样操作的目的并不完全是避免漏液，其实熟练后，不需要皮下穿行也不会漏液，主要是避免污染，进针点还有少量污染的可能性的，针头在皮下穿行一段后，接种点离进针点较远，最大限度减少污染的可能。

如果是用于正式实验，那么一只老鼠就只能接种一个位点，不可以接种多个位点用于保证可用的模型数。

因为在有些情况下，一个老鼠身上有多于一个肿瘤的情况下，会有相互影响的可能，无论这几个肿瘤相距有多远。

要是想多打几个部位做做预试验，倒也不是不可以，但是我觉得，基本上没有什么必要。

皮肤不用绷得太紧，平展就可以了，另外接种的时候进针点很靠下，针头在皮下走一段再注射，速度不要太快。

注射前针头稍微动一动，能动就说明在皮下，否则可能在皮内或者肌肉内。

肿瘤动物模型的建立及应用肿瘤动物模型是一种在动物体内模拟人类肿瘤发展过程的实验模型，被广泛用于肿瘤的病理生理学、分子生物学、药理学等研究。

通过建立肿瘤动物模型，可以加深对肿瘤的发生、发展、转移和抑制机制的了解，同时也可以评估新药物及治疗策略的有效性。

下面将探讨肿瘤动物模型的建立及应用。

首先，肿瘤动物模型的建立是一个复杂而具有挑战性的过程。

一般来说，肿瘤动物模型的建立可以分为自发性肿瘤模型和人工诱导肿瘤模型两种类型。

自发性肿瘤模型主要是利用动物自身遗传倾向或环境诱导等因素，在动物体内自发产生肿瘤。

比如在家养动物中，很多小鼠和家兔由于遗传因素或者饮食、环境等长期暴露，会自发产生肿瘤。

这种模型更接近人类肿瘤的发展过程，但是其建立的可控性和可重现性较差，需要耗费大量的时间和经费。

人工诱导肿瘤模型则是通过外界的干预手段，比如化学药物、辐射等方式，直接在动物体内诱导肿瘤的产生。

这类模型具有较好的可控性和可重现性，可以更好地满足科研实验的需要。

常用的人工诱导肿瘤模型包括移植肿瘤模型、化学诱导模型、基因编辑模型等。

其次，肿瘤动物模型的应用范围非常广泛。

一方面，肿瘤动物模型可以用于研究肿瘤的发生机制和发展过程。

比如，利用肿瘤动物模型可以深入探究各种致癌物质或致癌基因对肿瘤发生的影响，分析肿瘤细胞的生物学特性和转移能力等。

通过模拟肿瘤的生长形态，可以更好地了解肿瘤细胞的生理活动和分子机制，为探寻肿瘤治疗策略提供理论依据。

另一方面，肿瘤动物模型还可以用于筛选和评估抗肿瘤药物。

通过向肿瘤动物模型中输入肿瘤细胞或移植肿瘤组织，可以评估新药物对肿瘤生长的抑制效果，了解药物的毒副作用、适应症等。

这种通过体内实验评估药物疗效和安全性的方法，大大提高了新药物研发的效率和成功率。

此外，肿瘤动物模型还被广泛用于研究肿瘤的诊断和预后指标、肿瘤免疫治疗、基因治疗等领域。

通过模拟肿瘤动物模型，可以更好地理解和验证这些新技术和新疗法在肿瘤治疗中的应用。

动物实验的基本技术和方法动物实验是科学研究中常用的一种手段，通过对动物进行实验，可以了解生物体的生理、病理、药理等信息，对人类疾病的预防和治疗起到重要作用。

下面将介绍动物实验的基本技术和方法。

1.动物选择：选择适合进行实验的动物是进行动物实验的首要任务。

常用的实验动物有小鼠、大鼠、兔子、猪、狗等。

根据研究目的的不同，可以选择不同品种、不同年龄、不同性别的动物进行实验。

2.动物养护：对于实验动物的养护是确保实验结果可靠的重要环节。

动物应在适宜的温度、湿度和光照条件下饲养，并提供适宜的饲料和水源。

为了防止交叉感染，需要实施严格的无菌操作和动物消毒。

3.动物注射：动物注射是常用的动物实验技术之一、通过针筒和注射器将药物或其他物质注射到动物体内，以研究其作用机制。

常见的注射方式有皮下注射、肌肉注射和静脉注射。

4.动物手术：动物手术是进行生理、病理研究的重要手段。

常见的动物手术包括造模手术、器官移植手术和腹腔镜手术等。

在进行动物手术时，需要注意术前麻醉、手术操作的细节和术后的护理。

5.动物观察：动物观察是动物实验中重要的实验方法之一、通过观察动物行为、体征和疾病发展等，了解其生理和病理状态。

动物观察可以采用直接观察和间接观察的方法，比如记录动物的活动情况、进食量、体重变化等。

6.动物取样和检测：在动物实验中，需要采集动物的组织、血液、尿液等样本进行检测。

常用的动物取样方式有穿刺、切片、摘取组织等。

取样后，可以进行生化分析、免疫表型分析等检测方法进行进一步研究。

7.数据统计和分析：对于动物实验的结果，需要进行数据统计和分析，以得出科学的结论。

常用的统计分析方法有t检验、方差分析、回归分析等。

通过数据的处理和分析，可以确定实验结果的可靠性和显著性。

8.动物伦理：在进行动物实验时，需要遵循动物伦理原则，确保动物的福利和权益。

包括动物的合理饲养和管理、注重动物的生理和心理健康、减少动物的痛苦和不适等。

同时，需要通过伦理审查机构的审批，确保实验符合伦理要求。

肿瘤种植的概念肿瘤种植是指将肿瘤细胞或组织人工种植到动物体内或体外的一种实验技术。

肿瘤种植能够模拟人体肿瘤的发生、生长和转移过程，为肿瘤的研究提供了重要的平台。

肿瘤种植通常可以分为体内种植和体外种植两种方式。

体内种植是将肿瘤细胞或组织移植到活体动物体内，体外种植则是将肿瘤细胞或组织培养在体外的培养基中。

这两种方式都具有各自的优缺点和适用范围。

体内种植是目前较为常用的一种肿瘤种植技术，它能够在活体动物模型中研究肿瘤的发展过程和治疗效果。

通过将肿瘤细胞或组织移植到小鼠等动物的皮下或内脏器官中，可以观察和分析肿瘤生长的速度、形态、浸润性以及转移能力等特征。

这种方式能够模拟肿瘤在体内生长发展的复杂过程，更贴近真实情况。

相比之下，体外种植可以更加方便、快捷地进行实验，并且能够获得大量的肿瘤组织供研究使用。

体外种植通常是通过将肿瘤细胞或组织培养在含有营养物和生长因子的培养基中，使其继续生长和繁殖。

这种方法适用于许多肿瘤细胞系的培养和扩增，减少了对活体动物的依赖，更加便于实验操作和数据收集。

肿瘤种植在肿瘤研究和抗肿瘤药物筛选方面有着重要的应用。

通过体内种植可以研究肿瘤的遗传变异、细胞增殖、凋亡、转移以及与宿主免疫系统的相互作用等，有助于深入理解肿瘤的发生机制。

而通过体外种植可以进行药物敏感性试验、药物剂量反应试验、细胞毒性筛选等，为抗肿瘤药物的研发和治疗方案的制定提供有力的支持。

肿瘤种植技术虽然具有许多优点，但也存在一些限制和挑战。

首先，由于肿瘤的异质性和复杂性，将肿瘤细胞或组织从患者中分离出来进行种植时，会有一定的选择性和改变。

其次，体内种植虽然能够模拟肿瘤的生长和转移过程，但由于模型动物个体差异的存在，种植结果可能会有一定的差异性。

此外，肿瘤种植技术仍然无法完全模拟肿瘤在人体内的复杂环境，因此在研究结果的解读和应用时需要谨慎。

总之，肿瘤种植是一种重要的肿瘤研究技术，能够模拟肿瘤的发生、生长和转移过程，为肿瘤的研究和治疗提供了有力的工具。

动物实验技术动物实验的基本操作动物实验是科研和医学领域常用的手段，用于评估新药、疫苗、治疗方法和理解生物学机制等。

但是，动物实验是具有伦理争议的，因为涉及到动物权益和福利。

因此，在进行动物实验时，需要遵循一定的伦理原则和严格的实验操作。

以下是动物实验的基本操作：1.实验动物的选择：在选择实验动物时，需要根据研究目的和方法来选择适合的动物模型。

常用的实验动物包括小鼠、大鼠、兔子、狗等。

2.动物的饲养和管理：实验动物需要提供适宜的饲养环境，包括合适的温度、湿度和气流等，并提供适宜的饮食和水源。

此外，实验动物还需要定期检查其健康状态，并按照相关规定进行处理。

3.实验操作的准备：在进行动物实验前，需要准备好实验所需的器械、药物和试剂等。

此外，还需要制定详细的实验方案，确定实验的具体步骤和时间，以确保实验的可重复性和准确性。

4.麻醉和镇痛：在进行动物实验时，有时需要对实验动物进行麻醉或镇痛，以减轻它们的痛苦和压力。

这需要根据具体的实验操作来选择合适的麻醉和镇痛方法。

5.试验操作：根据实验目的和方法，进行相应的操作，如采集血液、组织和器官，注射药物，进行手术，观察行为等。

在进行试验操作时，需要注意操作的准确性和规范性，以保证实验结果的可靠性。

6.数据记录与分析：在进行动物实验时，需要对所得到的结果进行准确的记录，并进行数据的分析和统计。

这将有助于研究者对实验结果进行解读和理解，并做出相应的结论。

7.实验结束和动物处理：在实验完成后，需要根据相关规定对实验动物进行处理。

对于无疾病和伤残的动物，可以选择放归或继续饲养。

对于疾病严重或造成较大伤害的动物，可以选择安乐死或处理。

总而言之，动物实验是一项复杂的科研工作，需要研究者具备较高的科学素养和操作技能。

在进行动物实验时，需要始终将动物福利放在首位，并遵循严格的伦理和法规要求，以确保实验的科学性和可靠性。

肿瘤动物模型常用建立方法肿瘤动物模型是用于研究和测试肿瘤发生、发展和治疗的工具。

建立适当的肿瘤动物模型对于揭示肿瘤的生物学特性和评估各种治疗方法的有效性至关重要。

以下是常用的肿瘤动物模型建立方法。

1. 移植瘤模型：这是最常见和简化的动物模型建立方法之一。

它涉及在动物体内或体外移植人类或动物来源的肿瘤细胞株。

这些细胞可以从肿瘤组织中分离得到，并在实验室中培养。

移植瘤模型的优点是易于建立和控制，但它不能反映肿瘤的整个发展过程。

2. 转基因模型：转基因动物模型是通过将特定的基因突变导入小鼠或其他动物体内来模拟肿瘤。

这些基因突变可以是人类肿瘤相关基因的突变，也可以是具有肿瘤形成潜能的其他基因的突变。

转基因模型可以提供更真实的肿瘤发展和治疗反应，但其建立过程相对复杂和耗时。

3. 化学诱发模型：这种方法通过给动物暴露于化学物质，如化学致癌物质或腺病毒，来诱发肿瘤的发生。

这些化学物质可以引起DNA损伤或基因突变，从而促进肿瘤的形成。

化学诱导模型可以提供与人类肿瘤相似的病理特征，但其应用范围受到化学物质的选择和剂量的限制。

4. 遗传模型：遗传模型使用特定品系的小鼠或其他动物，这些动物因其自身的遗传缺陷而具有高发生肿瘤的风险。

这些遗传模型可以是自然突变品系，也可以是通过基因工程技术引入的遗传缺陷。

遗传模型可以提供对特定肿瘤类型和易感因素的研究，但其适用范围受到特定品系的限制。

以上是常见的肿瘤动物模型建立方法。

根据具体研究目的和研究条件的不同，选择合适的肿瘤动物模型对于取得可靠的研究结果至关重要。

不同模型的优劣势需要综合考虑，并根据研究的需要进行合理选择。

小鼠Lewis肺癌，用C57BL／6小鼠。

分组：正常组，模型组，阳性药组，中药组，中西药联用组
方法：采用原位接种法。

操作：
1麻醉：戊巴比妥钠溶液50mg/kg腹腔内注射，将戊巴比妥钠配成10 mg/mL的工作液，按0.05 mL/10 g体重剂量对小鼠进行麻醉。

2接种：小鼠麻醉后，将其仰卧固定在操作台上，对小鼠前胸壁进行酒精消毒，在左腋前线肋弓上约1.5cm处作一约5mm的小切口，分离皮肤及皮下组织暴露至胸壁，将50μL细胞悬液与50μL Matrigel 混匀，在快凝固之前以胰岛素注射针将3LL细胞与Matrigel混悬液共100μL注入小鼠左肺，进针约3mm，注射完后停针5s，拔针后缝合切口。

建议细胞浓度10*6较好，10*6最先成瘤，但具体浓度选择要看你实验的安排及实验的内容，浓度低，成瘤时间稍长。

如果是要接种NCI-H460、A549这些人源的肺癌细胞，建议使用免疫缺陷的BALB/C-nude或者NOD/SCID小鼠，每只老鼠尾静脉注射10*6个细胞（0.1ml）。