第四章生物样品的采集、储存及预处理
第一节生物样品的采集、储存
体内药物分析的任务和分析对象具有如下特点:被测定的药物和代谢物的浓度极低；样品介质复杂，其中存在各种各样直接或间接影响测定结果的物质，大多需要分离和净化；仅有少量样品可供分析，尤其是在连续测定过程中，很难再度获得完全相同的样品；样品的稳定性需要特别注意等。
一、生物样品的采集
生物介质(biological matrix)包括全血、血浆、血清、尿、粪、唾液和各种组织。其中最常用的生物样品是血液和尿液。
1.血样的采集
供测定的血样应能代表整个血药浓度。若能从动脉或心脏取血最为理想，但只能用于动物，不能用于人。动物采血可根据不同种类及实验需要，采取适当的方法。如大、小鼠可由尾动脉、静脉、心脏、眼眶取血或断头取血等，家兔可由耳缘静脉、颈静脉等多处取血，犬可由前、后肢静脉等处取血。对于受试者通常采用静脉取血(成人从肘正中静脉取血，小儿从颈外静脉取血)。静脉取血一般将注射器针头插入静脉血管抽取。抽取的血液转移至试管或其它容器时应缓缓压出，以防血细胞破裂。
全血在加肝素或柠檬酸、草酸盐等抗凝剂后，离心分取血浆，其体积约为全血的一半。血清则是由血液中纤维蛋白原等影响下，引起血块凝结而析出，离心取用，而血块凝结时往往易造成药物吸附的损失。
全血直接作为样品时，也应加入抗凝剂混匀，防止凝血。对大多数药物来说，血浆浓度与红细胞中的浓度呈正比，所以测定全血不能比测定血浆提供更多的信息。而全血的净化较血浆与血清复杂，尤其是溶血后，血色素等可能会给HPLC测定带来影响。但是，一些药物可与红细胞结合，或药物在血浆和红细胞的分布比率因人而异，在这些情况下，宜采用全血。
血样抽取量受到一定的限制。人体药代动力学研究需要在多个时间点(一般为12~20点)取样，每次由前臂静脉取血3~5m1。随着高灵敏度测定方法的建立，取样量可继续降低，从而更易为受试者接受。实验动物取血量应注意是否超过了动物的生理承受能力。
制备血浆样品时，将采取的血样置含有抗凝剂的试管中，缓缓转动试管使其充分混合、离心，所得上清液即为血浆。常用的抗凝剂有肝素，它是体内正常的生理成分，因而不会
改变血样的化学组成或引起药物的变化，一般不会干扰测定。通常lml血液采用20个单位的肝素即可抗凝。可将配制好的肝素溶液均匀地涂布在试管壁上，于60~70℃烘干备用。其它抗凝剂有柠檬酸、草酸盐、EDTA等，但它们可能引起被测组分发生变化或干扰某些药物的测定。制备血清样品时，将采取的血样在室温下至少放置30~60min，待血液凝固后，以3000~4000r/min离心10min，分取上层澄清的血清。
血浆和血清在采血后应及时分离。短期保存时需置冰箱（4℃）中，长期保存时需置冰箱(-20℃以下)冷冻备用。
2.尿样的采集
尿药测定主要用于药物剂量回收、药物代谢及生物利用度研究，也可用于乙酰化代谢和氧化代谢快、慢型测定等。因为尿药浓度通常变化较大，所以应测定一定时间内排入尿中药物的总量，这就要同时测定在规定时间内的尿量(体积)及尿药浓度。
尿液的主要成分是水、尿素及盐类。它是一种良好的细菌培养基，因而需立即冷藏或防腐处理，否则细菌会很快繁殖而引起尿素分解，产生氨气，这在夏天进行得很快，除产生异常气味外，还有可能导致样品分解。冷藏条件一般可置4℃冰箱内。若欲在室温下保存，应在收集尿样后，立即加入防腐剂。常用的防腐剂有甲苯、氯仿或改变尿液的酸碱性，以抑制细菌的繁殖。加入的防腐剂是否干扰测定或与被测组分发生化学反应，应由实验验证，以便选取合适的防腐措施。
在所有体液样品中，尿样最容易获得，并且样品量大，取样次数可以增加，内含药物(母体药物及代谢物)浓度高。健康人的尿液中不含蛋白质，不需除蛋白，所以常用作药物体内代谢研究。
3.唾液样的采集
由于某些药物在唾液中的浓度与血浆浓度密切相关，即可利用唾液中的浓度反映血浆中的药物浓度。由于唾液样品采集时无伤害、无痛苦，取样不受时间、地点的限制，因而样品容易获得。一般成人每日分泌唾液1~1.5L。唾液的比重为1.003~1.008，粘度是水的1.9倍；唾液的pH在6.2~7.6之间变动，分泌量增加时趋向碱性而接近血液的pH。通常得到的唾液含有粘蛋白。
唾液的采集应尽可能在剌激少的安静状态下进行，采集前应漱口，除去口腔中的食物残渣，唾液自然分泌流入收集管中。采集后离心，分取上清液作为药物浓度测定的样品。也可采用物理方法(嚼石蜡片等)或化学方法(广泛应用的是柠檬酸或维生素C等，有的将约
10mg柠檬酸结晶放在舌尖上，或者将10%的柠檬酸溶液喷在舌上，弃去开始时的唾液后再取样)刺激，使在短时间内得到大量的唾液，但这样可能影响唾液中的药物浓度。
唾液中的粘蛋白决定了唾液的粘度，它是在唾液分泌后受唾液中的酶催化而生成的。为阻止粘蛋白的生成，应将唾液在4℃以下保存。如果分析时没有影响，则可用碱处理唾液，使粘蛋白溶解而降低粘度。唾液在保存过程中，会放出CO2，而使pH升高，需要测定唾液pH时，应在取样时测定较好。冷冻保存的唾液解冻后应将样品混匀后使用，以免产生误差。需要指出的是只有知道唾液中药物浓度与血清中药物的总浓度有一定的比值时，唾液中药物浓度的监测才有意义。
4.粪样的采集
新鲜粪便收集之后应立即冷冻处理。因粪便内含有大量蛋白质，且微量药物包含在大量固体食物残渣中，对药物的分离和测定都带来麻烦。因此，必须采取蛋白变性处理及药物分离、纯化等措施。
二、生物样品的储存
由于实验设计的要求，如药代动力学研究，在一定的时间内必须采集大量的样品，受分析速度的限制，往往不能做到边采样边分析，需将部分样品适当储存。冷冻保存是最常用的方法。冷冻既可以终止样品中酶的活性，又可以储存样品。在某些情况下若收集的样品来不及冷冻处理，可先将其置冰屑中，然后再行冷冻储存。冷冻时，若使用玻璃容器储存样品，需注意防止温度骤降使容器破裂，造成样品损失或污染。而塑料容器常含有高沸点的增塑剂，可能释放到样品中造成污染，而且还会吸留某些药物，引起分析误差。某些药物特别是碱性药物还会被玻璃容器表面吸附，影响样品中药物的定量回收，因此，必要时应将玻璃容器进行硅烷化处理。
为防止含酶样品中被测组分进一步代谢，采样后必须立即终止酶的活性。常采用的方法有：液氮中快速冷冻、微波照射、匀浆及沉淀、加入酶活性阻断剂(通常加入氟化钠)等。另外，某些生物样品中的药物易被空气氧化，如儿茶酚类中的阿朴吗啡，具有邻苯二酚结构，易被空气氧化产生醌类杂质，若收集的血浆样品不加抗氧剂直接在–l5℃冷藏，仅能稳定4周，但加入抗坏血酸后，则可稳定10周。又如卡托普利，由于采血后该药仍会被血浆中的酶继续氧化，使血药浓度大大降低，因而必须低温下立即分离出血浆并加入抗氧剂及稳定剂，以防止体外继续代谢。对于见光易分解的药物(如硝苯地平)，在采集生物样品时还需注意避光。
第二节生物样品的预处理
血浆(plasma)和血清(serum)是体内药物分析经常采用的样本，其中尤以血浆最为常用。因为药物在体内达到平衡状态时，血浆中药物浓度一般与药物在作用部位的浓度密切相关，可以反映药物在靶器官的状况。
进行HPLC分析时，生物样品一般都需要进行纯化处理。对纯化程度的要求，取决于使用的分析方法及样品所含杂质情况。仅有少数情况下可取样品直接进样，对于大多数样品而言，进行预处理是必要的。由于血药浓度一般很低(一般为μg/ml或ng/m1水平)，样品的基质、内源性物质及代谢产物相当复杂，若直接进行测定，内源性物质可能产生干扰，药物浓度太低会达不到仪器灵敏度要求。因此，生物样品中的药物一般须经过分离、纯化和浓集后再供测定。生物样品的前处理是色谱分析中必不可少的操作步骤，其目的可归纳为：(1)改善分析结果的准确度与精密度；(2)延长色谱柱的寿命(如除去固体杂质)；(3)改善组分的可测定性(如被测组分的富集)；(4)改善选择性(例如排除基质干扰)；(5)改变样品中组分的色谱行为。不管为了什么目的，在设计或执行某一个前处理步骤时都应考虑到下列问题：(1)被测组分的理化性质；(2)样品的化学组成；（3）药物的蛋白结合率；（4）基质干扰的类型；(5)样品组分处理过程中的稳定性；(6)注意样品在收集、储存和前处理过程中容器的污染；(7)适合色谱系统的样品最终使用的溶剂；(8)前处理过程尽量简单，有尽可能高的精密度和准确度；(9)前处理的最后一步应使被测组分富集等。为了对色谱分析中常用的前处理方法有比较全面的了解，下面就有关问题作进一步说明。
一、样品均匀化
对于血浆样品，应在测定前混合均匀，以免造成测定误差。可置涡流混合器上混匀，血浆样品往复振摇亦可达到均匀化的目的。
对粪便、肌肉和组织等固体样品都存在均匀化这一问题。对含有不溶性组分的样品(例如组织和粪便)，须将样品进行匀浆处理，以保证样品的均匀性。同时还应注意取样的代表性问题。
二、去蛋白处理
生物样品如血浆、血清等含有大量的蛋白质，它们能结合药物，因此对于某些药物的测定，必须先将与蛋白结合的药物游离之后再作进一步处理。测定血液、尿液和脑脊髓液
等体液中的药物时，因这些体液中含有蛋白质，在测定时会形成泡沫、浑浊或出现沉淀而干扰测定；用反相高效液相色谱法进行分析时，虽然可以直接进样，但体液中的蛋白质(以及脂类、盐类和其它内源性杂质)会沉结在色谱柱上，大大缩短色谱柱的寿命。如用反相HPLC测定血浆中的醋氨酚时，有人在分析柱前安装预柱，直接进样l.5μl血浆样品，进样500次左右，便产生柱堵塞、柱效降低等现象。因此，生物样品去蛋白是必要的。通常去蛋白过程是将蛋白质变性处理后，把与蛋白结合的药物解离出来，离心分离以除去蛋白。
目前已有很多去蛋白方法可供使用，但使用各种方法之前应了解该方法是否会导致生物样品中的药物发生分解或影响药物的提取等。通常除蛋白的方法是在含蛋白样品中加入适当的沉淀剂或变性剂，使蛋白质脱水而沉淀(如有机溶剂、中性盐)，有的是由于蛋白质形成不溶性盐而析出(如一些酸类：三氯醋酸、高氯酸、磷酸、苦味酸)，离心后取上清液用于分析。
甲醇、乙腈、丙酮和乙醇是沉淀蛋白常用的有机溶剂，中性盐有硫酸铵、氯化铵等。无机盐沉淀蛋白是可逆的，即将蛋白稀释后仍具有生理活性，而有机溶剂和酸类沉淀的蛋白是不可逆的，用甲醇沉淀蛋白的优点是上清液清澈，沉淀为絮状易于分离；乙腈与之相反，产生细的蛋白沉淀，但沉淀效率较甲醇高。甲醇与乙腈是反相液相色谱法中常用的蛋白沉淀剂，因为它们与流动相的组成相同。但若还需加有机溶剂提取，则由于加入的有机沉淀剂使水相和有机相部分混溶，会影响样品的提取效率。
大多数药物在适当pH下可用有机溶剂直接萃取出来，同时，药物与血浆蛋白的结合处于可逆平衡状态，因此不必事先除去蛋白即可自体液中提取出药物。如普罗帕酮的血浆蛋白结合率在95%以上，在碱性条件下用有机溶剂即可从血浆中提取。直接用有机溶剂萃取药物，是实际操作中最经常使用的方法。由于该方法提取后有机相可吹干浓缩或用小体积水相反提富集，可提高检测灵敏度。
透析法与超滤法也是除去样品中蛋白的方法。透析法很费时，溶质透过膜的程度与被测物的性质、温度有关，膜需常常更新，很难自动化，因此透析法一般不用于常规分析，而用于药物在生物样品中蛋白结合率的研究。与之相反，超滤法速度快，溶质转移影响因素小，还可用于样品的浓缩、脱盐、不同分子尺寸的分离、药物蛋白结合率的研究，但需使用特殊的装置，仅在个别情况下使用。
三、被测组分的提取
第三章食品检验样品的采集和处理 一、样品的采集与处理 食品检验样品采集的原则： 1、所采样品应具有代表性 每批食品应随机抽取一定数量的样品，再生产过程中，再不同时间内各取少量样品予以混合。固体或半固体的食品应从表层、中层和底层、中间和四周等不同部位取样。 2、采样必须符合无菌操作的要求，防止一切外来污染 一件用具只能用于一个样品，防止交叉污染。 3、再保存和运送过程中应保证样品中微生物的状态不发生变化 采集的非冷冻食品一般在0—5度冷藏，不能冷藏的食品立即检验。一般在36h内进行检验。 4、采样标签应完整、清楚 每件样品的标签须标记清楚，尽可能提供详尽的资料。 在食品的检验中，所采集的样品必须具有代表性，即所取样品能够代表食物的所有部分。如果采集的样品没有代表性，即使一系列检验工作非常精密、准确，其结果也毫无价值，甚至会出现错误的结论。食品因加工的批号、原料情况（来源、种类、地区、季节等）加工方法、保藏条件、运输、销售中的各环节及销售人员的责任心和卫生认识水平等无不影响着食品的卫生质量，因此要根据一小份样品的检验结果去说明一大批食品的质量或一起食物中毒的性质，就必须周密考虑，设计出一种科学的取样和样品制备方法。而采用什么样的取样方案主要取决于检验的目的，目的不同，取样的方案也不同。检验的目的可以是判定一批食品合格与否，也可以是查找食物中毒病原微生物，还可以是鉴定畜禽产品是否有人畜共患的病原体。目前国内外使用的取样方案多种多样，如一批产品按百分比抽样，才若干个样后混合在一起检验；按食品的危害程度不同抽样等。不管采取何种方案，对抽样代表性的要求是一致的。最好对整批产品的单位包装进行编号，实行随机抽样。 （一）样品的种类 样品可分为大样、中样、小样三种。大样指一整批；中样是从样品各部分取的混合样，一般为200g；小样又称为检样，一般以25g为准，用于检验分析。 （二）样品的采集 采样必须在无菌操作下进行。 采样的工具，如探子、铲子、匙、采样器、试管、广口瓶、剪子和开罐器等，必须是无
生物样品分析前处理技术
生物样品的前处理涉及很多方面，但主要应考虑生物样品的种类，被测定药物的性质和测定方法三个方面的问题。1.样品的分离、纯化技术应该依据生物样品的类型。例如，血浆或血清需除蛋白，使药物从蛋白结合物中释出；唾液样品则主要采用离心沉淀除去粘蛋白；尿液样品常采用酸或酶水解使药物从缀合物中释出，当原型药物排泄在尿中时，可简单地用水稀释一定倍数后进行测定。2.根据被测定药物的结构、理化及药理性质、存在形式、浓度范围等，采取相应的前处理方法。例如，药物的酸碱性（pka）、溶解性质涉及到药物的提取手段；是否具有挥发性涉及到能否采用气相色谱法测定；药物的光谱特性及官能团性质涉及到分析仪器的选择、能否制成衍生物及应用特殊检测器的可能性。药物在样品中的浓度相差很大，浓度大的样品，对前处理要求可稍低；浓度越低则样品前处理要求越高。此外，药物在体内常产生许多代谢产物，其中一些代谢物仍具有药理活性，需要与原型药分别测定，因而也要了解药物的药理学性质和药物动力学特性。3.样品于测定前是否需要纯化以及纯化到什么程度均与其后采用的测定方法的不同而不同。即纯化程度与所用测定方法的专属性、分离能力、检测系统对不纯样品污染的耐受程度等密切相关。一般说来，放射免疫测定法由于具有较高的灵敏度和选择性，因此当初步除去主要干扰物质之后即可直接测定微量样品；而对灵敏度和专属性较差的紫外分光光度法，分离要求就要相应高一些；至于常用的高效液相色谱法，为防止蛋白质等杂质沉积在色谱柱上，上柱前需对生物样品进行去蛋白，有时对被测组分进行提取、制备衍生物等前处理。 样品处理步骤与分析方法的选择 (一）去除蛋白质 在测定血样时，首先应去除蛋白质。去除蛋白质可使结合型的药物均出来，以便测定药物的总浓度；去除蛋白质也可预防提取过程中蛋白质发泡，减少乳化的形成，以及可以保护仪器性能（如保护HPLC柱不被沾污），延长使用期限。去除蛋白法有以下几种。 1.加入与水相混溶的有机溶剂加入水溶性的有机溶剂；可使蛋白质的分子内及分子间的氢键发生变化而使蛋白质凝聚，使与蛋白质结合的药物释放出来。常用的水溶性有机溶剂有：乙腈、甲醇、乙醇、丙醇、丙酮、四氢呋喃等。含药物的血浆或血清与水溶性有机溶剂的体积比为1：（1～3）时，就可以将90％以上的蛋白质除去。水溶性有机溶剂的种类不同时，析出的蛋白质形状亦不同；并且所得上清液的pH值也稍有差别，如用乙腈或甲醇时，上清液pH为8.5～9.5，用乙醇或丙酮时，上清液pH为9～10。操作时，将水溶性有机溶剂与血浆或血清按一定比例混合后离心分离，取上清液作为样品。通常分离血浆或血清用的离心机（3000r/min）不能将蛋白质沉淀完全，而采用超速离心机（10000r／min）离心1～2min 便可将析出的蛋白质完全沉淀。离心时应用超速离心机专用的具塞塑料尖底管，可使析出的蛋白质牢固地粘在管底，便于上清液的吸取。 2.加入中性盐加入中性盐，使溶液的离子强度发生变化。中性盐能将与蛋白质水合的水置换出来，从而使蛋白质脱水而沉淀。常用的中性盐有：饱和硫酸铵、硫酸钠、镁盐、磷酸盐及枸橼酸盐等。操作时，如按血清与饱和硫酸铵的比例为1：2，混合，离心（10000r/min）1～2min，即可除去90％以上的蛋白质。所得上清液的pH为7.0～7.7这种利用盐析的方法与有机溶剂提取法并用时，药物的回收率高，因而常常被采用。 3.加入强酸当pH低于蛋白质的等电点时，蛋白质以阳离子形式存在。此时加入强酸，可与蛋白质阳离子形成不溶住盐而沉淀。常用的强酸有：10％三氯醋酸、6％高氯酸、硫酸-钨酸混合液及5％偏磷酸等。含药物血清与强酸的比例为1：0.6混合，离心〈10000r／min）1～2min，就可以除去90％以上的蛋白质。取上清液作为样品。因加入了强酸，上清液呈酸性（pH0～4），在酸性下分解的药物不宜用本法除蛋白。过量的三氯醋酸可经煮沸，分解为氯仿和二氧化碳而被除去；也有用乙醚提取过量三氯醋酸的方法。过量的高氯酸可用碳酸钾、
1.R N A实验样品采集、保存方法 使用范围及样品量 类别：Microarray Service；Sequencing Service; PCR Array& PCR Service 样本量： 样本样本量 哺乳动物培养细胞样品（悬浮细胞）1*107个 哺乳动物培养细胞样品（贴壁细胞）15cm2 植物组织样品100mg-1g，根据植物不同部位的组织决定组 织需要量，尽可能多些，但不必超过1g 动物组织样品 新鲜组织样品 A. 使用RNAlater试剂 取新鲜组织（注：动物死亡后尽快在10min内取材），组织块以PBS或生理盐水清洗干净，所用组织必须切至厚度在一下，然后放入装有5倍体积RNAlater的离心管（或冻存管）中。 4度孵育过夜，此时样品管需要横置以便组织块充分接触到RNAlater，然后转入-20中保存，样品在-20不会冻结，但溶液中可能会有一些晶体出现，这并不影响后续的RNA抽提。 B. 使用Trizol试剂 取新鲜组织（1min以内），组织块以PBS或生理盐水清洗干净，每50-100mg组织加入1ml Trizol溶液匀浆裂解组织样品，最好冰上进行操作。
匀浆的裂解液4度短期保存（1month），-20或者-70度长期保存。 冻存组织 生物体死亡后尽快（10min以内）切取新鲜组织，并以PBS或生理盐水清洗干净切成小块；培养液倒入离心管中，离心沉淀细胞，弃去上清液。 细胞沉淀（1*107个）中加入1ml Trizol裂解液 反复吸打几次后，目视可见细胞层溶液完全 -70保存 贴壁细胞 从培养容器中吸出并弃去培养液 培养瓶直接加入Trizol试剂，Trizol用量与细胞贴壁面积有关，15cm2细胞贴壁面积加入1mlTrizol。 反复吸打几次后，目视可见细胞层溶解完全。 -70度保存。 植物组织样品 准确取得所需新鲜组织后，如有必要可用PBS清洗干净，将所用组织切碎，装入冻存管中或者用锡箔包裹好。 立即投入液氮中保存。 2.血液类样品采集、保存方法 适用范围及样品量 全血/血细胞：Microarray Service；Sequencing Service; PCR Array& PCR Service 血清/血浆：Microarray Service；PCR Array& PCR Service
第二章食品检验样品的采集与处理
（1学时）教学基本信息 教学进度计划
课堂教学计划（1学时）
第二章食品检验样品的采集与处理 食品微生物检验是根据一小部分样品的结构对整批食品作出判断的。 本单元讲述了无菌取样操作，在讨论无菌取样的原因和采集方法之前，必须要理解“无菌的”的这一术语，“无菌”一般用于取样中，意味着取样过程中，避免操作引起污染。一个无菌样品的采集，应该通过这样一种方式，即：在收集过程中，本身应避免污染，然后放入消毒容器中。 无菌样品的采集基本是为了支持、针对工厂的卫生条件状况的检查结果。 第一节食品检验样品采集的原则 一、检验前的准备工作： 1．包装无菌取样的工具： 拥有正确的采取产品或加工过程的无菌取样器械工具是至关重要的的。除非使用合适的采集工具，否则样品的完整性会被怀疑，甚至样品毫无意义。为了避免没有合适的取样工具，建议建立一个无菌取样的分析清单，来收集取样工具。如果可能盛样品的容器在最初进入加工区之前应当被预先标识，象样品号、取样日期、取样人等。这样可以使在不同的工厂条件下的样品取样更为方便一些。附加样品号码一般在样品采集中被正式确定下来，因此不用预先标明。 人员的工具设施，象工作服、发网或消毒处理过的清洁的鞋靴必须具备有助于证明采集者没有污染到食物产品或样品。 2．生产线样品In-Line Samples： 生产线样品一般是指原材料，原料生产用水、包装材料或其他任何使用在生产线的材料。 生产线样品的采集一般用来确定细菌污染源是否来自于原材料或加工序中的某些地方。 3．环境样品： 环境样品用细菌拭子，（注：细菌拭子样品不能给出／测出微生物的定时结果，因为样品非常小，显著微生物会经常丢失），棉拭子的取样部位一般来自于食品接触面，地板喷溅物。墙壁、顶部管道和检验中考察的其他潜在污染源程序，并且记录可能的联系，在环境样品来源和食物产品的污染方面，可以使样品具有意义，并且是提倡这样做的，例如： 地面喷溅水：工人从有地面污水的地方走过后又回到加工区域吗？ 墙壁：墙壁上面和在制品上面有昆害虫吗？ 天花板：冷凝物或喷漆有无掉落到产品上或被发现与产品相接触？ 4．某些准备
生物样品前处理 2010-01-08 12:02:45| 分类：生物样品预处理 生物样品的前处理 .生物样品预处理 生物样品的前处理是体内药物分析的一个重要环节,也是整个分离分析过程中最繁琐的一个步骤。与原料药物和制剂相比,生物样品更为复杂:微量药物分布在大量生物介质中,对分析仪器的灵敏度提出了更高的要求;样品中含有大量内源性物质,不仅能与药物及其代谢物结合,而且常干扰测定。因此,生物样品中的药物必须经过分离、纯化与浓集,必要时还需对待测组分进行化学改性处理,从而为最后测定创造良好的条件。传统的样品前处理方法仍为溶剂萃取法,方法耗时、危害人体、污染环境,萃取使用大量溶剂,分析时需浓缩,会导致有效组分的损失。本文仅对近年相关文献报道的几种药物分析过程中生物样品预处理技术及应用进行综述。 超临界流体萃取( supercritical fluid extraction ,SFE) 是环保型分离浓集技术,具有萃取效率和选择性高、省时、萃取溶剂(如便于挥发、提取物较为“干净”、环境污染少、操作条件易于改变等特点,不仅广泛应用于食品、化妆品、环境、医药及一些天然产物的分析,在生物体内药物分析方面也显示出一定的优势[1]。 超临界流体萃取技术的原理是控制超临界流体在高于临界温度和临界压力的条件下,从目标物中萃取成分,当恢复到常压和常温时,溶解
在超临界流体中的成分立即与气态的超临界流体分开。该技术对于挥发性成分、脂溶性成分、小分子萜类及热敏物质等的提取,较传统方法有很多优越性。 常用萃取剂为。由于超临界流体是非极性溶剂,对于低极性和非极性的化合物表现出优异的溶解性能,而对于大多数无机盐、极性较强的物质几乎不溶。通过添加改性剂,如甲醇、乙醇、丙酮、乙酸乙酯和水等,并通过加压改善其溶解性能,使超临界流体萃取技术对生物碱类、黄酮类、皂甙类等的应用也日趋普遍。 针对生物样品中通常含有不同极性组分或含有大量脂溶性成分干 扰的特点,当前研究工作主要集中在如何提高超临界流体的萃取能力及消除脂类干扰两个方面[2]。 固相萃取技术以选择性吸附与选择性洗脱的液相色谱分离原理,对样品进行分离和纯化。 按照所采用固相萃取剂的种类,可将固相萃取法分为3类:正相、反相和离子交换固相萃取。当前固相萃取剂的开发主要侧重于扩大萃取剂的适用范围,将极性、非极性基团,离子交换基团或高分子树脂混合使用的混合型吸附剂,成为目前研究的热点。 根据分析物的极性、溶解度、pKa等理化性质,选取适合的固相萃取柱。对于非离子性物质而言,优先使用极性相似的固相萃取柱,如弱极性或非极性化合物选用、、等非极性柱,极性较强的则使用CN、柱。强离子型分析物则采用离子交换固相萃取。对于某些弱酸或弱碱性化合物,
土壤样品采集与处理实 验报告 Document number：WTWYT-WYWY-BTGTT-YTTYU-2018GT
实验一土壤样品的采集与处理 土壤样品的采集是土壤分析工作中的一个重要环节，是关系到分析结果和由此得出的结论是否正确的一个先决条件。由于土壤特别是农业土壤的差异很大，采样误差要比分析误差大若干倍，因此必须十分重视采集具有代表性的样品。此外，应根据分析目的和要求采用不同的采样方法和处理方法。 一、土壤样品的采集 （一）采样时间 土壤中有效养分的含量随季节的改变而有很大变化。分析土壤养分供应情况时，一般都在晚秋或早春采样。同一时间内采取的土样，其分析结果才能相互比较。 （二）采样方法 采样方法因分析目的和要求的不同而有所差别： 1．土壤剖面样品研究土壤基本理化性质，必须按土壤发生层次采样。 2．土壤物理性质样品如果是进行土壤物理性质测定，须采原状样品。 3．土壤盐分动态样品研究盐分在剖面中的分布和变动时，不必按发生层次取样，而自地表起每l0cm 或20cm 采集一个样品。 4．耕层土壤混合样品为了评定土壤耕层肥力或研究植物生长期内土壤耕层中养分供求情况，采用这种方法。 （1）采样要求 在采样时，要求土样有代表性，因此需多点取样，充分混合，布点均匀，混合样品的取样数量应根据试验区的面积以及地力是否均匀而定，通常为5~20个点，采样深度只需耕作层土壤0~20cm ，最多采到犁底层的土壤，对作物根系较深的，可适当增加采样深度。 （2）采样方法 根据地形、样点数量和地力均匀程度布置采样点。面积不大，比较方正，可采用对角线取样法；面积较大，形状方正，肥力不匀的地块可采用棋盘式采样方法（方格取样法）；面积较大，形状长条或复杂，肥力不匀的地块多采用 土时应除去地面落叶杂物。采样深度一般取耕作层土壤20cm 左右，最多采到犁底层的土壤，对作物根系较深的土壤，可适当增加采样深度。 对角线取样法 棋盘式取样法蛇形取样法法
离子色谱样品预处理 随着离子色谱日益广泛的应用，许多样品已经无法用传统的方法采用采样、稀释、过滤后直接进样的模式来进行离子色谱的分析。对于大量复杂基体的样品，离子色谱可以采用合适的方法，通过预处理后再用离子色谱法进行分析，这样一方面可以解决样品复杂基体对离子色谱柱的污染，另一方面也可以大大提高复杂基体样品测定结果和准确性，提高分析方法的灵敏度。 有关样品预处理方法，随着国内离子色谱的用户水平的提高，出现了大量相关离子色谱的预处理方法，这些方法有如下几方面的特点： （1）大部分样品前处理方面，采用国产材料进行，预处理的成本很低，更能适合于中国国情，可以在国内广泛推广使用； （2）大部分样品预处理方法采用离线方法，不需要昂贵的在线设备；但相对而言，样品处理的时间比较长，需要的样品量也比较多一些； （3）与国际上出现的一些样品预处理方法相比较，国内出现的样品前处理绝大多数均出自于基层单位，实用性强；但相关的理论方面的探讨比较少。因此，许多国内采用样品前处理方法，一方面可以再进一步从理论角度进行讨论，另一方面也可以通过适当改进配合包括国内和国外的仪器用于在线样品的预处理。 离子色谱样品前处理遵循的原则 (1)样品处理后待测组分的含量应不低于检测器的检出限 ; (2)样品中各组分的分离必须达到色谱定量要求; (3)样品中不能含有机械杂质和微小颗粒物,以免堵塞色谱柱; (4)尽可能避免待测组分离子发生化学变化,防止和减少待测组分损失; (5)待测组分进行化学反应时其化学计量关系必须明确并且反应彻底; (6)避免和减少无关离子和化合物的引入,防止待测组分被污染并增加分离难度。 1.膜处理法 1.1.滤膜或砂芯处理法 滤膜过滤样品是离子色谱分 析最通用的水溶液样品前处 理方法，一般如果样品含颗 粒态的样品时，可以通过 0.45或0.22μm微孔滤膜过滤后直接进样。由于一般的滤膜不能耐高压，因此滤膜过滤只能用于离线样品处理。有时需要在线样品处理，或者将该方法用于仪器管路中，必须采用砂芯滤片。但滤膜过滤方法只能去除颗粒态不溶性物质，对于极小颗粒或有机大分子可溶性化合物和金属水溶性离子，照样能够进入色谱柱干扰样品的测定并沾污色谱柱。 1.2.电渗析处理法 在国内比较的特色的工作是采用电渗析法，与其它的膜处理方法相比，电渗析处理法有一定的选择性，因此不仅可以有效去除颗粒物、有机污染物，而且也可以去除重金属离子的污染物。是处理复杂基体样品最有效的方法之一。 1.3.电解中和法 强酸、强碱中微量离子的测定是离子色谱较难解决的问题,电解中和法的应用使问题迎刃而解。该方法是利用水电解产生的氢离子或氢氧根离子对高浓度
第四章生物样品的采集、储存及预处理 第一节生物样品的采集、储存 体内药物分析的任务和分析对象具有如下特点:被测定的药物和代谢物的浓度极低；样品介质复杂，其中存在各种各样直接或间接影响测定结果的物质，大多需要分离和净化；仅有少量样品可供分析，尤其是在连续测定过程中，很难再度获得完全相同的样品；样品的稳定性需要特别注意等。 一、生物样品的采集 生物介质(biological matrix)包括全血、血浆、血清、尿、粪、唾液和各种组织。其中最常用的生物样品是血液和尿液。 1.血样的采集 供测定的血样应能代表整个血药浓度。若能从动脉或心脏取血最为理想，但只能用于动物，不能用于人。动物采血可根据不同种类及实验需要，采取适当的方法。如大、小鼠可由尾动脉、静脉、心脏、眼眶取血或断头取血等，家兔可由耳缘静脉、颈静脉等多处取血，犬可由前、后肢静脉等处取血。对于受试者通常采用静脉取血(成人从肘正中静脉取血，小儿从颈外静脉取血)。静脉取血一般将注射器针头插入静脉血管抽取。抽取的血液转移至试管或其它容器时应缓缓压出，以防血细胞破裂。 全血在加肝素或柠檬酸、草酸盐等抗凝剂后，离心分取血浆，其体积约为全血的一半。血清则是由血液中纤维蛋白原等影响下，引起血块凝结而析出，离心取用，而血块凝结时往往易造成药物吸附的损失。 全血直接作为样品时，也应加入抗凝剂混匀，防止凝血。对大多数药物来说，血浆浓度与红细胞中的浓度呈正比，所以测定全血不能比测定血浆提供更多的信息。而全血的净化较血浆与血清复杂，尤其是溶血后，血色素等可能会给HPLC测定带来影响。但是，一些药物可与红细胞结合，或药物在血浆和红细胞的分布比率因人而异，在这些情况下，宜采用全血。 血样抽取量受到一定的限制。人体药代动力学研究需要在多个时间点(一般为12~20点)取样，每次由前臂静脉取血3~5m1。随着高灵敏度测定方法的建立，取样量可继续降低，从而更易为受试者接受。实验动物取血量应注意是否超过了动物的生理承受能力。 制备血浆样品时，将采取的血样置含有抗凝剂的试管中，缓缓转动试管使其充分混合、离心，所得上清液即为血浆。常用的抗凝剂有肝素，它是体内正常的生理成分，因而不会改变血样的化学组成或引起药物的变化，一般不会干扰测定。通常lml血液采用20个单位
实验一食品样品的采集与保存 1.实验目的 掌握苹果、青菜、大米、大排等几种食品原料类型的采集和保存方法； 理解采样的注意事项。 2.实验原理 2.1采样原理 采样是指从整批被检食品中抽取一部分有代表性的样品，供分析化验用。采样是食品分析的首项工作和重要环节。同一类的食品成品由于品种、产地、成熟期、加工或保藏条件不同，其成分及其含量有相当大的差异。同一分析对象，不同部位的成分和含量也可能有较大差异。因此必须掌握科学的采样和保存技术。否则，即使以后的样品处理、检测等一系列环节非常精确、准确，其检测的结果亦毫无价值，以致导出错误的结论。 2.2采样原则 1. 代表性 在大多数情况下，待鉴定食品不可能全部进行检测，而只能抽取其中的一部分作为样品，通过对样品的检测来推断该食品总体的营养价值或卫生质量。因此，所采的样品应能够较好地代表待鉴定食品各方面的特性。若所采集的样品缺乏代表性，无论其后的检测过程和环节多么精确，其结果都难以反映总体的情况，常可导致错误的判断和结论。 2. 真实性 采样人员应亲临现场采样，以防止在采样过程中的作假或伪造食品。所有采样用具都应清洁、干燥、无异味、无污染食品的可能。应尽量避免使用对样品可能造成污染或影响检验结果的采样工具和采样容器。 3. 准确性 性质不同的样品必须分开包装，并应视为来自不同的总体；采样方法应符合要求，采样的数量应满足检验及留样的需要；可根据感官性状进行分类或分档采样；采样记录务必清楚地填写在采样单上，并紧附于样品。 4. 及时性 采样应及时，采样后也应及时送检。尤其是检测样品中水分、微生物等易受环境因素影响的指标，或样品中含有挥发性物质或易分解破坏的物质时，应及时赴现场采样并尽可能缩短从采样到送检的时间。 2.3四分法采样
生物等效性实验生物样品处理注意事项(严)
生物等效性实验生物样品处理注意事项一、样品采集后的的处理和贮存 鉴于生物样本的特点，为了避免样品中被测药物发生分解或产生其他化学变化，取样后最好立即进行分析测定，但实际工作中几乎无法做到，常需将收集到的样品冷藏、冰冻，临用前再融化并放至室温后使用。在样本冷冻贮藏前，需及时进行处理。 1.1血液样本处理注意事项 1.1.1. 在肌肉注射或静脉输含有葡萄糖或电解质(含钾、钠、氯离子)的液体时，建议3小时以后采集静脉血样本进行这些项目的检验，以防止上述检验项目因输液引起的假性升高。 1.1.2保定非麻醉状态的动物时应尽量避免用力挤压动物头颈和胸腹，以免引起血液淤滞，局部组织缺氧，造成血液某些成分的改变，特别是测定乳酸，血液含氧量等指标时。 1.1.3血液中红细胞内外成分有很大差异，溶血可造成红细胞内的物质向细胞外转移，如K+、Mg2＋和某些酶类(LD、AST、ALT、ACP)；另外，溶血还可干扰某些化学项目(TBil、DBil、TC等)的测定，严重影响结果的准确性，血样本应防止溶血。引起溶血的原因有：注射器采血时抽吸力太大；血液与抗凝剂比例失调；混匀样本时过度振荡；注射器或采血容器带水或容器污染；全血放置时间长或突然受冷或受热；注射器中的血沫注入采血容器；真空采血时如未
采满至相应刻度，残存负压造成红细胞破裂；不拔针头直接注入采血容器；样本离心时离心力过大等。为避免溶血，取血时应注意： ①、抽拉注射器时应尽量避免注射器内产生大量真空； ②、添加抗凝剂后的容器在除必要干燥流程后应及时密封； ③、混匀样本时避免用力过度，切勿产生泡沫； ④、避免重复使用注射器、针头、采血管、毛细玻璃管等一次性用品，手术刀片和剪刀等器材取材时尽量洗去残留血液； ⑤、采血时的室温应控制在22℃至25℃，采取的血液容器在需要放入冰盒时，切勿紧贴冰袋，冰水； ⑥、当注射器内因吸入空气产生血沫时，注意弃掉血沫，在将血液注入采血容器时勿将血沫一并注入； ⑦、使用真空采血管需抽取负压时切勿过量； ⑧、将血液注入采血容器时要除去针头，轻柔推入； ⑨、离心带有血细胞的血样时，按照规格设定离心参数； 1.1.4. 正确选择采集管。通常情况下多采用血清为样本(不抗凝)，部分检测项目需注意样本属性为血清或血浆，两者不可替代。一些特殊检验项目需要使用抗凝剂时，应注意选择合适的抗凝剂并注意抗凝剂与血液的比例，以防止样本凝血或红细胞形态的改变；抗凝血样本采集后立即轻轻摇匀至少上下颠倒8次，以防凝血发生。 1.1.5. 多项化验采血顺序：血培养瓶(厌氧瓶优先)→蓝帽管→黑帽管→红/黄帽管→绿帽管→紫帽管→灰帽管→其他。
徐州工程学院 论文报告 题目：样品预处理 学生：骆乃薇 指导教师：刘辉 专业：食品质量与安全 班级：12质量2 目录 1.样品预处理的目的 1 2.样品预处理的原则 1 3.样品预处理的方法 1 3.1有机物破坏法 2 3.2蒸馏法 3 3.3溶剂抽提法 5 3.4色层分离法 7 3.5化学分离法 7 3.6浓缩---------------------------------------------------------------------------9 一目的： 1、测定前排除干扰组分； 2 、对样品进行浓缩。 二原则： ①消除干扰因素； ②完整保留被测组分； ③使被测组分浓缩； 以便获得可靠的分析结果 三方法： 主要有6种。 （一）有机物破坏法 测定食品中无机成分的含量，需要在测定前破坏有机结合体，如蛋白质等。操作方法分为干法和湿法两大类。 1.干法灰化 原理：将样品至于电炉上加热，使其中的有机物脱水、炭化、分解、氧化，在置高温炉中灼烧灰化，直至残灰为白色或灰色为止，所得残渣即为无机成分。
2.湿法消化 原理：样品中加入强氧化剂，并加热消煮，使样品中的有机物质完全分解、氧化，呈气态逸出，待测组分转化为无机物状态存在于消化液中。 常用的强氧化剂有浓硝酸、浓硫酸、高氯酸、高锰酸钾、过氧化氢等。 湿法消化的优缺点 优点：（1）有机物分解速度快，所需时间短。 （2）由于加热温度低，可减少金属挥发逸散的损失。 缺点：（1）产生有害气体。 （2）初期易产生大量泡沫外溢。 （3）试剂用量大，空白值偏高。 3. 紫外光分解法 高压汞灯提供紫外光。85±5 ℃，加双氧水。 4. 微波高压消煮器。 食品样品最多只要10分钟（2.5 MPa); 其它方法： 1. 高压密封消化法——120～150℃，数小 时，要求密封条件高。 2.自动回流消化仪。 （二）蒸馏法 利用液体混合物中各种组分挥发度的不同而将其分离。 常压蒸馏 蒸减压蒸馏 馏水蒸气蒸馏 方 法 1.常压蒸馏 适用对象：常压下受热不分解或沸点不太高的物质。 蒸馏釜：平底、圆底 冷凝管：直管、球型、蛇型 注意：1. 爆沸现象。（沸石、玻璃珠、 毛细管、素瓷片） 2. 温度计插放位置。 3. 磨口装置涂油脂
样品采集和保存 一样品采集和保存 ①氨氮:水样采集在聚乙烯瓶或玻璃瓶内，要尽快分析。如需保存，每升样品中应加1ml 浓硫酸，并在4下贮存，用酸保存的样品，测定时用氢氧化钠将PH值调至7左右。 ②溶解氧：样品应采集在细口瓶中，测定就在瓶内进行。试样充满全部细口瓶。不得有气 泡。 ③化学需氧量：水样采集于玻璃瓶中，应尽快分析。如不能立即分析时，应加入硫酸至PH ＜2，置4℃保存，时间不能多余5天。采集水样的体积不得少于100ml。 ④悬浮物：所用聚乙烯瓶或硬质玻璃瓶要用洗涤剂洗净。在采样之前，再用即将采集的水 样清洗三次。然后采集水样500—1000ml，盖严瓶塞。 ⑤总磷：采集500ml水样后加入1ml硫酸调节样品的PH值，使之低于或等于1，或不加 任何试剂于冷处保存。 ⑥PH值：最好现场测定。否则应在采样后把样品保持在0—4℃，并在采样后6小时内进 行测定。 ⑦水温：最好现场测定。否则，应在采样后把样品保持在0~4，并在采样后6h之内进行测 定 ⑧氯化物：采集代表性水样，放在干净且化学性质稳定的玻璃瓶或聚乙烯瓶内。保存时不 必加入特别的防腐剂 ⑨色度：所用于样品接触的玻璃器皿都要用盐酸或表面活性剂溶液加以清洗，最后用蒸馏 水或去离子水洗净、沥干。样品采集在容积至少为1L的玻璃瓶内，在采样后尽快进行测定。 ⑩总氮：将采集好的样品储存在聚乙烯瓶或硬质玻璃瓶中，用浓硫酸调节PH值至1～2，常温下可保存7天。储存在聚乙烯瓶中，-20℃冷冻，可保存一个月。 ⑾五日生化需氧量：采集的样品应充满并密封于棕色玻璃瓶中，样品量不小于1000ml，在0～4℃的暗处运输和保存，并与24小时内尽快分析。24小时不能分析可冷冻保存。 ⑿粪大肠菌群：采样瓶使用500ml已灭菌的磨口玻璃塞广口瓶，采集水样时应避免瓶盖及瓶子颈部受杂菌污染。灭菌后的采样瓶2周内未使用需重新灭菌 采集好的水样需放置约4℃冷藏设备内保存运输，一般要求在采集4小时内测定。
实用帖血液样本的采集与保存 在脊椎动物中，外周血一直被认为是侵害性较小、富有价值的检测样本。在许多生物样 本库中，由于血液样本的常规收集、处理及保存方法简便、成本低且富含可利用成分和生物分子，因此是进行多种项目分析的理想实验材料。然鹅，科研僧们历经千辛万苦最后发现获 得的血液样本RNA降解了。。。。额，这就很惆怅了。 所以呢，在样本采集、处理及储存过程中必须格外注意，从根本上确保获得高质量的 RNA 今天小编和大家一起来聊一聊在进行RNA实验时血液样本如何进行收集与保存。 血液的组成 首先来熟悉一下血液的组成。 人类的血液由血浆和血细胞组成。其中血浆约占血液的55%是水，糖，脂肪，蛋白质, 钾盐和钙盐等的混合物。血细胞约占血液的45%主要分为红细胞、白细胞和血小板。而哺 乳动物成熟的红细胞和血小板是无核的。
11^ 血浆和血清 血浆是离开血管的全血经抗凝处理后，通过离心沉淀，所获得的不含细胞成分的液体, 其中含有纤维蛋白原，不含游离的 Ca 2+ ，若向血浆中加入 ，血浆会发生再凝固。 血清是离体的血液凝固之后， 经血凝块聚缩释出的液体， 其中已无纤维蛋白原, 游离的Ca 2+ ，血清中少了很多的凝血因子但多了很多的凝血产物。 不加卿赛 mm BW. 血囲 其他有形咸分 但含有 血浆 有形成分
采血管的选择 采血管，大家都不陌生，去医院抽个血，一定会用到采血管，那么问题来鸟，这么多颜 色的采血管，有什么区别呢？下面小编来给大家介绍一下采血管的分类及不同颜色试管帽代 表的含义。 1. 蓝色头盖管（含有柠檬酸钠抗凝剂的采血管） 2. 黑色头盖管（含有0.109mol/L 柠檬酸钠） 3. 紫色头盖管（含有乙二胺四乙酸以及其盐的采血管 ） 4. 绿色头盖管（肝素抗凝管） 5. 灰色头盖管（含有草酸钾/氟化钠） 6. 橘红色头盖管（促凝管） 7. 金黄色头盖管（含有惰性分离胶及促凝剂的采血管） 8.红色头盖管（无添加剂的干燥真空管） f l m ■ M M ■ ■ 机 ■ 忡-M M
基因芯片样品的采集、保存和运输 基因芯片实验、microRNA芯片实验、 PCR芯片实验和实时定量PCR实验的样品准备 一、动物组织样品保存与运输（每张芯片需50-100mg组织） 1、新鲜组织样品的保存与运输 A、使用RNA later试剂 →取新鲜组织（注：生物体死亡后尽快在10分钟内取材），组织块以PBS或生理盐水清洗干净，所用组织必须切至厚度在 0.5 cm以下（长宽不限），然后放入装有5倍体积RNA later的离心管（或冻存管）中。 →4℃孵育过夜，此时样品管需要横置以便组织块充分接触到RNA later，然后转入- 20℃中保存。样品在- 20℃不会冻结，但是溶液中可能有一些晶体出现，这并不影响后续的RNA抽提。冻存样品也可以反复冻溶，其RNA含量和完整性不受影响。 →RNAlater处理的标本可用常规冰袋4℃低温运输（无需使用干冰- 70℃运输）。 B、使用Trizol试剂 Trizol试剂可抑制RNA酶活性，破坏细胞膜结构以裂解细胞释放出RNA。 →取新鲜组织（注：生物体死亡后1分钟内取材料并保存好），组织块以PBS或生理盐水清洗干净，每50~100 mg组织加1 ml Trizol溶液匀浆裂解组织样品，操作最好在冰上进行。 →匀浆的裂解液4℃短期保存（1个月），-20度或- 70℃长期保存。干冰运输，短期（5天以内）冷藏（4℃）运输亦可。 2、冻存组织的保存与运输 生物体死亡后尽快（最好在10分钟内）切取新鲜组织，以PBS或生理盐水清洗干净切为小块，立刻放入液氮中冷冻2-3小时后可转入-70℃冰箱保存或着一直保存在液氮中。冻存组织可放入干冰中直接运输，或者以Trizol 4℃下匀浆：冻存的组织块以液氮研磨后加Trizol或直接加Trizol以电动匀浆器匀浆，匀浆的裂解液干冰运输或短期（5天以内）冷藏（4℃）运输。 二、哺乳动物培养细胞样品采集、保存与运输——使用Trizol试剂（不建议使用RNAlater） 1、悬浮细胞 →悬浮细胞培养液倒入离心管中，离心沉淀细胞，弃去上清液。 →细胞沉淀（1×107个细胞）中加入1 ml的Trizol裂解液。 →反复吸打几次后，目视可见细胞层溶解完全。- 70℃保存或干冰运输。注：Trizol处理的标本冷藏（4℃）运输，短期（5天以内）亦可。 2、贴壁细胞 →从培养容器中吸出并弃去培养液。 →培养瓶中直接加入Trizol试剂，Trizol用量与细胞贴壁面积有关，约15 cm2细胞贴壁面积加入1 ml Trizol。 →反复吸打几次后，目视可见细胞层溶解完全。- 70℃保存或干冰运输。注：Trizol处理的标本冷藏（4℃）运输，短期（5天以内）亦可。 注： 1、上海市内细胞样品也可以直接常温运送，运送时在培养瓶中装满培养液并以封口膜封口，然而某些实验条件中包含时间限制，建议以Trizol处理。 2、所使用的1.5 ml冻存管或离心管、枪头等必须高温灭菌，装好样品后管口需要以封口膜封好。 3、如需干冰，快递运输所用干冰量至少为8公斤，且运输用泡沫箱需用封箱带密封。
实验一土壤样品的采集与预处理 一、目的和要求 土壤样品(简称土样)的采集与处理，是土壤分析工作的一个重要环节，直接关系到分析结果的正确与否。因此必须按正确的方法采集和处理土样，以便获得符合实际的分析结果。 二、内容与原理 学习土壤农化样品的采样布点方法及分样方法。在大田中，采用蛇形取样法采集1kg 有代表性的土壤样品，采用四分法分样。土样标签书写内容，样品风干要求。 三、主要用具 小土铲、布袋或塑料袋、标签 四、操作方法与实验步骤 (一)土样的采集 分析某一土壤或土层，只能抽取其中有代表性的少部份土壤，这就是土样。采样的基本要求是使土样具有代表性，即能代表所研究的土壤总体。根据不同的研究目的，可有不同的采样方法。 1.土壤剖面样品 土壤剖面样品是为研究土壤的基本理化性质和发生分类。应按土壤类型，选择有代表性的地点挖掘剖面，根据土壤发生层次由下而上的采集土样，一般在各层的典型部位采集厚约l0厘米的土壤，但耕作层必须要全层柱状连续采样，每层采一公斤；放入干净的布袋或塑料袋内，袋内外均应附有标签，标签上注明采样地点、剖面号码、土层和深度。 2.耕作土壤混合样品 为了解土壤肥力情况，一般采用混合土样，即在一采样地块上多点采土，混合均匀后取出一部份，以减少土壤差异，提高土样的代表性。 (1)采样点的选择选择有代表性的采样点，应考虑地形基本一致，近期施肥耕作措施、植物生长表现基本相同。采样点5—20个，其分布应尽量照顾到土壤的全面情况，不可太集中，应避开路边、地角和堆积过肥料的地方。 (2)采样方法：在确定的采样点上，先用小土铲去掉表层3毫米左右的土壤，然后倾斜向下切取一片片的土壤(见图1)。将各采样点土样集中一起混合均匀，按需要量装入袋中带回。 3.土壤物理分析样品 测定土壤的某些物理性质。如土壤容重和孔隙度等的测定，须采原状土样，对于研究土壤结构性样品，采样时须注意湿度，最好在不粘铲的情况下采取。此外，在取样过程中，须
第四节 生物样品分析的前处理技术 一般要在测定之前进行样品的前处理，即进行分离、纯化、浓集，必要时还需对待测组分进行化学衍生化，从而为测定创造良好的条件。 生物样品进行前处理的目的在于： 1．药物进入体内后，经吸收、分布、代谢，然后排出体外。在体液、组织和排泄物中除了游离型（原型）药物之外，还有药物的代谢物、药物与蛋白质形成的结合物、以及药物或其代谢物与内源性物质，如葡萄糖醛酸、硫酸形成的葡萄糖醛酸甙（glucuronides）、硫酸酯（sulphates）缀合物等多种形式存在，需要分离后测定药物及代谢物； 2．生物样品的介质组成比较复杂。如在血清中既含有高分子的蛋白质和低分子的糖、脂肪、尿素等有机化合物，也含有Na ＋、K＋、X-等无机化合物］。其中影响最大的是蛋白质，若用HPLC法测定药物浓度时，蛋白质会沉积在色谱柱上发生堵塞，严重影响分离效果。因此，为了保护仪器，提高测定的灵敏度，必须进行除蛋白等前处理。 一、常用样品的种类、采集和贮藏 生物样品包括各种体液和组织，但实际上最常用的是比较容易得到的血液（血浆、血清、金血）、尿液、唾液。在一些特定的情况下选用乳汁、脊髓液、精液等。 （一）血样 血浆（plasma）和血清（serum）是最常用的生物样品。 血浆中的药物浓度反映了药物在体内（靶器官）的状况，因而血浆浓度可作为作用部位药物浓度的可靠指标。 供测定的血样应能代表整个血药浓度，因而应待药物在血液中分布均匀后取样。 由采集的血液制取血浆或血清。 血浆的制备 将采取的血液置含有抗凝剂（如：肝萦、草酸盐、拘橡酸盐、EDTA、氟化钠等）的试管中，混合后，以2500～3000rpm离心5min使与血细胞分离，分取上清液即为血浆。 血清的制备 将采取的血样在室温下至少放置30min到1h，待凝结出血饼后，用细竹捧或玻璃棒轻轻地剥去血饼，然后以2000～3000rpm离心分离5～10min，分取上清液．即为血清。 血浆比血清分离快，而且制取的量多，其量约为全血的一半。 血浆及血清中的药物浓度测定值通常是相同的。基于上述原因，现在国外多采用“专用血清”来测定药物的浓度。 血样的采血时间间隔应随测定目的的不同而异。 如进行治疗药物浓度监测（therapeutic drug monitoring，TDM）时，则应在血中药物浓度达到稳态后才有意义。但每种药物的半衰期不同，因此达到稳态的时间也不间，取样时间也随之不同。 采取血样后，应及时分离血浆或血清，并最好立即进行分析。如不能立即测定时，应妥善储存。血浆或血清样品不经蒸发、浓缩，必须置硬质玻璃试管中完全密塞后保存。 要注意采血后及时分离出血浆或血清再进行储存。若不预先分离，血凝后冰冻保存，则因冰冻有时引起细胞溶解从而妨碍血浆或血清的分离或因溶血影响药物浓度变化。 （二）唾液 唾液由腮腺、颌下腺、舌下腺和口腔粘膜内许多散在的小腺体分泌液混合组成的，平时所说的唾液就是指此混合液。 唾液的相对密度为1.003～1.008；pH值在6.2～7.6之间变动，分泌量增加时趋向碱性而接近血液的pH值；通常得到的唾液含有粘蛋白，其粘度是水的1.9倍。 唾液的采集应尽可能在剌激少的安静状态下进行。一般在漱口后15min收集。 也可以采用物理的（如嚼石蜡块、橡胶、海绵）或化学的（如酒石酸）等方法剌激，使在短时间内得到大量的唾液。 唾液中含有粘蛋白，唾液的粘度由粘蛋白的含量多少而定。 用唾液作为样品测定药物浓度有几个优点： 1．与采取血样不同，患者自己可以不受时间和地点的限制，很容易地反复采集； 2．采集时无痛苦无危险； 3．有些唾液中药物浓度可以反映血浆中游离型药物浓度 （三）尿液
生物样品的采集、储存和预处理的SOP 1. 生物样品的采集：服药前取空白血样，服药后取样点应包括吸收相，分布相，消除相；药浓度峰值前至少有4个点，峰后取6个点或6个以上点，峰时间附近应有足够的取样点。总取样点不少于11个，取样应持续到3 ～ 5个半衰的1/10 ～1/20。具体可依据文献报道及预试验结果确定具体采血时 期，或C max 间点。于服药前（0 h）和各时间点，取前臂静脉血5mL，处理后，离心10 min ( 3000r.p.m)，分离血浆或血清样品置试管中。 2. 生物样品的储存:血浆、血清样品，尽快分离（24h内），冷冻保存；短期内分析，可置4℃冰箱内冷藏。长期分析，于－ 20℃冰箱内冷冻保存。 3. 生物样品的预处理:依据药物的理化性质，其酸碱性（pKa）、分子的亲脂性、挥发性、稳定性及可能的生物转化途径，制定相应的预处理方法。 a. 沉淀蛋白法 生成不溶性沉淀: 酸性试剂（三氯醋酸、高氯酸、钨酸、焦磷酸） 重金属盐类（锌盐、铜盐、银盐、汞盐） 盐析、脱水: 硫酸铵、硫酸钠、氯化钠等中性盐。 甲醇、乙腈、丙酮等可与水混溶的有机试剂。
各种沉淀试剂使用情况表 b. 液-液萃取法 水相pH：碱性药物最佳pH应高于其p Ka 2 ～ 3个单位 酸性药物最佳pH应低于其p Ka 2 ～ 3个单位 常用的有机溶剂：正己烷、异辛烷、环己烷、四氯化碳、甲苯、乙醚、苯、1，2-二氯乙烷、氯仿、二氯甲烷、乙酸乙酯（极性由依次小至大）。有机溶剂与水相容积比一般为 1：1或2：1。 选择提取溶剂的原则：对被测物有较大的亲和力；与水不互溶，极性较小；沸点适宜；不影响紫外检测；价廉、无毒、不易燃烧；化学性质稳定。
生物等效性实验生物样品处理注意事项 一、样品采集后的的处理和贮存 鉴于生物样本的特点，为了避免样品中被测药物发生分解或产生其他化学变化，取样后最好立即进行分析测定，但实际工作中几乎无法做到，常需将收集到的样品冷藏、冰冻，临用前再融化并放至室温后使用。在样本冷冻贮藏前，需及时进行处理。 1.1血液样本处理注意事项 1.1.1. 在肌肉注射或静脉输含有葡萄糖或电解质(含钾、钠、氯离子)的液体时，建议3小时以后采集静脉血样本进行这些项目的检验，以防止上述检验项目因输液引起的假性升高。 1.1.2非麻醉状态的动物时应尽量避免用力挤压动物头颈和胸腹，以免引起血液淤滞，局部组织缺氧，造成血液某些成分的改变，特别是测定乳酸，血液含氧量等指标时。 1.1.3血液中红细胞外成分有很大差异，溶血可造成红细胞的物质向细胞外转移，如K+、Mg2＋和某些酶类(LD、AST、ALT、ACP)；另外，溶血还可干扰某些化学项目(TBil、DBil、TC 等)的测定，严重影响结果的准确性，血样本应防止溶血。引起溶血的原因有：注射器采血时抽吸力太大；血液与抗凝剂比例失调；混匀样本时过度振荡；注射器或采血容器带水或容器污染；全血放置时间长或突然受冷或受热；注射器中的血沫注入采血容器；真空采血时如未采满至相应刻度，残存负压造成红细胞破裂；不拔针头直接注入采血容器；样本离心时离心力过大等。为避免溶血，取血时应注意： ①、抽拉注射器时应尽量避免注射器产生大量真空； ②、添加抗凝剂后的容器在除必要干燥流程后应及时密封； ③、混匀样本时避免用力过度，切勿产生泡沫； ④、避免重复使用注射器、针头、采血管、毛细玻璃管等一次性用品，手术刀片和剪刀等器材取材时尽量洗去残留血液； ⑤、采血时的室温应控制在22℃至25℃，采取的血液容器在需要放入冰盒时，切勿紧贴冰袋，冰水； ⑥、当注射器因吸入空气产生血沫时，注意弃掉血沫，在将血液注入采血容器时勿将血沫一并注入； ⑦、使用真空采血管需抽取负压时切勿过量； ⑧、将血液注入采血容器时要除去针头，轻柔推入； ⑨、离心带有血细胞的血样时，按照规格设定离心参数； 1.1.4. 正确选择采集管。通常情况下多采用血清为样本(不抗凝)，部分检测项目需注意样本属性为血清或血浆，两者不可替代。一些特殊检验项目需要使用抗凝剂时，应注意选择合适的抗凝剂并注意抗凝剂与血液的比例，以防止样本凝血或红细胞形态的改变；抗凝血样本采集后立即轻轻摇匀至少上下颠倒8次，以防凝血发生。 1.1.5. 多项化验采血顺序：血培养瓶(厌氧瓶优先)→蓝帽管→黑帽管→红/黄帽管→绿帽管→紫帽管→灰帽管→其他。