生理学实验报告
姓名：陈思含
学号：U201312590
班级：生医卓越1301班
同组人：吴钊钊陈丽莎
目录
实验一、刺激频率对骨骼肌收缩的影响 (3)
一、实验目的及要求 (3)
二、实验原理 (3)
三、实验器材及药品 (3)
四、试验方法与步骤 (3)
五、实验结果及分析 (5)
六、实验总结 (6)
实验二、蛙离体心脏灌流 (7)
一、实验目的及要求 (7)
二、实验原理 (7)
三、实验器材及药品 (7)
四、试验方法与步骤 (7)
五、实验结果及分析 (8)
六、实验总结 (12)
实验四、家兔动脉血压的测定及某影响因素的观察 (13)
一、实验目的 (13)
二、实验原理 (13)
三．实验材料与器材 (13)
四．实验步骤 (14)
五．实验结果 (15)
六、实验小结 (17)
实验五、影响尿生成的因素 (18)
一、实验目的 (18)
二、实验原理 (18)
三、实验材料与器械 (18)
四、实验步骤 (18)
五、实验结果与分析 (19)
六、实验小结 (19)
实验六、家兔呼吸运动的调节 (20)
一、实验要求 (20)
二、实验原理 (20)
三．实验材料与器械 (20)
四．实验步骤 (20)
五、实验结果与分析 (21)
六、实验小结 (22)
后记 (23)
实验一、刺激频率对骨骼肌收缩的影响
时间：2015年9月19日星期六晚上
一、实验目的及要求
1.观察不同刺激强度对肌肉收缩的影响。
2.理解阈刺激、阈上刺激和最大刺激的概念，理解收缩张力对刺激强度曲线形成的机理。
3.观察不同刺激频率对肌肉收缩的影响，理解强直收缩的机理。
二、实验原理
肌肉受到一次阈上刺激而产生的一次收缩为单收缩，其过程可分为三个时相，即潜伏期、缩短期与舒张期。肌肉受到连续的阈上刺激时，如果刺激间隔小于单收缩的时程，相邻两单收缩的时相会出现融合，表现为强直收缩现象。如果表现为每次收缩的开始发生在上次收缩的舒张期，称不完全强直收缩，如果表现为每次收缩的开始发生在上次收缩的缩短期，称完全强直收缩。
实验用机械-电换能器将肌肉收缩的机械变化转变为点变化，在计算机实时分析系统描记肌肉收缩与动作电位，观察刺激强度和频率对骨骼肌的收缩的影响，掌握骨骼肌动作电位与机械收缩同步记录的方法及其基本波形的判断。
三、实验器材及药品
青蛙、蛙类手术器械一套、平板肌槽、引导电极、机械-电换能器、
四、试验方法与步骤
腓肠肌的单收缩与强直收缩记录：
1.制备蟾蜍的坐骨神经-腓肠肌标本。
①破坏脑、脊髓
取蛙一只，用自来水冲洗干净（勿用手搓）。左手握住蛙，使其背部向上，用大拇指或食指使头前俯(以头颅后缘稍稍拱起为宜)。右手持探针由头颅后缘的枕骨大孔处垂直刺入椎管。然后将探针改向前刺入颅腔内，左右搅动探针2～3次，捣毁脑组织。如果探针在颅腔内，应有碰及颅底骨的感觉。
再将探针退回至枕骨大孔，使针尖转向尾端，捻动探针使其刺入椎管，捣毁脊髓。此时应注意将脊柱保持平直。针进入椎管的感觉是，进针时有一定的阻力，而且随着进针蛙出现下肢僵直或尿失禁现象。若脑和脊髓破坏完全，蛙下颌呼吸运动消失，四肢完全松软，失去一切反射活动。此时可将探针反向捻动，退出椎管。如蛙仍有反射活动，表示脑和脊髓破坏不彻底，应重新破坏。
②剪除躯干上部、皮肤及内脏
用左手捏住蛙的脊柱，右手持粗剪刀在前肢腋窝处连同皮肤、腹肌、脊柱一并剪断（图3-1-2），然后左手握住蛙的后肢，紧靠脊柱两侧将腹壁及内脏剪去（注意避开坐骨神经），并剪去肛门周围的皮肤，留下脊柱和后肢。
③剥皮
一只手捏住脊柱的断端（注意不要捏住脊柱两侧的神经），另一只手捏住其皮肤的边缘，向下剥去全部后肢的皮肤。将标本放在干净的任氏液中。将手及使用过的探针、剪刀全部冲洗干净。
④分离两腿
用镊子取出标本，左手捏住脊柱断端，使标本背面朝上，右手用粗剪刀剪去突出的骶骨（也可不进行此步）。然后将脊柱腹侧向上，左手的两个手指捏住脊柱断端的横突，另一手指将两后肢担起，形成一个平面。此时用粗剪刀沿正中线将脊柱盆骨分为两半（注意勿伤坐骨神经）。将其中一半后肢标本置于盛有任氏液中备用，另一半放在蛙板上进行下列操作。
⑤辩认蛙后肢的主要肌肉
蛙类的坐骨神经是由第7、8、9对脊神经从相对应的椎间孔穿出汇合而成，行走于脊柱的两侧，到尾端（肛门处）绕过坐骨联合，到达后肢背侧，行走于梨状肌下的股二头肌和半膜肌之间的坐骨神经沟内，到达膝关节腘窝处有分支进入腓肠肌。
⑥游离坐骨神经和腓肠肌
用蛙钉或左手的两个手指将标本绷直、固定。先在腹腔面用玻璃分针沿脊柱游离坐骨神经，然后在标本的背侧于股二头肌与半膜肌的肌肉缝内将坐骨神经与周边的结缔组织分离直到腘窝，但不要伤及神经，其分支待以后用手术剪剪断。同样用玻璃分针将腓肠肌与其下的结缔组织分离并在其跟腱处穿线、结扎。
⑦剪去其它不用的组织，操作应从脊柱向小腿方向进行。
(a) 剪去多余的脊柱和肌肉
将后肢标本腹面向上，将坐骨神经连同2～3节脊椎用粗剪刀从脊柱上剪下来。再将标本背面向上，用镊子轻轻提起脊椎，自上而下剪去支配腓肠肌以外的神经分支，直至腘窝（图3-1-5A），并搭放在腓肠肌上。沿膝关节剪去股骨周围的肌肉，并将股骨刮净，用粗剪刀剪去股骨上端的1/3（保留2/3），制成坐骨神经-小腿的标本。
(b) 完成坐骨神经腓肠肌标本
将脊椎和坐骨神经从腓肠肌上取下，提起腓肠肌的结扎线剪断跟腱。用粗剪剪去膝关节以下部位，便制成了坐骨神经-腓肠肌标本。
⑧检验标本
用镊子夹持坐骨神经中枢端，如腓肠肌发生迅速而明显的收缩，说明标本的兴奋性良好。标本浸入
盛有任氏液的培养皿中备用。
2.将坐骨神经-腓肠肌标本的股骨部分插入肌槽的固定孔内，拧紧固定螺丝，将坐骨神经放在电极
上，将跟腱上的结扎线与张力换能器相连。
3. 用BL - 420 生物机能实验系统记录单收缩和强直收缩，步骤如下：
（1）将张力换能器在肌槽的上方与肌槽平行地圈定于铁支架上，将标本上的结扎线缚于张力换能器悬梁臂上，将换能器输出插头连于BL - 420 生物机能实验系统。
（2）将BL - 420 生物机能实验系统的输出电极连于肌槽电极上。选择采样频率、显示方式、显示通道、时间常数、高频滤波，记录时选择刺激标记。
（3）选择单刺激方式，合适的刺激强度、刺激时间、扫描速度、纵向放缩和刺激标记，记录单收缩曲线。
（4）选择连续刺激方式，参考单刺激的刺激强度、刺激时间、纵向放缩、刺激标记，调节刺激时间间隔和扫描速度，分别记录不完全强直收缩曲线和完全强直收缩曲线。
（5）将记录曲线保存。
五、实验结果及分析
实验记录图片如下：
分析：
在一定范围内，随着刺激强度的增加，骨骼肌的收缩强度也随着增加。
当刺激的频率很慢时，肌肉的每一次收缩是独立的，彼此分开的，即单收缩。随着刺激频率的加快，前次刺激引起的收缩还未完全舒张时，新的刺激已到达肌肉，于是肌肉在自身尚处于一定程
当阈上刺激频率进一步加快时，前一次刺激引起的收缩还未到达顶点时，新的刺激已到达肌肉，于是肌肉在此基础上产生新的收缩，形成收缩力的叠加，曲线的锯齿形消失，即为完全强直性收缩。
六、实验总结
本次为第一次实验，晚上周六补的，第一次做实验时，心里还是挺激动的，同时也特别认真的把青蛙解剖了之后做了标本，看到实验成功时自己还是特别开心的。我自己觉得，做实验就是要胆大心细才能以最好的状态最快的速度做出结果，同时也要对生命怀着一种敬畏之情，每一个生命存在都是有意义的，我们要发挥它们存在的意义就好好好认真的做实验。本次实验，就学会了蛙腓肠肌标本的制作。
实验二、蛙离体心脏灌流
时间：2015年9月19日星期六晚晴
一、实验目的及要求
1. 学习两栖类动物离体心脏的灌流方法，掌握斯氏（Straub）插管法，了解八木氏插管法。
2. 证明心肌具有自动节律性收缩的生理特性。
3. 观察Na+、Ca2+ 、K+、肾上腺素、乙酰胆碱对心脏活动的影响。
4. 理解内环境各种理化因素的相对恒定对于细胞进行正常生命舌动的重要意义。
二、实验原理
心脏离体后，仍能有节律地自动收缩、舒张，此为心肌的自动节律性。两栖类动物的心脏没有冠状动脉，心肌细胞直接从心腔中的血液中获得营养物质和氧气，因而可用斯氏插管法或八木氏插管法进行离体心脏灌流。灌流液的成分应同动物内环境的成分基本一致，用于两栖类动物心脏的灌流液为任氏液。始终有任氏液灌流于心腔，离体心脏可长时间地活动，改变灌流液的成分，则可引起心脏活动的改变。
三、实验器材及药品
牛蛙，蛙心套管（斯氏套管或八木氏套管），套管夹，支架，双凹夹，滑轮，烧杯，常用手术器械，蛙板，蛙心夹，微机记录系统或二道记录仪，张力传感器，滴管，小烧杯，纱布，棉线，任氏液，0. 65% NaCl , 5% NaCl ,2% CaCl2 , 1% KCl, 1/5000肾上腺素，1/ 10000 乙酰胆碱。
四、试验方法与步骤
1. 暴露心脏
取一只牛蛙，用探针破坏脑和脊髓。双毁髓后，将其仰卧于蛙板上，按实验25的方法暴露心脏。在腹面可以看到一个心室，其上方有两个心房。心室右上角连着一个动脉干，其根部膨大为动脉圆锥。动脉干向上分成左、右两支主动脉。用玻璃针从动脉干背部穿过，将心脏翻向头侧。在心脏背面两心房下面，有一个呈紫红色的膨大部分，为静脉窦，是两栖类动物心脏的起搏点。静脉窦前连左、右前腔静脉，后连一个后腔静脉；后腔静脉近窦处，有左、右肝静脉汇入。
2. 离体心脏制备
1) 动脉切口：在动脉干分支处下方穿过一线，并打一活结留作固定套管用。在左主动脉下方穿过一线，稍离动脉干分支处结扎。左手提起左主动脉上的结扎线，右手用眼科剪在结扎线下方近动脉
圆锥处、沿向心方向将左主动脉壁剪一“V”斜口。
2）套管人室：取一尖端大小适宜的斯氏蛙心套管，加入少量任氏液，达套管内2-3 cm 高度即可。左手用小镊子夹住切口缘，轻轻上提，使切口扩大；右手持蛙心套管，自切口处插入动脉圆锥。然后，左手持左主动脉上的结扎线向后拉，右手推送蛙心套管，使之进入动脉圆锥。当套管尖端到达动脉圆锥基部时，应将套管稍稍后退，使尖端向动脉圆锥的背部后下方及心尖方向推进。在心室收缩时，将套管经主动脉瓣间隙插人心室腔内。进人心室后，血液冲入套管，并使液面随心脏波动而上下移动。如果套管没有顺利插入心室，应改变方向慢慢试插，不可蛮用力。如果套管已插入心室，应注意不可插的过深，以免心室壁堵住套管口。
3）固定套管：
待套管尖端插入心室后，轻轻提起备用线，将左、右主动脉连同插入的套管用双结扎紧，再将结扎线固定在套管的小玻璃钩上，以防标本滑脱。用滴管吸去套管中的血液，更换新鲜任氏液。4）游离心脏：
先将结扎线上方的左、右主动脉剪断。然后轻轻提起套管和心脏，看清静脉窦的位置。于静脉窦下方剪断所有的组织，使心脏离体。在结扎和剪断时，切勿损伤静脉窦。用任氏液反复冲洗心室内的余血，使套管内的灌流液中不再有残留的血液。套管内任氏液液面高度应尽量保持一致，控制在2 cm左右较为适宜。
5）固定蛙心标本
将插好离体心脏的套管固定在支架上，用蛙心夹夹住少许心尖部的肌肉。为了不使灌流液滴到传感器上，将蛙心夹上的系线绕过一个定滑轮与张力传感器相连。
6）开启仪器
打开计算机采集系统，接通张力传感器输入通道。从显示器的“设置”菜单弹出“设计实验标记”对话框，选择“蛙心灌流”后，再从“实验项目”的“循环实验”中，选定“蛙心灌流”实验。7）实验记录
（1）记录正常心搏曲线。
（2）改用0. 65 % NaCl溶液灌流，并作好加药标记，观察心搏变化。待曲线出现明显变化时，立即吸去套管中的灌流液，同时做好冲洗标记，并用新鲜任氏液清洗2-3 次，待心搏恢复正常。（3）同法向套管内加入1-3滴2% CaCl2溶液，观察并记录心搏的变化。当出现明显变化时，立即更换任氏液，待心搏恢复正常（如果恢复迟缓，可反复冲洗）。
（4）向套管中加入2 滴1% KCl 溶液，记录心搏曲线变化。当心搏曲线变化时同法更换灌流液，待心搏恢复正常。
（5）同法记录套管中加人1-2滴肾上腺素溶液(1/5000）后心搏曲线的变化。
（6）同法记录套管中加人1-2滴乙酰胆碱溶液(1/10000）后的心搏曲线的变化。
五、实验结果及分析
实验图片如下：
图一、用0. 65 % NaCl溶液灌流：
图二2% CaCl2溶液
图三、1% KCl 溶液
图四、肾上腺素溶液
图五、乙酰胆碱溶液
根据上述图片分析：
1.蛙的正常心搏曲线是有稳定频率和强度的曲线，节律稳定；
2.加入NaCl溶液，细胞外液Ca2+浓度下降胞内Ca2+浓度减少，心肌的收缩能力降低，使收缩幅度减少，收缩频率减弱。
0.65%NaCl对蛙来说是等渗的溶液，完全置换任氏液后，细胞外的Ca+浓度。K离子浓度大大下降，无法维持胞内高K+的状态，使得静息电位进一步增大，出现超极化，细胞需要更高的时间到
达阀值，因此心率下降。
3. 加入CaCl2溶液，细胞外液Ca浓度升高，细胞兴奋时内流ca增加，心肌收缩力增强，收缩频率增强。
正常心率细胞Ca+在胞外和终末池内浓度较低，由于加入CaCl2后，保外高离子浓度升高，使
得细胞媚外浓度差上升，更多的Ca+进入细胞内，静息电位上升，自动去极化的时间缩短，心率加快，另外更多Ca+的与肌高蛋白结合，加强了肌肉收缩能力。
4. 细胞外K升高，K与Ca在细胞膜上有竞争性抑制，K抑制细胞膜对Ca转运导致进入细胞内Ca
降低，心肌的兴奋收缩联过程减弱，心肌收缩力减弱。
细胞外的K+升高时，细胞膜对K+的通透性增强，心室肌细胞复极化过程加快，平台期说缩短，不应期也说缩短。对心肌细胞说所功能有所抑制作用，减弱了心肌收缩能力。
5. 肾上腺素使得心肌收缩增强，收缩频率增加。
肾上腺素会与心肌细胞膜上的β1受体结合后。提高了细胞膜对Ca+的通透性，如加入了CaCl2一样可使心率加快，肌收缩能力加强。
6. 乙酰胆碱可直接抑制Ca离子通道导致Ca离子内流降低，心肌收缩减弱。
心肌收缩力减弱，心肌传导速度减慢，心率减慢。其原因为：乙酰胆碱能与心肌细胞膜的M 受体结合，提高了心肌细胞对钾离子的通透性，导致钾离子外流，静息电位绝对值升高，需要更多的时间到达阈值电位，因此心率变慢。另外乙酰胆碱可以抑制钙离子的内流，这样胞内钙离子减少，心肌收缩减弱
六、实验总结
通过这次实验，学会了如何制作离体心脏。学会了用重力测试传感器测量数据，以及了解了几种不同的药物对蛙心脏的影响。
实验四、家兔动脉血压的测定及某影响因素的观察
2015年11月13日星期五晴
一、实验目的
1. 学会辨认家兔颈部颈总动脉、迷走神经、交感神经、减压神经。
2. 学会颈总动脉插管、直接测定和记录动脉血压的急性实验方法。
3. 观察影响动脉血压的几种因素。
二、实验原理
在正常生理情况下，心血管活动受神经、体液和自身机制的调节。心脏受交感神经和副交感神经的支配。心交感神经兴奋时，使心率加快、心肌收缩力加强，心内兴奋传导加快，心输出量增加、动脉血压升高。心迷走神经兴奋时，使心率减慢、心房肌收缩力减弱、房室传导减慢，从而使心输出量减少、动脉血压下降。在神经调节中以颈动脉窦-主动脉弓的减压反射尤为重要，当动脉血压升高时，压力感受器发放冲动增加，通过中枢反射性引起心率减慢、心肌收缩力减弱、心输出量下降、血管舒张和外周阻力降低，使血压降低。反之，当动脉压下降时，压力感受器发放冲动减少，神经调节过程又使血压回升。支配血管的交感缩血管神经兴奋时，使血管收缩、外周阻力增加、动脉血压升高。
家兔的压力感受器的传入神经在颈部从迷走神经分出，自成一支，称为减压神经，其传入冲动随血压变化而变化。
心血管活动还受肾上腺素和去甲肾上腺素等体液因素的调节。它们对心血管的作用既有共性，又有特殊性。关键取决于心、血管壁上哪一种受体占优势。肾上腺素对α与β受体均有激活作用，去甲肾上腺素主要激活α受体而对β受体作用很小，因而使外周阻力增加，动脉血压升高，但对心脏的作用要比肾上腺素弱。
三．实验材料与器材
家兔（体重1.5-2.5 kg），保温兔手术台，常用手术器械，压力换能器，BL - 420生物机能实验系统，双凹夹，气管插管，动脉套管，动脉夹，保护电极，纱布，棉球，丝线，注射器，生理盐水，3.8%柠檬酸钠，3%戊巴比妥钠，肾上腺素(1/ 10000）
四．实验步骤
1. 麻醉
取家兔一只，耳缘静脉注射戊巴比妥钠约15ml（配制浓度3%，用量30mg/ kg体重）。注射时速度要慢，并注意观察动物情况。当动物四肢松软，呼吸变深变慢，角膜反射迟钝时，表明动物已被麻醉，即可停止注射。
2. 固定与剪毛
将动物背位固定定于手术台上，剪去颈部手术野的被毛，即可进行手术。
3. 气管插管
紧靠喉头下缘，沿颈部正中线作一皮肤切口，长5-7 cm，用止血钳分离皮下结缔组织，首先看到胸锁乳突肌。再向下分离，使露出胸骨甲状肌和紧贴于气管上的胸骨舌骨肌。然后，用止血钳在正中线将胸骨舌骨肌分离，暴露出气管。于已暴露的气管下面用镊子穿一丝线，打一活结。在喉头下2-3cm 处作一“T”形切口，将与气管口径相近的气管插管向心方向插入气管中并用线结扎，并将余线固定于气管插管的分叉处，以防气管插管松脱。
4. 分离颈部血管、神经
在颈部，颈总动脉与迷走神经、交感神经、减压神经被结缔组织膜束在一起，形成血管神经束，位于气管外侧，其腹面被胸骨舌骨肌和胸骨甲状肌所覆盖。用止血钳分离上述肌肉之间的结缔组织，然后用左手拇指和食指轻轻捏住分离的肌肉和皮肤，稍向外翻，即可将血管神经束翻于食指之上，然后用弯头止血钳或玻璃针分离颈总动脉外的结缔组织膜，将动脉分离约4 cm 长，即可穿线备用。
注意：①在分离及穿线时，切勿伤及其下的神经。②在颈总动脉近甲状腺处有甲状腺前动脉，分离时应稍靠其下，以免损伤。用同样方法分离出另一侧颈总动脉，穿线备用。
轻轻提起右侧颈总动脉下的备用线，即可清楚看到3条粗细不同的神经：迷走神经最粗，呈白色，一般位于外侧，易于识别交感神经较细，略呈灰色，一般位于内侧，并用夹子夹住；减压神经最细，呈白色，一般位于迷走神经和交感神经之间。识别准确后，用玻璃解剖针沿纵向小心分离其外的结缔组织膜，一般先分离减压神经，然后再分离交感神经和迷走神经。神经由周围组织中分离出2 cm 左右即可穿线备用。手术完毕后，用蘸有温热生理盐水的纱布覆盖创面。
5. 插入动脉套管
在分离出来的左侧颈总动脉的远心端（尽可能靠头端），用丝线将动脉结扎。在颈总动脉之近心端处，用动脉夹将动脉夹住。于两者之间另穿一线，打一活结。在紧靠结扎处的稍后方用眼科剪在动脉上沿向心方向作一斜形切口（注意：切口大小约为管径的一半）。将准备好的动脉套管由切
口插人动脉管内，用备用线将套管尖端固定于动脉管内，并将余线结扎于套管的侧管上，以免滑脱。
动脉套管固定好后，经液压系统连压力换能器→生理信号记录系统，记录正常血压曲线（注意：压力换能器内应预先用注射器经三通管充满3.8%的柠檬酸钠）。
6. 观察项目
待血压稳定后，即可进行下列各项实验观察。每项实验进行前，都应先记录一段血压曲线作为对照，然后给予药物或刺，连续记录和观察结果。
（1）回拉颈动脉，观察血压变化，分析其原因。
（2）提起右侧颈总动脉的备用线，以动脉夹夹闭10-15 s ，观察血压变化，分析其原因。
（3）耳缘静脉注人1/10000 的肾上腺素0. 3ml，观察血压变化。
五．实验结果
图一、正常：
图二、回拉颈动脉
图三、关闭右侧颈动脉
图四、注射肾上腺素
六、实验小结
通过本次实验，我对呼吸系统有了更深的理解。并且学会了气管插管和动脉血压测量的方法。
实验五、影响尿生成的因素
2015年11月16日周一晚
一、实验目的
1. 学会用输尿管插管法记录尿量。
2. 观察几种因素对尿生成的影响。
二、实验原理
尿的生成包括3个过程：即肾小球的滤过作用（血尿屏障）、肾小管和集合管的重吸收作用以及肾小管和集合管的分泌作用。因此，凡影响这3个过程的因素，均可影响尿的生成而引起尿量的改变。其中，肾小球的滤过作用和机体血压的变化关系密切，因此影响血压的一些因素常直接或间接的影响尿的生成。
尿液的收集可用输尿管插管或膀脱插管；生成尿量的多少，可用单位时间（如1min）内的尿滴数或ml数表示。
三、实验材料与器械
家兔，兔手术台，哺乳类常用手术器械，生理信号采集系统，医用静脉输液装置，双凹夹，气管插管，纱布，脱脂棉球，丝线，注射器(1 mL、5ml 、10 ml 、20 ml)，生理盐水，3%戊巴比妥钠，利尿剂，输尿管插管等。
四、实验步骤
1. 实验前准备
让家兔在实验前大量饮水或进食蔬菜等含水最大的食物。
2. 麻醉与固定
耳缘静脉缓慢注射戊巴比妥钠麻醉，待动物麻醉状态稳定后背位固定于手术台上，剪去颈部和下腹部手术野的被毛，即可进行手术。
3. 手术
（1）气管插管：方法同“实验28 家兔动脉血压的测定及影响因素的观察”。
（2）在下腹部正中线作长约4 cm 的皮肤切口，沿腹白线切开腹壁，用手轻轻将膀胱移出腹腔。
（3）输尿管插管：当膀脱处于充盈状态时，比较易于辨认输尿管的解剖位置，故应在插管前先认清膀胱和输尿管的解剖位置关系。
输尿管插管：认清输尿管进入膀胱的部位后，细心地分离出一侧输尿管。先在靠近膀胱处穿线结扎，再在离此结扎线约2 cm 处穿一条线，用眼科剪在管壁上剪一斜向肾侧的小切口，插入充满生理盐水的输尿管插管（可用细聚乙烯管自己制作），用线结扎固定。观察尿液产生的速度。
4. 观察项目
待尿流量稳定后，进行下列各项实验观察。每项实验进行前，都应先记录一段正常尿量作为对照，然后给予药物，连续记录和观察结果。
（1）首先记录正常尿量。
（2）耳缘静脉快速注入20 ml 生理盐水，观察尿量（1 min 为单位）的变化。
（3）耳缘静脉注人速尿（呋塞米）1 ml 观察尿量的变化。
五、实验结果与分析
记录1 min 正常尿量较少，较慢。
耳缘静脉快速注入20 ml 生理盐水，尿量增大。
耳缘静脉注人速尿（呋塞米）1 ml 观察尿量明显加快，加大。
六、实验小结
通过此次试验，观察到了兔的尿液产生的路径，以及影响尿液产生量的因素。