实验动物学实验报告
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实验一：小鼠实验
一、实验目的
1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法；
2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法；
3、掌握小鼠的标记方法；
4、掌握小鼠的基本采血技术；
5、掌握小鼠的常用给药方法；
6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；
二、实验材料
1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠；
2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛；
三、实验内容及方法
1、小鼠的抓取和固定
抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。
2、小鼠的雌雄鉴别
雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。
3、小鼠的标记方法
1）耳孔法
用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。
2）剪趾法
适用于出生一周以内新生仔鼠；
3）染色法
用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。
4、小鼠的基本采血
1）剪尾采血
当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。
2）眼眶后静脉丛取血
当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠2～3mm。当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后，拨出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血0.2～0.3ml。
3）心脏取血
动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。在
左侧第3～4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手取连有4～5号针头的注射器，选择心搏最强处穿刺，当针刺入心脏时，血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器。此法要求实验者掌握以下要点：要迅速而直接插入心脏，否则，心脏将从针尖处滑脱；如第一次没刺准，将针头抽出重刺，不要在心脏周围乱探，以免损伤心、肺；要缓慢而稳定的抽吸，否则，太多的真空反而使心脏塌陷。若不需保留动物生命时，也可麻醉后切开动物胸部，将注射器直接刺人心脏抽吸血液。
5、小鼠的常用给药方法
1）经口给药：小鼠灌胃
左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持灌胃针，将灌胃针插入动物口中，沿咽后壁徐徐插入食道。动物应固定成垂直体位，针插入时应无阻力。若感到阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以兔损伤或穿破食道以及误入气管。一般当灌胃针插入小鼠3~4cm，常用的灌胃量小鼠为0.2~1ml；2）皮下注射给药
皮下注射给药部位以颈部三角区最佳。操作时，常规消毒注射部位皮肤，然后将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻，以防止药物外漏。
3）肌肉注射给药
小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，采用肌肉注射。操作时1人保定小鼠，另一人用左手抓住小鼠的1条后肢，右手拿注射器。将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4,注入药液.用药量不超过0.1ml/10g体重。
4）腹腔注射给药
左左手提起并固定小鼠，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部，右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两恻进行穿刺，针头刺入皮肤后进针3nm左右，接着使注射针头与皮肤呈45°角刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。
5）尾静脉注射给药
鼠尾静脉有两根，左右两侧各一根。操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中，使尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾下四分之一处（约距尾尖2-3厘米）处进针，此处皮薄易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。动进入注射器。
6、小鼠的解剖
将小鼠放在解剖盘上，用大头针将四肢固定在解剖盘上。用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒。用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开，然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开，仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官。
内部脏器观察
1）肺：分左右两叶，右肺分为四叶，左肺为一整叶。
2）心脏：呈圆锥状，位于近胸骨端，心尖位于第四肋间。
3）肝：附于隔上，呈暗褐色，分5叶。
4）胃：分贲门、幽门、胃底及胃体。
5）肠：分小肠和大肠。小肠包括回肠、空肠和十二指肠。
6）脾：脾斜卧在胃的左侧，呈暗红色，长条扁平状。
7）胰：在十二指肠附近，呈粉红色。
8）肾：右肾比左肾位置稍高，肾脏前方有肾上腺，每肾内侧各有一根输尿管，开口于膀胱背侧。
9）卵巢和子宫：卵巢形似绿豆状，粉红色，左右各一，位于肾脏下方。小鼠为双角子宫，为Y字形。
10）睾丸：小鼠睾丸有一对，幼年时睾丸位于腹腔内，性成熟后则下降至阴囊内。
实验二：大鼠实验
一、实验目的
1、掌握大鼠抓取、固定的基本方法；
2、掌握大鼠的雌雄鉴别方法；
3、掌握大鼠的标记方法；
4、掌握大鼠的基本采血技术（尾静脉采血、心脏釆血、腹主动脉采血）；
5、掌握大鼠的常用给药方法（灌胃、腹腔注射、尾静脉注射、皮下注射、皮内注射、麻醉）；
6、掌握大鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置；
二、实验材料
1、实验动物：每组SD大鼠2只（1雌1雄）；
2、实验器械及试剂：鼠笼、大鼠固定器、大鼠固定板、1ml注射器、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、灌胃针、10%水合氯醛、生理盐水；
三、实验内容及步骤
1.抓取和固定
右手从鼠笼将大鼠尾巴上段抓住并提起，放在鼠笼上部。轻轻向后拉鼠尾，大鼠向前挣脱时，用左手拇指和食指抓住两耳后和劲部大部分皮肤。其余手指及掌心夹住背部和尾部，将大鼠尾巴钩绕于小指上，将尾巴固定。注意不要用力过大使大鼠窒息死亡。
2.性别鉴定
成年雄鼠的睾丸沉降至阴囊中，故其阴囊明显，成年雌鼠可见阴道开口和乳头，幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，雄性：距离长，毛发密（和其他部位一样），雌性：距离短，毛发稀疏。
3.给药
1）灌胃: 将注射器装入药物溶液，装上灌胃针。抓取固定大鼠后，使大鼠
头部朝上，从大鼠口角一侧进针，沿咽后壁缓缓插入食道。若感到巨大阻力或动物挣扎时，应立即停止进针或将针拔出，以免损伤或穿破食道以及误入气管。一般当灌胃针插入大鼠4~5cm，常用的灌胃量大鼠为0.5~1ml；（若药物灌入肺中，大鼠死亡）。
2）腹腔注射：左手固定大鼠后，右手持针，45度沿腹白线两侧进针，刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感。针头刺入皮肤后进针3nm左右，将注射针头朝上，减少与皮肤间的倾斜角度，继续进针。固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射药液。
3）尾静脉注射：鼠尾静脉有两根，左右两侧各一根。操作时先将动物固定在鼠筒内，使其尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾上三分之一处进针，此处皮薄易于刺入，回抽出血液后，表示针头已进入静脉，可缓慢将药物注入小鼠尾静脉中。注射完毕后用干棉球压迫尾部向注射以止血。如需反复注射，应尽可能从末端开始，以后向尾根部方向移动注射。（切勿从后3/1处注射，此处大鼠易发生断尾现象）。
4）皮下注射：将大鼠以俯卧位固定，将腹部皮肤去毛后，左手拇指和食指捏住腹部皮肤，右手持针沿纵轴方向刺入皮下，进针时感觉有阻力，继续刺入后突然阻力消失，判断针头可活动后注射入药液。注射成功后可见一个小丘状隆起，经过段时间后注射入的药物可被吸收。
5）皮内注射：小鼠以俯卧位固定，将腹部皮肤去毛后，左手拇指和食指捏住腹部皮肤，右手持针沿皮肤平行方向刺入捏住的皮肤，注射药液。若感觉注射时有阻力，注射部位局部形成光亮泛白的皮丘即为注射成功。为避免药液流出，停留片刻后将针头拔出，用干棉球按压针孔。
4.麻醉：
抓取固定大鼠后，通过腹腔注射的方式（按10%水合氯醛2ml/kg的用量）将适量的麻醉剂注射如大鼠体内，等待几分钟后观察大鼠反应。若大鼠行动迟缓或几乎不动为麻醉成功。若注射过量麻醉剂会造成大鼠死亡。
5.釆血
1）尾静脉采血
先将大鼠固定在鼠筒内，使其尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器，使针头与静脉平行（小于30℃），从尾上三分之一处进针，此处皮薄易于刺入，回抽出血液后继续采集血液，每次0.1ml。
2）心脏釆血：将麻醉后的小鼠以仰卧位放置，用指腹触摸观察确定小鼠心脏的位置（为搏动为剧烈处）。右手持注射器，左手在左侧固定心脏，针头紧贴剑突下以30度角向前刺入2.5cm左右，边进针边回抽针管，可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内。此时固定针管及心脏的位置，继续采血。采血完成后拔出针头，用干棉球按压住针头的位置。（每次采血量可达2~3ml）。
3）腹主动脉采血：将大鼠麻醉固定后，用手术剪沿腹正中线剪开腹腔，将腹主动脉充分暴露后（腹主动脉与腹主静脉伴行，紧贴脊柱），右手持注射器，针尖斜面朝下，入针角度约25~30度，朝向心端方向刺入，深度以5mm左右为宜，抽吸血液，若观察到针管中血液为鲜红色即为进针成功，继续采血。一般体重200~300g大鼠可采集血液8~10ml，采样过程迅速。
6.大鼠解剖；
将大鼠麻醉后放至在解大鼠固定板上，仰位放置，充分暴露颈部、胸部和腹部。用酒精棉球将小鼠腹部的皮肤消毒。用手术剪沿腹中线将小鼠的腹部和胸部的皮肤剪开，然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开，仔细观察小鼠腹腔和胸腔的各内脏器官。
内部脏器观察：
1）肺：分左右两叶，右肺分为四叶，左肺为一整叶。
2）心脏：呈圆锥状，位于近胸骨端，心尖位于第六肋间。（乳白色胸腺附于主动脉弓前部）。
3）肝：紧邻隔下，呈暗褐色，分7叶，无胆囊。
4）胃：分贲门、幽门、胃底及胃体。
5）肠：分小肠和大肠。小肠包括回肠、空肠和十二指肠。
6）脾：脾斜卧在胃的左侧，呈深红色，长条扁平状。
7）胰：在十二指肠附近，不规则状且呈粉红色，与脂肪相似但颜色不同。
8）肾：为黄豆大小，右肾比左肾位置稍高，肾脏前方有肾上腺（米粒大小），每肾内侧各有一根输尿管，开口于膀胱背侧。
9）卵巢和子宫：在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起的腺体为卵巢，两侧卵巢下方各连有一条输卵管，输卵管连接于下方子宫，两侧子宫结合形成“V”字形，经阴道开口于体外。
10）睾丸：小鼠睾丸有一对，幼年时睾丸位于腹腔内，性成熟后则下降至阴囊内。
11）颌下腺：打开颈部皮肤后在口腔底部可见两对椭圆形暗红色腺体为颌下腺。
实验三：豚鼠、家兔的基本实验操作
一、实验目的
通过实际操作，掌握豚鼠和家兔的一般操作方法，包括豚鼠的抓取和固定、性别鉴定、灌胃、腹腔注射、心脏釆血、豚鼠解剖；家兔的抓取和固定、性别鉴定、耳缘静脉采血、耳缘静脉注射、耳缘静脉空气栓塞法注射、家兔解剖，了解豚鼠和家兔的各脏器解剖学位置。
二、实验材料
1、实验动物：豚鼠1只（雌性）、家兔1只（雄性）
2、实验器械及试剂：鼠笼、鼠板、家兔固定器、兔板、头皮针、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、导尿管、10%水合氯醛、生理盐水、手术剪、
三、实验步骤
1、豚鼠的抓取和固定
豚鼠的抓取和固定：左手拇指和食指抓住豚鼠两耳后和颈部大部分皮肤。其余手指及掌心夹住背部和尾部，豚鼠四肢不会阻碍实验操作即为抓取固定成功，注意不要用力过大使豚鼠窒息死亡。
2、豚鼠性别鉴定
将豚鼠抓取固定后使其腹面朝上，用手按压豚鼠的会阴部，观察是否有阴茎出现即可判断雌雄。雄性豚鼠可观察到阴茎，雌性豚鼠可观察到会阴部。
3、豚鼠麻醉
左手抓取固定豚鼠后使其腹面朝上，右手持针，于豚鼠腹部呈30度沿腹白线两侧进针，刺入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后有落空感。针头刺入皮肤后进针3nm左右，将注射针头朝上，减少与皮肤间的倾斜角度，继续进针。固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注射麻醉剂（按10%水合氯醛4ml/kg的用量，豚鼠体重260g，故需注射1.1ml10%水合氯醛）。将适量的麻醉剂注射入豚鼠体内，等待几分钟后观
察豚鼠反应。若豚鼠全身瘫软几乎不动为麻醉成功。若注射过量麻醉剂易造成豚鼠死亡。
4、豚鼠心脏釆血
将麻醉后的豚鼠以仰卧位放置，用指腹触摸观察确定豚鼠心脏的位置（为搏动为剧烈处，通常在胸骨左缘）。右手持注射器，左手在左侧固定心脏，在三四肋间进针以30度角向左上刺入2.5cm左右，边进针边回抽针管，可见血液借心脏搏动的力量进入注射器内。此时固定针管及心脏的位置，继续采血。采血完成后拔出针头，用干棉球按压住针头的位置。（每次采血量可达4~5ml）。
5、豚鼠解剖
将通过心脏采血处死后的豚鼠放至在鼠板上，仰卧位放置，充分暴露颈部、胸部和腹部。用酒精棉球将豚鼠腹部的皮肤消毒。用手术剪沿腹中线将豚鼠腹部和胸部的皮肤剪开，然后用手术剪将腹腔和胸腔剪开，仔细观察豚鼠腹腔和胸腔的各内脏器官。
内部脏器观察：1）肺：共七叶，右肺四叶，左肺三叶；
2）心脏：呈圆锥状，位于近胸骨端，心尖位于第六肋间。（乳白色胸腺附于主动脉弓前部）；
3）肝：紧邻隔下，呈暗红色，分四个主叶和四个小叶，可见一光亮的胆囊附着于肝下；
4）胃：分两部，贲门部和幽门部，胃容量约20-30g；
5）肠：分小肠和大肠。小肠包括回肠、空肠和十二指肠，大肠包括结肠、盲肠和直肠。盲肠特别发达，占腹腔容积的1/3，占体重的15%；
6）脾：脾斜卧在胃的左侧，呈深红色，长条扁平状；
7）胰：一端紧贴脾脏，一端邻近十二指肠，不规则状且呈粉红色；
8）肾：为黄豆大小，右肾比左肾位置稍高，肾脏前方有肾上腺（米粒大小），每肾内侧各有一根输尿管，开口于膀胱背侧；
9）卵巢和子宫：在肾脏前方见肉色带有颗粒样突起的腺体为卵巢，两侧卵巢下方各连有一条输卵管，输卵管连接于下方子宫，两侧子宫结合形
成“V”字形，经阴道开口于体外。
6、家兔的抓取和固定
自笼内取出时，用手抓住家兔颈部被毛与皮肤，另一手托住其臀部，将其中心承托在掌上。切忌强提兔耳或某一肢体。用兔盒将家兔的头部及四肢固定，使其头部无法向后缩即为固定成功。
7、家兔的性别鉴定
家兔的性别鉴定类似于豚鼠的性别鉴定。将家兔抓取后使其腹面朝上，用手按压家兔的会阴部，观察是否有阴茎出现即可判断雌雄。雄性家兔可观察到阴茎，雌性家兔可观察到会阴部。
8、家兔耳缘静脉采血
用兔盒固定家兔后，先拔去耳缘静脉注射部位的被毛，用手指轻弹兔耳使静脉充盈。或者用酒精棉擦拭耳缘静脉注射区使静脉充盈后，左手食指与中指夹住静脉的近心端，阻止静脉回流，用拇指和无名指固定耳缘静脉远心端，右手持
5ml注射器从远端刺入，然后移动左手拇指固定针头，回抽注射器，若有血液进去注射器即为采血成功，继续缓慢采血。一次最多可采5ml。
9、家兔灌胃给药
兔灌胃系用导尿管配以一根粗的棉绳，用棉绳固定家兔开口，将导尿管从家兔牙齿外侧缓慢沿上颚插入食道。插入约导尿管的2/3的位置。回抽针管，观察到无气体进去针管后注射药物。灌胃完毕后先取出导尿管后松开棉绳。
10、家兔麻醉
以耳缘静脉采血的方式在耳缘静脉处进针，回抽针管后若有回血，则可将适量麻醉剂（按10%水合氯醛4ml/kg的用量）。将适量的麻醉剂注射入家兔体内，等待几分钟后观察家兔反应。若家兔全身瘫软几乎不动为麻醉成功。
11、家兔处死（空气栓塞法）
以耳缘静脉采血的方式在耳缘静脉处进针，向耳缘静脉中注入一定量的空气（5ml即可），使之发生空气栓塞而致死。观察到注入空气的家兔挣扎了两下后瞳孔扩散。
12、家兔解剖
将通过空气栓塞法处死后的家兔放至在兔板上，仰卧位放置，充分暴露颈部、
胸部和腹部。用水将家兔的胸腹部的被毛充分润湿。用手术剪沿腹中线将家兔腹部和胸部的皮肤剪开，然后用手术剪将腹腔和胸腔打开，仔细观察家兔腹腔和胸腔的各内脏器官。
内部脏器观察：1）肺：共七叶，右肺四叶，左肺三叶。胸腔中间有纵膈将胸腔分为左右两部，互不相通。
2）心脏：呈圆锥状，位于近胸骨端，由左心房、左心室、右心房、右心室组成。
3）肝：紧邻隔下，呈暗红色，可见一墨绿色的胆囊附着于肝下。
4）胃：分两部，贲门部和幽门部。
5）肠：分小肠和大肠，其总长度为体长的10倍。盲肠非常大，长约0.5米。在回肠和盲肠相接处膨大呈一个后壁，呈圆形，为圆小囊。
6）脾：脾斜卧在胃的左侧，呈深红色，长条扁平状。
7）胰：一端紧贴脾脏，一端邻近十二指肠，为分布零散而不规则状且呈粉红色，与脂肪相似但颜色不同。
8）肾：为扁豆大小，右肾比左肾位置稍高，肾脏前方有肾上腺（米粒大小），每肾内侧各有一根输尿管，开口于膀胱背侧。
9）雄兔睾丸下降到阴囊，两侧阴囊为乳白色。
实验四：孕鼠剖腹取胎、近交系小鼠皮肤移植及小鼠卵巢和
睾丸切除手术技巧操作
一、实验目的
1、小鼠的睾丸及卵巢切除是目前实验动物手术操作中最基础的技巧，要求初步掌握手术操作的基本流程、术中的细节及了解术后护理；
2、掌握尾尾直皮的操作方法；
3、通过实际操作，了解通过剖腹取胎术得到幼鼠的基本原理、操作和用途；
二、实验材料
1、实验动物：试验用孕鼠、清洁级小鼠（雌雄各一只）；
2、实验器械与试剂：鼠笼、鼠板、5ml注射器、眼科剪、弯头镊、10%水合氯醛、手术剪、干棉球、酒精棉球；
三、实验内容
1、小鼠的睾丸切除手术
小鼠常规麻醉，采用俯仰卧位，置于固定台上。尿道口上5mm处脱毛，常规消毒。在腹白线左或右2-3mm处平行于腹白线开一个5-8mm手术口直达腹腔。进入腹腔可见包裹在睾丸周围的脂肪组织。将脂肪组织拉至腹腔，分离附睾并结扎相关血管，即可切除睾丸。将腹膜与肌层一起缝合，缝合皮肤。
2、小鼠卵巢切除手术
小鼠卵巢切除术多采用背部切口。小鼠常规麻醉，采用俯卧或侧卧位，置于固定台上，以肋下0.5cm，脊柱处1cm为中心剪除或拔出长毛，常规消毒，切口约0.5cm，切开皮肤，一边扩张一边钝性分离，用眼科镊夹住创口看到的肌层，在离脊柱肋下剪开腰肌，长约0.5切口，立即可见两侧包绕卵巢的脂肪组织及紧密相连的子宫角，用弯镊带环镊轻轻夹住脂肪组织将其拉出创口，在子宫角上部及下部的输卵管的部位做两个结扎，结扎后用环形镊或眼科剪切断子宫角，将卵巢摘除，检查有无出血，把脂肪组织推回腹腔内，将腹膜与肌层一起缝合，缝合皮肤。背部切口创伤小，直观，视野清楚，易操作，不需牵拉其它脏器，手术时
间短。
3、近交系小鼠皮肤移植实验
尾尾植皮法是在一组近郊系内，将小鼠尾部的皮肤轮换移植到另外一个小鼠的尾部。此方法一个可以同时做几只，省时间。而且有自体移植，可以用于鉴别植皮的脱落是排斥反应，还是手术失败造成的。麻醉动物，用75%的酒精棉球，消毒动物的尾部以及手术者的双手，随后用左手食指与中指夹住小鼠尾根，拇指与无名指夹紧鼠尾的尖部。右手用手术刀在尾皮上割一块长约0.75cm长的尾皮，刀口深度应露出白色的健，但又不割坏血管。这样即提供了一块供体植皮，又得到一处受体植床。取下皮片后，将皮片手术刀从右手方向转到左手方向，这样皮片也就旋转了180度，使皮片上的毛与尾部的毛长向相反，然后用眼科镊将植皮镶嵌到异体的尾部植床上，用滤纸轻轻地来回按几下皮片，使其尽可能紧贴在上面，本次实验由于时间限制，不进行结果观察。
4、孕鼠剖腹取胎实验
1）以颈椎脱臼法将孕鼠处死后，取仰卧位固定小鼠于动物固定板上，暴露腹部手术部位进行酒精消毒；（注意处死动作要快，勿用力按压腹部，防止胎儿受损。）2）用剪刀沿腹中线剪开腹部皮肤、腹肌和腹膜，暴露子宫，用止血钳分别夹住子宫颈部和两侧卵巢韧带，剪断后取出子宫。取下子宫用盐水冲洗下，剪开子宫尽快将胎儿连胎盘一同取出。
3）用棉球擦拭幼鼠，轻轻按摩腹腔和腹部促使新生鼠开始呼吸，待新生鼠呼吸，血循环正常后，以止血钳扎断脐带。
4）本组孕鼠经剖腹产手术得到18只小鼠。新生小鼠体表无毛，皮肤红润，眼闭，胸前有一个深红色胎盘附于其上，体表略湿。
实验五大鼠阴道涂片、肺水肿模型及其它试教实验一、实验目的
通过实际操作，掌握大鼠阴道涂片的制作方法及性周期的观察；强化实验动物疾病模型的基本概念，掌握诱发性急性肺水肿动物模型的建立方法，观察肺脏的病理变化；通过试教初步了解裸鼠肿瘤接种的流程及操作技巧，金黄地鼠的颊囊及比格犬的年龄判断、前肢背桡外侧静脉和后肢侧皮下小静脉的采血操作。
二、实验材料
1. 实验动物：SD大鼠，裸鼠，金黄地鼠，比格犬；
2. 实验材料：毛细滴管、载玻片、酒精灯、生理盐水、吉姆萨染色液、846合剂、手术剪、手术镊、2ml注射器、5ml注射器、干棉球、酒精棉球、绷带、橡皮绑带、显微镜。
三、实验内容
1. 大鼠阴道涂片及性周期观察
2. 大鼠急性肺水肿模型的建立
3. 裸鼠肿瘤接种的试教实验
4. 比格犬年龄判断
5. 比格犬前肢背桡外侧静脉、后肢侧皮下小静脉采血
6. 金黄地鼠颊囊的观察
四、实验方法与步骤
1. 大鼠阴道涂片及性周期观察
哺乳类动物在性成熟后出现动情周期变化，其中啮齿类动物在动情周期不同阶段引导粘膜发生比较典型的变化。因此可将阴道分泌物涂片染色，根据图片的细胞学改变来鉴别性周期的不同阶段。
左手抓住大鼠，食指和中指卡紧大鼠颈部，无名指与小拇指握住胸部，小指压住腹部，右手拉住尾巴稍用力向后拉，以充分暴露雌鼠阴道。用滴管吸生理盐水1-2滴，然后插入大鼠阴道深部反复冲洗，吸出洗液滴一滴涂于载玻片上，用酒
精将片子烘干，吸阴道分泌物时，要反复冲洗4-5次，确保吸到阴道分泌物。用吉姆萨染液染色20min，水洗，在显微镜下观察。显微镜下看到大量角化细胞，没有找到明显有核细胞和分叶细胞，可能是烘干片子时细胞结构被破坏。
实验中观察到聚集的有核细胞，无核细胞均有，且细胞量少，估计该大鼠处于发情间期。
2. 大鼠急性肺水肿模型的建立
称取大鼠重量。左手抓住大鼠，食指和中指卡紧大鼠颈部，无名指与小拇指握住胸部，小指压住腹部，右手拉住尾巴稍用力向后拉，腹腔注射0.6mL 8%氯化铵溶液（雌性：7-8mL/kg，雄性：9-11mL/kg），观察大鼠一般情况与呼吸状况，存活时间。实验中见2-3分钟后大鼠出现轻微抽搐，5-6分钟后突然倒下，全身僵直，剧烈抽搐，持续1-2分钟后死亡。
大鼠死亡后进行解剖，打开胸腔，找到两侧肺组织，剪断气管，取出双肺。实验中观察到双肺明显肿胀，颜色变深，布满暗红色纹理，严重红细胞浸润。
3. 裸鼠肿瘤接种的试教实验
采用细胞悬液接种法。注射器吸取适量细胞悬液注射与裸鼠皮下，部位看实验要求而定，一般在腋下或背部皮肤，每个接种部位注射0.1-0.2mL。将培养的细胞收集跳刀适宜浓度重悬于不含血清的培养液或PBS中，直接注射即可。裸小鼠较脆弱，注意操作温柔，切勿用力，避免裸鼠死亡。
4. 比格犬年龄判断及前、后肢采血实验
判断狗的年龄，主要依靠狗牙齿的磨损和脱落情况。狗出生后十几天即生出乳齿，两个月后开始由门齿、犬齿、臼齿逐渐换为恒齿，六个月门齿长齐，8-10个月恒齿换齐，但需要1岁半以后牙齿才能生长坚实，年龄越大，牙齿磨损更严重，且颜色变深。实验所用比格犬思科门齿基本长齐，犬牙较尖较细，估计年龄为接近六月龄。
5. 比格犬前肢背桡外侧静脉、后肢侧皮下小静脉采血
一人抓比格犬颈部皮肤固定头部，另一人吸取狗麻醉剂846合剂，注射在其臀部。待狗较为萎靡时，用纱布固定其嘴部，纱布将比格犬嘴部紧密缠绕两圈后系于而后头部，以免被咬伤，比格犬性情温顺，若对比较狂躁、性情不温顺的犬必须固定嘴部。
前肢背桡外侧静脉位于前脚爪的上方外侧正前位，用橡皮绑带绑在比格犬前置上部，找到内侧皮下静脉，右手用6号或7号针头迅速刺穿静脉，左手放松将针固定，以适当速度抽血，以无气泡为宜，抽血失败时从远心端向近心端扎针。后肢外侧小静脉位于后肢胫部下三分之一的外侧浅表皮下，由前侧方向后行走，将胶皮带绑在狗股部，将抽血部位毛剪去，酒精消毒皮肤，找到静脉采血即可。一只狗一般采10-20ml血并不困难。
6. 金黄地鼠颊囊的观察
一般情况下地鼠不咬人，当感受到地鼠呼气时则需小心，可能会咬人。地鼠皮肤很松弛，若仅抓少量皮肤，地鼠可能翻过来咬人。抓取时可用手指一起呈杯状伸到笼内，把地鼠揪出，另一手将其围在球型掌内，抓住颈部和肩胛部的大部分松软皮肤将其固定住。用镊子轻轻拨开地鼠的嘴观察到口腔内有一凹进去的槽即为颊囊。
实验动物学实验报告 一、实验动物：小鼠 二、操作流程：抓取，固定，编号，给药，取血，麻醉，绝育，解剖。 三、具体操作 1、抓取：抓取小鼠时，右手抓住小鼠尾巴，不要过于用力，以免惊吓小鼠。左手从小鼠身体后部向前抓（以免小鼠向后缩咬伤自己），抓住小鼠颈部。固定住小鼠后，将小鼠皮肤往上抓，尽量将小鼠背部皮肤抓住。左手将小鼠腹部朝向自己，把小鼠尾巴用左手无名指和小指夹住，这时小鼠腹部皮肤紧绷，不能动弹。 2、固定：通常使用固定器进行固定。将固定器拧开后，抓住小鼠尾巴，使其钻入固定器中，再将拧下的固定器部分装好，使小鼠尾部露出，再将可旋转的铁片固定住即可进行后续实验。 3、编号：编号方式有两种：①剪脚趾编号：把小鼠腹面朝上，在下的脚趾从左至右依次编为1~10号，剪10号脚趾加1~9号脚趾依次编为11~19号，在上的脚趾依次编为20,30,40,50,60,70,80,90号，其余编号与11~19号类似。②打耳钉编号：耳钉上均有唯一编号，通过使用耳钉钳将耳钉打在小鼠耳朵上即可。实验时通常使用的是第一种方式进行编号，第二种编号通常用于需要长距离运输的动物。 4、给药：常用的给药方式有： ①口服给药：即灌胃。将注射器装入药物溶液，装上灌胃针（灌胃针有直头和弯头两种，区别不大）。如上所述，抓取小鼠后，使其头部朝上，尽量呈一直线，取灌胃针，从小鼠嘴角一侧缓缓插入（保持刻度在自己能看到的位置），顺着小鼠口腔食道的弧度让小鼠将针咽入，灌胃过程中如果遇到阻碍一定要及时拔出灌胃针，不可强行灌胃以免伤及小鼠食道以及肺部。灌胃针顺利进入后基本与小鼠身体呈一条直线，注入适量体积后再顺着食道缓缓取出灌胃针。 ②静脉注射：小鼠尾部有3条静脉和1条动脉，3条静脉非别位于背部，及两侧。静脉注射时一般选取两侧静脉，因为其相对于背部静脉更为清晰饱满。将小鼠固定后，用酒精擦拭其尾部静脉，使其充血，以便注射。之后使注射器针孔处朝上，针与尾部呈约30°扎入尾部后向上轻挑，再向内扎入部分，此过程应该比较顺畅，没有阻碍，若阻碍较大则有可能扎入到了皮肤中。扎入后将活塞向后回抽一点可见到有血回流，则说明成功扎入静脉当中，注射适当体积后迅速拔针，用酒精进行消毒。 5、取血：有断尾取血法和眼眶取血法两种。本次实验使用的是眼眶取血法。抓取小鼠，固定其头部用手指将其上下眼睑分开，露出其眼球并且不能闭上。用玻璃毛细管从其上眼角处扎入眼球后方毛细血管从，使血液顺着毛细管留下，取血完成后快速将毛细管取下。 6、麻醉：抓取老鼠，使其头部朝下，使其腹部脏器向胸腔靠拢，露出腹部空腔，以免刺伤脏器。将注射器竖直扎入靠近后腿部腹腔，刺入之后稍微向前倾斜但不要向前刺入，一般注入0.5mL麻醉剂即可。随后拔出针，方向小鼠，等待几分钟后即可麻醉。 7、绝育：绝育手术是通过剪除雌鼠卵巢或雄鼠输精管来实现的。将麻醉的雌鼠背面朝上，从其胸腔和尾部之间向下三分之一处剪开一个小口，用镊子将其卵巢取出，上面呈现红色斑点的部分即为卵巢，用剪刀将这一部分剪除，然后用缝合针线将其缝合，缝合方法为将针穿过后，将线缠绕镊子两圈再逆时针缠绕两
复习题 1、简述动物实验中3R原则内容及其意义。 Replacement 替代1.尽量使动物一体多用2、用低等动物代替高等动物3、尽量使用高质量动物4、使用恰当的试验设计和统计学方法 Reduction 减少1、用有生命的物体代替动物进行研究2、用数理化方法模拟动物进行研究Refinement 优化1、改善实验设施条件，提高动物实验质量2、改善控制技术，减少对机体的干扰 3R研究的意义 1、作为提升突破技术壁垒能力的载体和具体体现“标尺”，在经济发展和国际贸易中发挥不可替代的重要作用。 2、为科学发展提供了新思路和新方法。 3、体现时代发展、社会进步 2、简述免疫缺陷动物的概念以及生物学特性（主要是裸鼠和联合免疫缺陷鼠）。 指由于先天性遗传突变或用人工方法造成一种或多种免疫系统组成成分缺陷的动物。 一、T淋巴细胞功能缺陷动物：1、裸小鼠（nude mice）：1）被毛生长异常，呈裸体外表。2）无胸腺，仅有胸腺残迹或异常胸腺上皮，不能使T-cell正常分化，导致细胞免疫力低下。幼龄鼠有残存的未分化的上皮细胞。3）B细胞功能正常，NK细胞活力增强。4）繁育能力差，乳腺发育缺损，以雄性纯合子与雌性杂合子繁育。5）T细胞缺陷可通过移植成熟T细胞、胸腺细胞或正常胸腺上皮得到校正。2、裸大鼠(nude rat)：基因符号为rnu，一般特征似裸小鼠。1）发育迟缓，体重为正常大鼠的70%。2）裸大鼠较裸小鼠对多种传染病更敏感。3）比裸小鼠更强壮、寿命更长。4）体型较大，对大范围的外科手术方法较有利。二、联合免疫缺陷动物1、严重联合免疫缺陷小鼠(SCID mice)：突变基因scid位于16号染色体。1）该突变基因造成编码Ig重链和TCR的基因重排异常，抑制B-cell和T-cell前体的正常分化。2）C.B-17Icr为携带来自C57BL/ka小鼠的免疫球蛋白重链Igh-1b等位基因的 BALB/cAnIcr的同源近交系。3）纯合子血清中无免疫球蛋白，淋巴结、胸腺变小，缺乏体液、细胞免疫功能。饲养于SPF环境中。4）通过移植人免疫组织或免疫细胞，可使SCID 小鼠具有人类部分免疫系统，称为SCID-hu小鼠。
实验动物学实验论文 实验名称：切断大鼠迷走神经的肺水肿模型制备设计班级：2013级生物技术班 设计人员：陈建文罗晓明叶东芹卿晓玲 设计日期：2015年11月 切断大鼠迷走神经的肺水肿模型制备（陈建文罗晓明叶东芹卿晓玲）
【摘要】[目的]：肺水肿是一种常见的疾病，通过切断大鼠迷走神经，模拟人类肺水肿探究制备大鼠肺水肿模型的方法，提供一种较好符合临床肺水肿病理生理特征的实验性肺水肿动物模型。[方法]：将实验大鼠随机分为对照组（假手术），夹闭一侧迷走神经组和双侧夹闭组，夹闭迷走神经，观察动物的体征变化，确定大鼠肺水肿动物模型。[结论]：三组大鼠肺系数之间并无明显差异。 【Abstract】Objective]: pulmonary edema is a common disease, cut through the vagus nerve in rats, simulation human pulmonary edema inquiry system for preparation of the rat model of pulmonary edema, providing a consistent clinical pulmonary edema pathophysiological characteristics of experimental animal model of pulmonary edema. Methods: rats were randomly divided into control group (sham operation). The rats were divided into control group and bilateral occlusion group. [Conclusion] there is no significant difference between the three groups in the lung coefficient. 【关键词】肺水肿切断迷走神经术大鼠动物模型 肺水肿是指由于某种原因引起肺内组织液的生成和回流平衡失调，使大量组织液在很短时间内不能被肺淋巴和肺静脉系统吸收，从肺毛细血管内外渗，积聚在肺泡、肺间质和细小支气管内，从而造成肺通气与换气功能严重障碍。在临床上表现为极度的呼吸困难，端坐呼吸，发绀，大汗淋漓，阵发性咳嗽伴大量白色或粉红色泡沫痰，双肺布满对称性湿啰音。肺水肿为内科危急重症，临床症状凶险，病情发展急剧，易并发呼吸、循环衰竭，病死率极高，如果不及时诊治，会引发严重的后果。目前，国内外复制实验性肺水肿的模型很多，如油酸诱导，注射生理盐水，吸入光气等方法，都有很明显的现象。我们采用切断迷走神经的方法，对大鼠肺系数等指标进行观察，观察肺水肿模型是否建立。 1 材料与方法 1.1实验动物：SD大鼠24只，体重 200-290g，雌雄随意，由成都医学院实 验动物中心提供。 1.2实验药品与试剂：3.6%水合氯酸。 1.3实验仪器与器械：电子天平，注射器，烧杯，手术器械（解剖刀，解剖盘，解剖剪刀，手术线眼科镊等）、滤纸，计时器等。 2 方法 将实验动物随机分为3个组，A组B组C 组各8只大鼠。A组为假手术组，将大鼠称重，麻醉（用 3.6%水合氯酸麻醉，按100g/1mL的量）后，仅找出迷走神经，不做任何处理；B组为实验组，将大鼠称重麻醉（用3.6%水合氯酸麻醉，按100g/1mL的量）后，找出一侧迷走神经，用手术剪剪断；C组也为实验组，将大鼠称重麻醉（用3.6%水合氯酸麻醉，按100g/1mL的量）后，找出两侧的迷走神经剪断。手术处理后，观察大鼠有无呼吸频率改变、湿啰音、咳血、身体抽搐等体征变化，0.5小时后处死所有大鼠。在解剖时，先结扎气管以免液体外溢，然后将肺和心脏一同取出，剪去心脏和表面的脂肪组织，并用滤纸吸干表面的液体，最后分别将各组大鼠肺称重，计算肺系数（肺系数=肺重量（g）/大鼠体重（kg））。
!""#$%%&’(&)(细胞与分子免疫学杂志*+,-../0.!11230.45%%$6$&*74 859 ############################################################################################# 第四军医大学实验动物中心":;实验部 向国内外上等级课题开放公告 第四军医大学实验动物中心是一个集繁育、科研及成果转化为一体的综合机构。中心":;饲育部可提供包括裸鼠、",!<鼠、=>?=@A 、,8&、昆明小鼠、BCDEFG 和"<大鼠在内的&个品系不同等级的实验动物，特设恒河猴、小香猪、与比格犬培育基地，现已开始提供合格动物。对外开放寄养观察实验部，配有包括无菌动物实验室、水平层流实验室、:)级负压实验室在内的5H 个实验单元，可供$%%多个实验课题同步进行，并可出据本中心的实验报告和":;动物等级证与设施合格证。现已承接包括日本和香港 在内的合作课题几十项。最近正在进行广州、上海与北京等高等院校博士和博士后课题$%多项，本中心将以“三满意”、“五保证”为服务宗旨，竭诚欢迎全国各科研院所的科技人员使用本中心提供的动物及相关开放实验室。 联系电话：$)&%H$(%$%%李六金主任；*%5H 4))&9&(&姜春陵*生产部4；（%5H ）))&9&H5李杰*实验部46 I’1FC.J .FKF3C9L M112N -O2N A36MFPJ *%5H 458)5%98 地 址：*邮编&$%%)54西安市长乐西路第四军医大学实验动物中心 （图$,见8&)页）。 5N 5Doxycycline 对PC -3细胞侵袭转移的影响采用用 EGF3DQ-..小室法，检测不同浓度的<0PRARA.C3-作用后，:,S )细胞降解1FEGCT-.并穿过(!1孔径的无聚碳酸脂:U:多孔 滤膜的作用。结果表明对照组每5%%倍视野穿过的细胞数平 均为（(5N %9V 9N 75），而8、$%和5%1T @?的<0PRARA.C3-作用后，每5%%倍视野穿过的细胞数分别平均为（57N $V )N 87）、（&N $&V 5N 5$）和（)N 58V %N &9），分别与对照组相比差异显著（W X %N %$），表明随着<0PRARA.C3-浓度的增加，其抑制:,S )细胞侵袭转移的能力越强。 )讨论 前列腺癌是雄激素依赖性型和非依赖型两种癌细胞组成的异质体。常用的治疗方法有性腺切除或用内分泌治疗等。这些方法只能诱导雄激素依赖型细胞凋亡，但不可避免的使其转变为雄激素非依赖型前列腺癌，而对于该种前列腺癌的治疗目前尚无有效的方法，因此，研究其侵袭转移的抑制更显得重要。肿瘤侵袭与转移是多步骤的过程，//:在其中起着重要的作 用。如//:S $的表达水平与结肠、直肠癌及食管癌的不良预后有关Y 9Z 8[。//:S $可作为判定胃癌预后的指标，并可将其用于作为对腹膜复发可能性大的患者进行辅助治疗的依据。/FG\等Y 7[研究了=:]和前列腺癌中//:S 5的表达后， 指出//:S 5在良性前列腺增生组织中的表达很少或几乎不表达，而在前列腺癌中则表达很强，且随着^.-FD03积分的增加而增强，表明金属蛋白酶在肿瘤的转移中起着很重要的作用。骨组织和肺组织是前列腺癌最常见的两个转移部位，"FGA_-‘S "Q-FE1F3Y &[通过体外实验证实，前列腺癌细胞可直接降解骨相关的基质，而在这一过程中//:起了很重要的作用。"EC..等Y ([ 采用原位杂交和a#>印迹法， 检测良性前列腺增生和前列腺癌组织后，发现//:S 5及其组织型抑制剂 （b!/:S 5） 定位于低分化和高分化的肿瘤腺体周边恶性上皮细胞内和囊外侵袭的恶性上皮内，且恶性度越高表达越强Z //:S 5@ b!/:的比值越大。以上都表明，//:在肿瘤的侵袭转移中起了很重要的作用，而肿瘤治疗失败的最主要的原因，就是在于不能控制肿瘤细胞的侵袭和转移。//:在肿瘤的侵袭转移中 发挥着重要作用，对其抑制剂的研究将具有广阔的应用前景。 目前，大部分合成的//:抑制剂（如==S H9），都是一种假肽类衍生物，但这类药物口服效果及局部耐受性均差，从而阻碍了它的发展。<0PRARA.C3-可代表一类化学修饰的四环素类金属 蛋白酶抑制剂，在体内外研究中表明均有抑制金属蛋白酶表达的作用，但国内尚未见关于其抑制前列腺癌侵袭转移的报道。我们的研究表明，<0PRARA.C3-在81T @?就能明显抑制:,S )细胞表达//:S 5，抑制:,S )细胞的侵袭转移，改善其恶性表型，而且其抑制作用具有剂量依赖性。这一发现，为应用<0PR’ARA.C3-治疗高表达//:S 5的前列腺癌提供了实验依据。参考文献： Y $[;CM-a"，".-OT-^B +G ，a0E_=+Z -E F.N IMM-AED 0M O0PRARA.C3-03 _21F3WG0DE3E-AF3A-G A-..D C3cCEG0Y +[N ,F3A-G .-EE Z $HH(Z $5&J )&S 9$N Y 5[,F\CG dZ ]F_3e>N
实验动物及动物实验室 管理规范 复旦大学附属中山医院
复旦大学附属中山医院实验动物中心简介 复旦大学附属中山医院实验动物中心位于枫林路180号中山医院内，是中山医院生物医学中心（ZS-BMC）的主要下属机构之一，主要为中山医院科研人员提供普通级和清洁级中小动物饲养和实验研究服务。 实验动物中心现有工作人员6人，其中高级职称一人，中级职称一人，本科以上学历3人。拥有一栋使用面积约600m2的独立动物饲养实验综合楼，其中有8间共150m2的可以饲养普通级猪，犬的中动物室，两间共40m2的可以饲养普通级兔、大鼠和豚鼠的小动物室，两间40m2的普通动物手术室，包含一间手术室约90m2的屏障系统和30m2的IVC系统，可以饲养清洁级大、小鼠和豚鼠。另有约40m2的标准细胞实验室，可以进行细胞生物学实验。最多可以同时饲养清洁级小动物1000笼，普通级小动物120笼，普通级中等动物80只。最多可以同时供8人开展清洁级动物实验和两台动物手术。另外中心还有约150m2的动物实验教室，可以同时为50名学生开展20台动物术实验。
目录 实验动物管理委员会............................................. .............. .............. .............. .............. .............. (2) 实验动物保护、福利、伦理小组....................... .............. .............. .............. .. (3) 动物中心实验人员操作规章制度............................. .............. .............. .............. .. (4) 应急预案.... ......................................................... ................ .............. .............. .............. .............. .............. . (8) 实验动物人道处死与尸体的处理制度.......... .............. .............. .............. .. (12) 外来人员进入动物中心标准操作规程 (13) 灭菌设备标准操作规程 (14) 实验动物购买使用标准操作规程 (15) 实验动物标记标准操作规程 (16) 饲料、垫料购买使用标准操作规程 (17) 人员进出屏障系统标准操作规程 (18) 实验用品进出屏障系统标准操作规程 (19) 动物进出屏障系统标准操作规程 (20) 动物饮用水、饲料进入屏障系统标准操作规程 (21) 动物笼具、垫料，无菌衣进入屏障系统标准操作规程 (22) 人员进出IVC系统标准操作规程 (23) 实验用品进出IVC系统标准操作规程 (24) 动物进出IVC系统标准操作规程 (25) 动物饮用水、饲料进入IVC系统标准操作规程 (26) 动物笼具、垫料，无菌衣进入IVC系统标准操作规程 (28) 超净台使用标准操作规程 (29) 清洁级动物饲养管理标准操作规程 (30) 普通级动物饲养管理标准操作规程 (31) 动物中心清扫与消毒标准操作规程 (32) 动物中心空调系统维护保养标准操作规程 (33) 附件：动物中心常用记录表格
实验动物学实验报告 学院： 学号： 姓名 时间： 实验一：小鼠实验
一、实验目的 1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法； 2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法； 3、掌握小鼠的标记方法； 4、掌握小鼠的基本采血技术； 5、掌握小鼠的常用给药方法； 6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置； 二、实验材料 1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠； 2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛； 三、实验内容及方法 1、小鼠的抓取和固定 抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。 2、小鼠的雌雄鉴别 雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。 3、小鼠的标记方法 1）耳孔法 用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。 2）剪趾法 适用于出生一周以内新生仔鼠； 3）染色法 用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。
4、小鼠的基本采血 1）剪尾采血 当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。 2）眼眶后静脉丛取血 当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠2～3mm。当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后，拨出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血0.2～0.3ml。 3）心脏取血 动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。在左侧第3～4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手取连有4～5号针头的注射器，
名词解释：实验动物（laboratory animal）：指经人工培育，对其携带的微生物、寄生虫进行严格控制，遗传背景明确，可用于科学实验、药品、生物制品的生产和检定及其它科学研究的动物。 实验用动物：是指一切用于实验的动物，除了符合严格要求的实验动物外，还包括家畜和野生动物等。 实验动物与实验用动物：遗传控制不同,微生物控制等级不同,培育的形质和目标不同。 人类疾病的动物模型：是指医学研究中建立的具有人类疾病模拟表现的动物实验对象和相关材料。 实验动物标准化：遗传质量标准化微生物质量标准化环境标准化营养标准化 按遗传控制标准，实验动物分为：近交系（CH3），突变系（裸鼠），杂交系（F1），封闭群（远交系）（KM小鼠，wister大鼠） 按基因型分：1、同基因型动物（如近交系、F1代） 2、不同基因型动物（如封闭群） 按微生物控制程度分级：普通级，清洁级，SPF级，无菌级（2001年版的国家标准中，大小鼠取消普通级动物，犬、猴只分普通级和SPF级，豚鼠、地鼠和兔仍然分4级） SPF动物定义：除清洁动物应排除的病原外，不携带主要潜在感染或条件致病和对科学实验干扰大的病原。（屏障环境中饲养，种子群来源于无菌动物或剖腹产动物。饲养管理同清洁动物） 无菌动物的特点：形态学及生理学特点： ①形态学：盲肠肥大（增大5～6倍），肠壁薄，易发肠扭转。心脏、肝脏、脾脏相对较小。 ②生理学: 血中无抗体，巨噬细胞吞噬能力弱。体不能合成维生素B和K。无菌鸡生长较快、无菌豚鼠和无菌兔生长较慢。无菌大小鼠与普通大小鼠生长速度相同。 （3)饲养要求：隔离环境中饲养，种子群来源于剖腹产动物或无菌卵的孵化。由于肠道无菌，饲养困难，应注意添加各种维生素。每2～4周检查一次动物的生活环境和粪便标本。 悉生动物：概念：悉生动物是指在无菌动物体植入已知微生物的动物。又称已知菌动物。植入一种细菌的动物叫单菌动物；植入两种细菌的动物叫双菌动物；植入三种细菌的动物叫三菌动物；植入多种细菌的动物叫多菌动物。（由于肠道接种有利于消化吸收的细菌，故饲养较无菌动物容易，形态学和生理学方面与普通动物无异。） 近交系：经至少连续20代的全同胞兄妹交配培育而成，品系所有个体都可追溯到起源于第20代或以后代数的一对共同祖先。 特点： 1、其基因纯合度达到98.6%，个体差异小，似同卵双生反应一致重复性好，用少量动物即可获得精确度很高的实验结果，个体相互之间可以接受皮肤、器官移植。 2、隐性基因纯合使许多病态性状得以暴露，可获得大量先天性畸形及先天性疾病的动物模型.如高血压、白障、糖尿病.动物模型。 缺点：出现近交衰退。近交衰退是近交过程中动物群体由于基因分离与纯合发生一系列不利于个体或群体发育的变化和现象。
学校代码编号 上海农林职业技术学院 《实验动物》论文 题目：实验动物饲养管理 学院上海农林职业技术学院 专业（方向）环境监测与治理技术 班级 学号 姓名 指导教师 2012年12月26日
摘要 (1) 关键词 (1) 1 常用实验动物饲料 (2) 1.1啮齿类实验动物的营养需要 (2) 1.2饲料的种类 (2) 1.3饲料的质量要求 (2) 1.4饲料营养素对动物实验结果的影响 (3) 2 常用实验动物管理 (3) 2.1实验小鼠的饲养管理要点 (3) 2.2实验大鼠的饲养管理要点 (3) 2.3实验豚鼠的饲养管理要点 (4) 2.4实验兔的饲养管理要点 (4) 2.5实验犬的饲养管理要点 (4) 参考文献……………………………………………………………4、5
本文从常用实验动物饲料与管理两个方面讨论了实验动物的饲养与管理方法。饲料营养与动物生活环境因素影响着动物的健康与生活。本文说明了部分实验动物的饲养与管理办法，并结合学习实际,加深了对问题的理解。 关键词：饲料管理实验动物
实验动物饲养管理 1 常用实验动物饲料 1.1啮齿类实验动物的营养需要 大鼠、小鼠饲料蛋白质占18%-20%左右，粗纤维5%，粗脂肪4%。维生素A需求量为每公斤饲料含7000-14000IU，通常以加入1%的清鱼肝油来满足。应适当补充维生素E，每公斤饲料含60-120IU，以提高受孕率。 金黄地鼠饲料蛋白质占21%~24%，动物性蛋白尚应含相当比例，主要来源于鱼粉和鸡蛋。植物性蛋白主要来源于黄豆和豆粉。此外, 应喂饲一些白菜、萝卜、黄瓜等青饲料。 豚鼠饲料蛋白质占17%-20%左右，尤其对精氨酸的需要量较高。由于它的盲肠较发达，因而对纤维素亦有较高需要，应占饲料总量的10%-15%左右。豚鼠体内不能合成维生素C，因此要在饲料中添加。一般每公斤饲料含维生素C 1500mg，妊娠豚鼠每公斤饲料含维生素C 1800mg。实际喂养时，主要可喂饲苜蓿草粉、干草粉和(或)绿色蔬菜等。 兔,新生家兔一般要哺乳一个月左右才能开始吃饲料。家兔饲料中蛋白质应占14%-17%，粗脂肪占3%，粗纤维占10%-15%以上。饲料中应含大量干草,以补足其对粗纤维的基本需要量，从而可防止家兔因粗纤维摄入不足而导致腹泻。 犬，为肉食性动物，其饲料中应含20~24%蛋白质，4.5%-6.5%粗脂肪，3%
动物实验室也叫实验动物房，它是指适宜于饲养、繁育实验动物的建筑物。这类建筑应具有特定的环境要求和实验手段，以保证动物的品质和实验研究的准确可靠性。根据对微生物的控制程度可分为：开放系统、屏障系统和隔离系统。 实验室根据实验动物微生物控制标准，可将实验动物分为四级，分别是普通动物、清洁动物、无特殊病原体动物、无菌或栖生动物。 实验动物房一般由饲养室、健康观察室、隔离检疫室、各种实验室（外科手术、实验处理解剖、术后管理、疾病诊断、治疗、生理生化检查、微生物检疫、饲料营养分析和特殊饲料的调制室等），以及贮藏室、清洁准备室、洗涤消毒室、工作人员用房（包括办公室、淋浴室、更衣室等）、走廊(清洁区和污染区)、废弃物处理设施、机房和变电所等组成。其平面布置，应使人、动物和物品的流动路线合理，作业方便。严格区分清洁区域和污染区域，以保证人和动物的健康，确保实验的准确性。 实验室动物饲养室的平面尺寸根据饲养量、饲养方式，笼具架规格、排列方式、室内环境、饲养管理及操作方式等综合研究确定。为了避免温、湿度在垂直方向出现梯度,笼架高度不宜超过1.8米,顶棚高应在2.2～3米范围内。走廊宽度要便于操作和搬运物料及器材,以不小于1.3米为宜。清洁准备室的大小,须根据
作业内容和消毒灭菌装置等设施占用的空间确定。清洁准备室、清洁走廊同洗涤室以墙壁隔开，墙壁不允许出现裂缝。 地面要平而不滑，不渗水、不漏水、耐药液腐蚀和耐磨损。对环境要求严格的房间，还要考虑选择发尘低的材料。墙地交角应圆滑无棱角。内墙壁应平滑、耐水、耐磨、耐消毒液腐蚀。墙与墙、墙与顶棚或梁的夹角应圆滑无棱角。顶棚一般不承受压力，使用涂有防水材料的薄水泥板，能经受水冲和消毒水腐蚀。饲养室通常不设外窗，饲养室之间也不设内窗，以避免干扰。饲养室的门，宜采用铝合金密封门，开启方向须注意室内外压差。屏障与非屏障之间的门，应设置非满足一定条件不能开启的装置。木结构一般只作为简易的临时建筑；混合结构多为单层建筑。钢筋混凝土框架结构的整体性好,变形小,宜在多层建筑中采用。钢骨架、用镀锌波纹金属板、内镶聚苯乙烯硬泡沫塑料板做保温层的围护结构具有较好的气密保温性能。 看了上面的文章相信大家都有所了解了吧，下面给大家推荐杭州威尔净化设备有限公司致力于实验台，通风柜，实验室家具，仪器台，天平台，药品柜，器皿柜，气瓶柜，净化工程、环保通风设备的研发、设计、生产、销售、工程安装
动物实验（小鼠）的一般操作技术 实习日期：2007—11—13 一目的和要求： 通过实际操作，使学生掌握实验的一般操作方法，包括动物的抓去和固定、编号被毛的去除给药途径麻醉采血和处死等方法。 二实习内容： 1 实验动物的抓取 2 实验动物性别的鉴定 3 实验动物编号的标记方法 4实验动物被毛的去除 5 实验动物的给药途径和方法 6 实验动物的麻醉 7实验动物的采血 8 实验动物的处死方法 9 解剖 三实验的方法 1 小鼠的抓取：抓取时先用手将鼠尾提起，放在实验台上，轻轻拉尾，用左手拇指和食指抓住小鼠两耳和头颈部皮肤，将鼠置于左手中心，用左手无名指和小指按住尾巴和后肢，即可做其他实验操作作用。 2 小鼠性别的鉴定：抓取小鼠后，观察动物肛门与生殖器之间的距离。距离远的为雄性，距离近的为雌性。成熟的雄性小鼠可看到小鼠睾丸的轮廓。 3 小鼠编号的标记方法：用被毛染色法做小鼠编号。用苦味酸（黄色），一般左前肢为1，左侧腹部为2，左后肢为3，头颈部为4，背部为5，尾根部为6，右前肢为7，右腹部为8，右后肢为9。用两种颜色可以染到99。 4 小鼠被毛去除：有剪毛法，拔毛法，剃毛法，用硫化钠脱毛法。 5 给药途径和方法：给药途径有经口灌胃法，经呼吸道吸入，经皮肤吸入和注射给药法。用一支特制的灌胃针进行灌胃，小鼠一般给1.5ml以下。用注射器抽好液体，然后抓取小鼠，针头延侧角通过食管进入胃内，然后将液体注入。 6 小鼠的麻醉：麻药有挥发性的和非挥发性两种。给药途径有吸入性麻醉，注射给药。小鼠一般用腹部麻醉的方法。用水合氯醛300ml／kg，根据小鼠的体重给药0.25ml。抓取小鼠后，使针头和腹部成30度的角，刺入腹腔，回抽若无回血或者肠内容物可以注入。注入麻药5分钟后，小鼠失去知觉。 7 小鼠的采血的方法：有静脉采血法，尾部采血法，眼眶静脉采血法和心脏采血法。将小鼠装入固定盒中，露出尾部，用二甲苯图擦，使尾静脉充盈。用锋利的刀片切断一根尾静脉即可用毛细管采血，也可用细注射器从尾静脉采血。 8 小鼠的处死方法：用颈椎脱臼的方法或者注射过量的麻药使小鼠死亡。 9 解剖：从腹部开始，查看腹部脏器，以肝脏胃脾肾输尿管姨小肠大肠膀胱前列腺性腺顺序。然后再看胸部，看到肺脏心脏胸腺等器官，并在直视的情况下进行了心脏的采血。然后再看颈部的解剖。最后解剖头部。 四讨论和结论： 通过此次实验，我们学到了实验动物的一般操作技术，如抓取和固定、编号被毛的去除给药途径麻醉采血和处死等方法。为以后进入临床进行实验研究做好了初步的准备。
实验动物在生物医学等各领域的应用 摘要：实验动物是指用于科研、教学、生产、检测、鉴定及其他科学实验的动物，其人工饲育的遗传背景明确、来源清楚，并严格控制其所携带的微生物。实验动物是生命科学的基础和重要的条件，它的重要性在于一方面它是生物医学研究的重要手段，直接影响着许多领域研究课题成果的确立和水平的高低。另一方面，它的提高和发展又会把许多领域课题的研究引入新的境地，推动生物医学的发展。 关键词：实验动物重要应用地位前景 正文： 1.实验动物在生物医学发展中的重要作用 回顾生物医学发展的历史不难发现，许多具有里程碑式的划时代研究成果，往往与实验动物及动物实验密切相关。 1628 年，英国科学家哈维通过对蛙、狗、蛇、鱼、等动物的解剖与生理研究，发现了血液循环是一个闭锁的系统，阐明了心脏在动物体内血液循环中的作用。1878 年，德国科学家科赫通过对牛、羊疾病的研究，发现了结核杆菌，指出了细菌与疾病的关系等科学突破。生物医学家巴甫洛夫指出，“没有对活动物进行实验和观察，人们就无法认识有机世界的各种规律，这是无可争辩的”。[1] 2.简述实验动物种类及其在现代生物医学研究领域的重要性 实验动物按传统的动物学分类：即啮齿类动物、畜类哺乳动物、禽类、鱼类、非人灵长类。按微生物等级分类：即无菌动物(BM)、无抗原动物、已知菌动物、无特定病原体动物(SPF)、普通动物(K)。我国将实验动按微生物等级分四级，即普通动物、清洁动物、无特定病原体动物(SPF)、无菌动物(BM)。按遗传学特性分类：将实验动物分为近交系动物、突变系动物、远交系动物、系统杂交动物和普通杂种动物五种类别。在生物医学研究领域里，进行实验研究的条件可概括为A EIR 四个基本要素。所谓A是指Animal（动物），E 是指Equipment（设备），I 是指Information（信息），R 代表Reagent（试剂）。[2]实验动物是实验研究中不可缺少的条件，由此可以看出实验动物是现代生物医学研究的重要支撑条件。 3.实验动物在相关领域广泛应用 3.1制药工业方面 实验动物在制药工业方面的应用非常广泛，新药的研制，必须通过安全性试验，其中包括动物的急性、亚急性及慢性毒性试验，三致试验（致癌、致畸、致突变），有的还要利用实验动物模型进行效果试验，证明对机体无毒性或安全可靠、有效后方能申请报批，否则可能会给人类造成不可挽回的恶果。如1962年西德某药厂生产一种反应停药物给孕妇使用，结果造成畸胎儿发生率增高，给子孙后代带来灾难。药品出厂前，每批都要用实验动物进行检测，以确保绝对安全。化工产品的毒副作用对生命的影响，都是从动物实验中获得的结果。因此，实验动物在医药、化工领域里被称为“有生命的试剂”，是各种药理、毒理实验工作的重要条件，成为衡量医药、化工科学技术水平的重要标准。[3] 3.2畜牧科学方面 疫苗的制备和鉴定、生理试验、胚胎学研究、营养饮料的分析、保持健康群体以及淘汰污染动物等工作，都要使用实验动物。特别是在畜禽传染病的研究工作中，常急需要有合格的实验动物进行实验。目前在兽医科学研究上，由于所用试验动物或鸡卵不合乎标准，质量很差，严重影响科研效果，甚至在某些疫病
实验一小鼠的基本实验操作 一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓拿、标记、给药(灌 胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血(眶后静脉丛,摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。 二、实验动物:昆明小鼠2只(1雌1雄) 三、实验步骤 1、抓取与固定,标记 2、去毛 3、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射 4、取血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法 5、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉 6、处死:脊椎脱臼法 7、解剖: 雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明) 雌性:双角子宫、卵巢 肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺 四、实验结果 1、抓取与固定标记: 抓取:抓小鼠的尾根部 固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇 指与食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指与无名指将尾巴固定在手掌面。并标记: 2、灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0、5ml 3、注射给药: 腹腔注射: 从下腹部的两侧进针 ,进针时针与腹部成45°。进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物 尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左手中指与拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0、5ml生理盐水。注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。 4、采血 从眼角内侧0、5cm处进针 眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。 5、麻醉: 0、5%氯胺酮腹腔麻醉:本小鼠重22g,按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功 6、处死: 脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死 7、解剖: 雄性:寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺 雌性:双角子宫、卵巢 3、7、2 肾上腺:米粒大小 胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状 3、7、4 ,胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明,
实验动物学重点整理 1大小鼠年龄、体重、寿命的比较数据？ 成年动物的年龄、体重和寿命比较 小鼠大鼠 成年日龄（天）65-90 85-110 成年体重（克）20-28 200-280 平均寿命（年）1-2 2-3 2动物实验的对照类型？ （一）空白对照： 不给任何措施的情况下观察动物自发变化的规律。家兔白细胞数每天上下午有周期性的生物钟变化。 （二）实验对照： 采用与实验组相同操作条件下对照，如给药实验中的溶媒（Nacl），手术，注射以及观察时的抚摩等都可以对动物发生影响。有人报告，针刺犬的人中穴对休克、心脏血液动力学有改变，但采用空白对照（不针刺）不够，应该设有针刺其它部位或穴部的实验对照。 （三）有效（标准）对照： 常用于药物研究。对一新药疗效可用一已知有效药或能引起标准反应药物做对照，可考核实验方法可靠性，又可通过比较，了解新药疗效和特点（普鲁卡因---对皮肤黏膜穿透力弱，用纳塞卡因---穿透力强，作用快、持久）。（四）配对对照： 同一个体不同眼睛比较对照期和实验期差异（左眼试验，右眼对照）；同一种动物后代分成左右两部分进行对照和实验以比较差异，此法可大大减少抽样误差。实验中可用同卵双胎或同窝动物。 （五）组间对照： 将实验对象分成两组或几组比较其差异。这种对照个体差异和抽样误差比较大，可用交叉对照方法以减少误差。观察某药物疗效可用两组犬先分别做一次实验和对照，再相互交换，以原实验组做对照组，原对照组做实验组重复第一次实验，观察疗效或影响，切记检查指标和条件要等同。 （六）历史对照与正常值对照： 此种对照要慎重，similar background ---条件、背景、指标和技术方法相同才进行对比，否则得出不恰当的甚至错误结论。 3转基因动物的概念、制备过程? 转基因动物： 用物理、化学、生物手段将确定外源基因通过生殖细胞或早期胚胎导入动物染色体，其基因组内稳定整合导入外源基因，能遗传给后代的一类动物,使其获得人类需要新功能。 技术程序：
田螺的解剖 姓名陈旭 中北学院生物技术 摘要：田螺属于软体动物门腹足纲，为淡水习见螺类，生活于湖泊，河流，水库，池塘及稻田内，以宽大的肌肉质足在水底爬行，尤其喜栖息在水草茂盛的水域，在我国分布甚广，为世界性分布。 关键词：齿、心室、闭管式循环、神经索、脑神经节、组神经节、侧神经节、脾神经节 正文：该螺壳大，薄而坚，黄褐色到深褐色，表面较光滑，壳高40-60mm，宽25-40mm，螺层6-7层。最小的螺层位于顶部，最大的螺层位于底部，螺层与螺层之间的界限为缝合线。圆田螺缝合线较深，螺层明显。壳口近卵圆形，厣角质，薄片状，梨形，具有同心圆花纹。它的头，足，内脏团等均可藏于壳内，以厣封住壳口。活动时，仅头，足可自壳内伸出。 解剖时，取一活体圆田螺，可通过其生殖腺的颜色来辨别螺的性别。田螺的头部较发达，头前端有一突出的吻，吻腹侧中央为口。吻基部两侧就是一对较长的触角。雄性的右触角粗短，为交配器官，雄性生
殖孔位于顶端，据此可区分雌雄。用镊子自体螺层开始，依次轻轻敲破螺壳，用镊子将虽壳片移去，将软体部剥离并分离各器官。 将解剖剪沿出水管插入，沿膜下淡黄色的鳃和暗褐色的肠管剪开外套膜，进行观察。在外套腔的左侧紧贴着外套膜，可见一栉状鳃，由一排三角形的小片组成，表面具纤毛，内有血管。当水流经入水管进入外套腔，鳃从水中摄取氧，将二氧化碳排于水中，气体交换后，水从出水管排出。用镊子可大致推出出水管很长，这可以保证将带有排遗物和排泄物的水远离入水管的地方。 头部最前端有口，口后为膨大的咽，内有齿舌。齿舌为软体动物特有的器官，它是由许多角质齿有规则的排列而成，似锉刀，每一排角质齿有中央齿一个，侧齿一到数对，缘齿一对或多对，齿舌之下有支撑齿舌的软骨为齿担，田螺以水生植物和藻类为食，摄取食物即靠齿舌和齿担在多束肌肉的控制下，作前后伸缩运动，以刮取食物。其齿式为2.1.1.1.2。 咽后是细长的食道，食道后为膨大的胃，胃后为管状的肠和直肠，肠扭转180度，折向前行，最后以肛门开口于外套腔内，出水孔附近。唾液腺有一对，位于食道与胃之间，有管入咽。肝为褐色，位于胃的周围，扭曲盘旋于内脏团的顶端。肝很发达，由分支的管状腺组成，有肝管通入胃，能分泌糖酶和蛋白酶，是圆田螺的主要消化腺。 在鳃的末端，胃的前方有一薄膜状的围心腔，用剪刀小心地剪开，可以看到里面的肌肉质心室与一壁薄的心耳，心室向前端发出一主动脉，然后分为两支。一支为前大动脉，分支后分别通入头，足，外套