实验动物大鼠的抓取方法
一、准备工作
由于大鼠的性情凶猛，所以在抓大鼠之前应该做好以下几点。
1. 自我保护：抓大鼠前手套一定要带，其实防咬作用不大，主要是为了避免污染。因此我们一般棉麻手套外层还加一层PE手套。
2. 大鼠安慰：在抓取大鼠前先用戴手套的手，抚摸大鼠的颈部，使大鼠对实验者的恐惧感消失。
3. 心理安慰: 大鼠在一般情况下也是比较温顺的，但是实验者尤其女生看到或者接触到就会有恐惧心理，所以实验者要调整好自己的心态，努力使自己对大鼠产生感情。
二、介绍几种抓取大鼠的方法
1. 用拇指和食指直接把大鼠的尾巴提起，不要让大鼠悬空过久，让它们前爪搭在鼠笼上，后肢提起，大鼠为了维持平衡就会拼命抓住鼠笼，实验者就可以进行给予腹腔麻醉注射和其他注射。
2. 张开左手虎口，迅速将拇指、食指插入大鼠腋下，虎口向前，其余三指及掌心握住大鼠身体中段，并将其保持仰卧位，调整左手拇指位置，紧压在下颌骨上，注意不要过紧。
3. 从笼盒中将大鼠尾部抓住并提起，放在表面粗糙的物体上，轻轻向后拉鼠尾，在大鼠向前挣脱时，用左手拇指和食指抓住两耳和颈部皮肤，无名指、小指和手掌心夹住背部和尾部，但是要注意不要用力过大以至于将大鼠窒息死亡。
4. 为了减少徒手抓取损伤的发生率及降低动物的非实验应激反应，现设计了一种大鼠抓取与固定的工具，制作简单，操作方便，能保证腹腔、肌肉及尾静脉注射等操作的顺利进行。首先拿一个子宫颈钳（直头），用纱布将子宫钳钳口缠绕起来，使得钳口的锋利度降低，避免伤到大鼠并且能够降低大鼠的疼痛，右手大拇指和食指持子宫颈钳缓慢的放到大鼠的臀部上下移动降低大鼠的警觉性，使大鼠恐惧感降低或消失，然后将子宫颈钳口放在两耳和颈部之间，抓住两耳和颈部皮肤不要松开将大鼠提起，用左手把大鼠的尾巴提起，将尾巴放在右手的手掌心用无名指、小指压住同时将大鼠的一只后腿也压在无名指和小指下，但是要注意在拉大鼠尾巴的时候要把将大鼠尾巴与身体在同一条直线上，使得大鼠不再
移动，在这一过程中实验者动作要轻，尽量避免动作过快过猛而引起大鼠的恐慌，不要松手就可以进行注射、灌胃等实验操作；在实验过程中要注意观察子宫颈钳口是否有滑脱现象，如果发现此现象将右手松开，再次用上述方法抓取。
三、实验后处理工作
实验结束后实验者应用戴手套手抚摸大鼠，使大鼠在实验中产生的恐慌感降低或消除，同时进行大鼠护理，使得下一次顺利抓取大鼠。
第２３卷第２期化 学 研 究中国科技核心期刊２０１２年３月ＣＨＥＭＩＣＡＬ ＲＥＳＥＡＲＣＨ ｈｘｙｊ＠ｈｅｎｕ．ｅｄｕ．ｃｎ 雄黄染毒后大鼠脑组织中氨基酸类神经递质含量的变化 霍韬光，畅 蓓，李维凯，杨卉蕾，张颖花，姜 泓＊ （中国医科大学公共卫生学院，辽宁沈阳１１０００１） 摘 要：研究了雄黄对大鼠脑组织氨基酸类神经递质含量的影响．将３２只Ｗｉｓｔａｒ大鼠随机分为对照组（０．５％ ＣＭＣ－Ｎａ）以及低剂量（０．３ｇ／ｋｇ）、中剂量（０．９ｇ／ｋｇ）、高剂量（２．７ｇ／ｋｇ）雄黄染毒组，通过连续灌胃给予雄黄混 悬液两周．采用高效液相色谱－柱前衍生化法测定了大鼠脑组织中氨基酸类神经递质含量的变化．结果表明，与 对照组比较，低剂量组大鼠脑组织中丝氨酸、甘氨酸和γ－氨基丁酸含量明显增加．中、高剂量组大鼠脑组织中同 型半胱氨酸、谷氨酰胺、丝氨酸和天冬氨酸含量明显比对照组的低．总体而言，雄黄可对大鼠脑组织氨基酸类神 经递质产生影响，氨基酸类神经递质可能是雄黄毒性作用的靶点之一． 关键词：雄黄；大鼠；脑组织；氨基酸类神经递质 中图分类号：Ｏ ６１３．６３文献标志码：Ａ文章编号：１００８－１０１１（２０１２）０２－００８７－０４ Ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｒｅａｌｇａｒ ｏｎ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｎｅｕｒｏｔｒａｎｓｍｉｔｔｅｒｓ ｉｎ ｂｒａｉｎ ｔｉｓｓｕｅｓ ｏｆ ｒａｔｓ ＨＵＯ Ｔａｏ－ｇｕａｎｇ，ＣＨＡＮＧ Ｂｅｉ，ＬＩ Ｗｅｉ－ｋａｉ，ＹＡＮＧ Ｈｕｉ－ｌｅｉ， ＺＨＡＮＧ Ｙｉｎｇ－ｈｕａ，ＪＩＡＮＧ Ｈｏｎｇ＊ （Ｃｏｌｌｅｇｅ ｏｆ Ｐｕｂｌｉｃ Ｈｅａｌｔｈ，Ｃｈｉｎａ Ｍｅｄｉｃａｌ Ｕｎｉｖｅｒｓｉｔｙ，Ｓｈｅｎｙａｎｇ１１０００１，Ｌｉａｏｎｉｎｇ，Ｃｈｉｎａ） Ａｂｓｔｒａｃｔ：Ｔｈｅ ｅｆｆｅｃｔ ｏｆ ｒｅａｌｇａｒ ｏｎ ｔｈｅ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｎｅｕｒｏｔｒａｎｓｍｉｔｔｅｒｓ ｉｎ ｂｒａｉｎ ｔｉｓｓｕｅｓ ｏｆ ｒａｔｓ ｗａｓ ｉｎｖｅｓｔｉｇａｔｅｄ．３２Ｗｉｓｔａｒ ｒａｔｓ ｗｅｒｅ ｒａｎｄｏｍｌｙ ｃａｔｅｇｏｒｉｚｅｄ ｉｎｔｏ ｃｏｎｔｒｏｌ，ｌｏｗ ｄｏｓａｇｅ， ｍｏｄｅｒａｔｅ ｄｏｓａｇｅ，ａｎｄ ｈｉｇｈ ｄｏｓａｇｅ ｒｅａｌｇａｒ ｔｒｅａｔｅｄ ｇｒｏｕｐｓ．Ｔｈｅ ｒｅａｌｇａｒ ｔｒｅａｔｅｄ ｇｒｏｕｐｓ ｗｅｒｅ ｔｒｅａｔｅｄ ｗｉｔｈ ｒｅａｌｇａｒ ｂｙ ｇａｓｔｒｉｃ ｐｅｒｆｕｓｉｏｎ ａｔ ａ ｄｏｓａｇｅ ｏｆ ０．３ｇ／ｋｇ，０．９ｇ／ｋｇ，ａｎｄ ２．７ｇ／ｋｇ，ａｎｄ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ ｇｒｏｕｐ ｗｅｒｅ ｏｒａｌｌｙ ｇｉｖｅｎ ｔｈｅ ｓａｍｅ ｖｏｌｕｍｅ ｏｆ ０．５％ｓｏｄｉｕｍ ｃａｒｂｏｘｙｍｅｔｈｙｌｃｅｌｌｕｌｏｓｅ （ＣＭＣ－Ｎａ）ｆｏｒ ２ｗｅｅｋｓ．Ｔｈｅ ｃｏｎｔｅｎｔ ｏｆ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｎｅｕｒｏｔｒａｎｓｍｉｔｔｅｒｓ ｉｎ ｔｈｅ ｂｒａｉｎ ｔｉｓｓｕｅｓ ｏｆ ｔｈｅ ｒａｔｓ ｗａｓ ｄｅｔｅｒｍｉｎｅｄ ｂｙ ｍｅａｎｓ ｏｆ ｈｉｇｈ ｐｅｒｆｏｒｍａｎｃｅ ｌｉｑｕｉｄ ｃｈｒｏｍａｔｏｇｒａｐｈｙ ｉｎ ａｓｓｏｃｉａｔｉｏｎ ｗｉｔｈ ｐｒｅｃｏｌｕｍｎ ｄｅｒｉｖａｔｉｚａｔｉｏｎ．Ｒｅｓｕｌｔ ｓｈｏｗｓ ｔｈａｔ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ｓｅｒｉｎｅ，ｇｌｙｃｉｎｅ ａｎｄγ－ａｍｉｎｏｂｕｔｙｒｉｃ ａｃｉｄ ｉｎ ｌｏｗ ｄｏｓｅ ｒｅａｌｇａｒ ｔｒｅａｔｅｄ ｇｒｏｕｐ ａｒｅ ｓｉｇｎｉｆｉｃａｎｔｌｙ ｅｌｅｖａｔｅｄ ａｓ ｃｏｍｐａｒｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ ｇｒｏｕｐ；ｗｈｉｌｅ ｔｈｅ ｌｅｖｅｌｓ ｏｆ ａｓｐａｒｔａｔｅ，ｈｏｍｏｃｙｓｔｅｉｎｅ，ｇｌｕｔａｍｉｎｅ ａｎｄ ｓｅｒｉｎｅ ｉｎ ｍｏｄｅｒａｔｅ ａｎｄ ｈｉｇｈ ｄｏｓｅ ｒｅａｌｇａｒ ｔｒｅａｔｅｄ ｇｒｏｕｐｓ ａｒｅ ｏｂｖｉｏｕｓｌｙ ｄｅｃｒｅａｓｅｄ ａｓ ｃｏｍｐａｒｅｄ ｗｉｔｈ ｔｈｅ ｃｏｎｔｒｏｌ ｇｒｏｕｐ．Ｉｎ ｏｎｅ ｗｏｒｄ，ｒｅａｌｇａｒ ｈａｓ ｅｆｆｅｃｔ ｏｎ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｎｅｕｒｏｔｒａｎｓｍｉｔｔｅｒｓ ｉｎ ｂｒａｉｎ ｔｉｓｓｕｅｓ ｏｆ ｒａｔｓ，ａｎｄ ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｎｅｕｒｏｔｒａｎｓｍｉｔｔｅｒ ｍａｙ ｂｅ ｏｎｅ ｏｆ ｔｈｅ ｔｏｘｉｃ ｔａｒｇｅｔｓ ｏｆ ｒｅａｌｇａｒ． Ｋｅｙｗｏｒｄｓ：ｒｅａｌｇａｒ；ｒａｔ；ｂｒａｉｎ ｔｉｓｓｕｅｓ；ａｍｉｎｏ ａｃｉｄ ｎｅｕｒｏｔｒａｎｓｍｉｔｔｅｒｓ 雄黄为硫化物类矿物，作为药用在我国已有上千年的历史，主要成分为二硫化二砷（Ａｓ２Ｓ２）［１］．近些年， 收稿日期：２０１１－０７－２３． 基金项目：国家自然科学基金（８１０７３１４４）；辽宁省自然科学基金（２００９２１３３）；辽宁省教育厅高等学校科研资助项目（Ｌ２０１０７０８）． 作者简介：霍韬光（１９８３－），女，讲师，博士，研究方向：含重金属矿物药毒作用机制研究．＊通讯联系人．
姓名：薛桂凤学号：132015200300 实验报告（二） 一、实验目的： 1.掌握大鼠的抓取和固定。 2.掌握大鼠的编号与标记方法。 3.掌握大鼠的常用实验方法。 4.掌握大鼠的常用麻醉方法。 5.掌握大鼠的安死术。 6.掌握大鼠的釆血方法。 7.了解小鼠的采尿、粪的方法。 8.了解小鼠各种脏器标本的采集方法。 二、实验器材：SD大鼠、电子称、手套、实验托盘、固定板、烧杯、注射器（3支）、 剪刀、镊子、灌胃针头、毛细管、酒精棉球、5%水合氯醛、生理盐水 三、实验内容 1.抓取：两种方法。第一种方法：右手食指和中指夹住大鼠颈部，使其头部固定，右 手拇指及无名指分别在大鼠前爪下抓住大鼠身体。第二种方法类似单手抓取小鼠的 方法，用右手拇指及其余四指并捏住大鼠颈部背部皮肤。 2.称重：小鼠放在烧杯中称重（去除烧杯重量），记录小鼠体重210g。 3.鉴别大鼠性别：观察生殖器雄性大鼠的阴囊非常明显。 4.编号：染色法：逆毛方向涂上有色斑点，顺序由左到右，由上向下，用两种颜色 可标记99只动物。 5.给药： （1）皮下注射小于1ml/100g（俯卧固定，左手拇指和食指捏住皮肤提起，右手持针沿纵轴方向刺入皮肤，阻力消失后回抽无血注入药物，拔针）（2）皮内注射小于0.1ml （麻醉后进行，先备皮）（俯卧固定，与皮肤平行刺入捏起的皮肤，阻力大，注射药物局部有皮丘后停留片刻后拔针）（3）腹腔注射0.01-0.02ml/g（仰面固定，在腹正中线两侧腹股沟平行的位置30-45°进针，挑起皮肤和肌肉，回抽无血，注药） （4）灌胃1-2ml/100g （大鼠固定身体呈一条直线，灌胃针头顺着上颚插入咽部，先少量注药证明未入气管后继续给药） 6.釆血：尾尖釆血法、眼眶静脉丛釆血法、心脏釆血法(麻醉后) 。 7.大鼠的采尿、粪的方法 （1）少量采集：在抓取固定时受到刺激排出少量尿液和粪便 （2）长期大量采集：使用代谢笼 8.麻醉：根据大鼠体重计算麻醉药物用量5%水合氯醛按300mg/kg，给药，计算药 量为 1.26ml，ip 麻醉小鼠，观察小鼠麻醉期。 (1)全身麻醉的第一期（随意兴奋期）：出现运动和运动失调；35秒 (2)全身麻醉的第二期（不随意兴奋期）：是由意识完全丧失至深而规则的自动 呼吸开始时止;2分30秒 (3)全身麻醉的第三期：角膜反射由迟钝渐趋消失，翻正反射消失，疼痛反射 消失； 9.安死术：颈椎脱臼法：用左手按住动物的头部于实验台上，右手抓住尾根部，快速、 不间断地向后、略向上使劲拉，以致脊椎脱臼，脊髓与脑干断离而死亡。 10.解剖：观察大鼠的脏器解剖结构
原代新生大鼠心肌细胞的分离与培养 1.动物与仪器 1.1实验动物：选择出生第2 d的SD乳鼠,雌雄不拘。 1.2主要仪器与试剂:二氧化碳培养箱，Olympus倒置显微镜，超净工作台，低速自动平衡离心机,恒温磁力搅拌器；DMEM 培养基、胎牛血清、胰蛋白酶、D-Hank′s 液、溴脱氧尿核苷、小鼠抗大鼠Sarcomerie actin 单抗；山羊抗小鼠IgG。 2.方法 2.1心肌细胞的分离：取第2 d的SD乳鼠，无菌条件下开胸取心尖部，用预冷的D-Hank′s 液洗涤3遍，将心脏剪成约1mm3大小；用0.0625％的胰酶在37℃恒温磁力搅拌器中消化心肌组织，消化过程中采用分次消化时间(5min×5次,6min×5次,7min×5次,8min×5次)，第一次消化后自然沉淀并弃上清，以后自然沉淀后取上清；每次分离的上清液加等量含10％胎牛血清的DMEM培养液轻轻吹打制成细胞悬液，1 000 r/min离心10 min，重复3次。 2.2心肌细胞的培养:细胞悬液放CO2培养箱培养90min后，采用差速贴壁分离技术,吸收培养瓶中的细胞悬液，调整细胞浓度为5.0×105细胞/mL，将单细胞悬液接种于培养板中，前3 d滴入Brdu使其终浓度为0.1mmol/L，并继续培养；24h后换液,以后隔日换液。 2.3心肌细胞搏动率的观察:在倒置显微镜下观察第1 d至第7 d心肌细胞的生长状态、形态变化，并摄像记录自发搏动频率。随机计数培养至第4 d的心肌细胞的搏动率。细胞搏动率(％)=搏动细胞数／细胞总数×100％。 2.4心肌细胞存活率的测定:取相同量的0.4％台盼蓝液与细胞悬液混匀后再取适量混合液滴于细胞计数板上，随机取10个高倍（20×）视野计数4个大格中的细胞总数及未染成蓝色的活细胞数，计数10次，取平均值。细胞存活率(％)=活细胞数／细胞总数×100％. 2.5心肌细胞纯度的鉴定:取培养72 h后心肌细胞进行纯度鉴定，用横纹肌肌动蛋白(a actin)单克隆抗体作为一抗，用SABC法进行免疫细胞化学染色，用磷酸盐缓冲液（PBS）作为一抗的阴性对照。随机取10个高倍（20×）视野计数阳性细胞及细胞总数。阳性细胞率=阳性细胞数/细胞总数×100％。
实验一小鼠的基本实验操作 一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓拿、标记、给药(灌 胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血(眶后静脉丛,摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。 二、实验动物:昆明小鼠2只(1雌1雄) 三、实验步骤 1、抓取与固定,标记 2、去毛 3、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射 4、取血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法 5、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉 6、处死:脊椎脱臼法 7、解剖: 雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明) 雌性:双角子宫、卵巢 肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺 四、实验结果 1、抓取与固定标记: 抓取:抓小鼠的尾根部 固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇 指与食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指与无名指将尾巴固定在手掌面。并标记: 2、灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0、5ml 3、注射给药: 腹腔注射: 从下腹部的两侧进针 ,进针时针与腹部成45°。进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物 尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左手中指与拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0、5ml生理盐水。注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。 4、采血 从眼角内侧0、5cm处进针 眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。 5、麻醉: 0、5%氯胺酮腹腔麻醉:本小鼠重22g,按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功 6、处死: 脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死 7、解剖: 雄性:寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺 雌性:双角子宫、卵巢 3、7、2 肾上腺:米粒大小 胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状 3、7、4 ,胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明,
姓名：薛桂凤学号： 实验报告（二） 一、实验目的： 1.掌握大鼠的抓取和固定。 2.掌握大鼠的编号与标记方法。 3.掌握大鼠的常用实验方法。 4.掌握大鼠的常用麻醉方法。 5.掌握大鼠的安死术。 6.掌握大鼠的釆血方法。 7.了解小鼠的采尿、粪的方法。 8.了解小鼠各种脏器标本的采集方法。 二、实验器材：SD大鼠、电子称、手套、实验托盘、固定板、烧杯、注射器（3支）、 剪刀、镊子、灌胃针头、毛细管、酒精棉球、5%水合氯醛、生理盐水 三、实验内容 1.抓取：两种方法。第一种方法：右手食指和中指夹住大鼠颈部，使其头部固定，右 手拇指及无名指分别在大鼠前爪下抓住大鼠身体。第二种方法类似单手抓取小鼠的 方法，用右手拇指及其余四指并捏住大鼠颈部背部皮肤。 2.称重：小鼠放在烧杯中称重（去除烧杯重量），记录小鼠体重210g。 3.鉴别大鼠性别：观察生殖器雄性大鼠的阴囊非常明显。 4.编号：染色法：逆毛方向涂上有色斑点，顺序由左到右，由上向下，用两种颜色 可标记99只动物。 5.给药： （1）皮下注射小于1ml/100g（俯卧固定，左手拇指和食指捏住皮肤提起，右手持针沿纵轴方向刺入皮肤，阻力消失后回抽无血注入药物，拔针）（2）皮内注射小于（麻醉后进行，先备皮）（俯卧固定，与皮肤平行刺入捏起的皮肤，阻力大，注射药物局部有皮丘后停留片刻后拔针） （3）腹腔注射（仰面固定，在腹正中线两侧腹股沟平行的位置30-45°进针，挑起皮肤和肌肉，回抽无血，注药） （4）灌胃1-2ml/100g （大鼠固定身体呈一条直线，灌胃针头顺着上颚插入咽部，先少量注药证明未入气管后继续给药） 6.釆血：尾尖釆血法、眼眶静脉丛釆血法、心脏釆血法(麻醉后) 。 7.大鼠的采尿、粪的方法 （1）少量采集：在抓取固定时受到刺激排出少量尿液和粪便 （2）长期大量采集：使用代谢笼 8.麻醉：根据大鼠体重计算麻醉药物用量5%水合氯醛按300mg/kg，给药，计算药 量为，ip 麻醉小鼠，观察小鼠麻醉期。 (1)全身麻醉的第一期（随意兴奋期）：出现运动和运动失调；35秒 (2)全身麻醉的第二期（不随意兴奋期）：是由意识完全丧失至深而规则的自动 呼吸开始时止;2分30秒 (3)全身麻醉的第三期：角膜反射由迟钝渐趋消失，翻正反射消失，疼痛反射 消失； 9.安死术：颈椎脱臼法：用左手按住动物的头部于实验台上，右手抓住尾根部，快速、 不间断地向后、略向上使劲拉，以致脊椎脱臼，脊髓与脑干断离而死亡。 10.解剖：观察大鼠的脏器解剖结构
基金项目:新疆石河子大学科学技术研究发展计划项目(ZRK X2006 Q04) 新生大鼠心肌细胞培养技术 新疆石河子大学医学院(832002) 李润琴 慕晓玲 摘 要 目的 探讨新生大鼠心肌细胞的分离、培养方法。方法 取1~3d 龄新生大鼠的心室肌细胞,用胶原酶!分离心肌细胞,离心收集心肌细胞,差速贴壁法纯化后培养于DM EM 培养基。显微镜下鉴定心肌细胞的纯度和形态结构,锥虫蓝染色检查心肌细胞成活率。结果 心肌细胞纯度为96%,平均成活率95 43%,并出现同簇细胞的同步跳动。结论 该方法简单有效,为研究心肌细胞的人员提供了一种实验手段。 关键词 细胞培养技术; 心肌; 大鼠 Culture method of the myocardial cell in Neonate Rats LI Run qin,M U X iao lin.M edical College of Shi hez i Uni versity ,X inj iang 832002,China Abstract Objective T o find an easy way to separ ate and cultur e myocardial cells of neonate rats.Methods T o obtain ventr icular myocardium of neonate rats about 1~3years o ld.We separate myo cardial cell w ith collag enase I,and collect myocar dial cell w ith centrifug alization.M yocar dial cell was cultur ed in DM EM and was separated by the t ime of adherence.W e observed the structure of myocar dial cell from lig ht microscope and stained living my ocardial cell with trypan blue.Results W e find 96percent cells ar e myocardial cells and 95.43percent ar e alive.A ll the myocardial cells were jumping synchronously.C onclusion T his is an effective w ay to study myocardial cells. Key words Cell culture techniques; M yocardial; Rats 原代培养心肌细胞作为一种主要的研究模型, 被广泛地应用于心血管疾病的研究中。我们经过长期摸索总结出一套简便、有效的大鼠心肌细胞的培养技术,为研究心肌细胞的人员提供一种实验手段[1]。1 材料和方法 1 1 主要试剂和仪器 1 1 1 试剂:小牛血清:购自Sigma 公司。DM EM (Dulbcc co ?s M odified Eagle M edium)合成培养基:购自Sigma 公司,含10%的小牛血清,100万U 青霉素,100万U 链霉素。胶原酶!0 8g/L:购自Sig ma 公司(现用现配)。磷酸盐缓冲溶液(phosphate buffered saline,PBS ):购自Sigma 公司。锥虫蓝:购自G ibco 公司,加无菌三蒸水配成浓度0 04%备用。 1 1 2 仪器:超净工作台,CO 2培养箱,倒置相差显微镜,离心机等。所有手术器械高压灭菌。玻璃品均强酸浸泡过夜,流水冲洗20遍,蒸馏水冲洗3遍,烤干后高压灭菌备用。 1 2 实验动物 Wistar 大鼠,1~3d 龄,新生大鼠心肌细胞在出生后3d 内具有部分增殖能力,大鼠出生时间越短,其心肌细胞分离后成活率越高,越容易贴壁生长。1 3 心肌细胞的制备和培养 取一窝1~3d 龄新生大鼠,不用麻醉和处死,用手固定住四肢,75%的酒精消毒皮肤,无菌眼科剪在剑突上一肋处入剪(注意避免剪破消化道预防污染)。开口0 5cm,心脏自然跳出,将心尖部组织剪下迅速置于预冷的不含Ca 2+、M g 2+的PBS 中,反复冲洗3遍,洗去残留的血细胞,将其剪成0 5~1mm 3大小的组织块,放入锥形瓶中[2],加入8mL 0 8g/L 的胶原酶!,在37#水浴,磁力搅拌器转速为100r/min,消化10min 。将黏附在搅拌子上的心肌组织吹散,当组织液由红转白呈半透明状态时,应停止消化。用吸管吸取第一次消化后的上清液弃去,再次以同上的方法消化3次,收集以后每次的消化后的上清液,加适量含10%的小牛血清的DM EM 培养基,终止胶原酶!对心肌细胞的继续作用。将收集到的上清液在500r/min 的离心机上离心10min,弃去上清液,用PBS 吹散沉淀细胞,同条件下再次离心,弃上清,然后加含10%的小牛血清,100万U 青霉素,100万U 链霉素,p H =7 2的DM EM 培养基制成细胞悬液接种于培养瓶中,放入37#,5%CO 2培养箱中静置培养90min 后,轻轻振摇后倾出尚未贴壁的心肌细胞,重新接种。将纯化的心肌细胞以1 5?106/mL 接种于预先用50mg /L 多聚赖氨酸涂布的25mL 培养瓶中,每瓶3mL ,放入37#,5%CO 2培养箱中培养,每48h 更换1次培养基,取培养72h 的单层细胞进行实验。1 4 心肌细胞质量评价 1 4 1 心肌细胞纯度鉴定[3]:显微镜下观察、计数纯化后的细胞,心肌细胞成圆型,成纤维细胞成梭形,计算心肌细胞纯度=心肌细胞数/(心肌细胞数+成纤维细胞数)?100%。
第一节实验动物的抓取固定方法 一、小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。 图2-1 小鼠的抓取固定方法 图2-2 小鼠尾静脉注射方法 二、大鼠的抓取固定方法 大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定
板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。 三、蛙类的抓取固定方法 蛙类抓取方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢、右手进行操作（见图2-3）。 图2-3 蛙、蟾蜍抓取固定方法 在抓取蟾蜍时，注意勿挤压其两则耳部突起之毒腺，以免毒液射进眼中。 实验如需长时间观察，可破坏其脑脊髓（观察神经系统反应时不应破坏脑脊髓）或麻醉后用大头针固定在蛙板上。依实验需要采取俯卧位或仰卧位固定。 四、兔的抓取固定方法 （一）抓取实验家兔多数饲养在笼内，所以抓取较为方便。一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上（图2-4），这样就避免了抓取过程中的动物损伤。不能采用抓双耳或抓提背部。 （二）固定一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上，四肢用粗棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳绑在兔台四周的固定木块上，头以固定夹固定或用一根粗棉绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上；马蹄形固定多用于腰背部，尤其是颅脑部位的实验，固定时先剪去两侧眼眶下部的毛皮，暴露颧骨突起，调节固定器两端钉形金属棒。使其正好嵌在突起下方的凹处，然后在适当的高度固定金属榛。用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧位，所以是研究中常采用的固定方法。 图2-4 家兔抓取方法
目录 1.目的 (2) 2.范围 (2) 3.引言、定义和缩略语 (2) 4.程序 (2) 4.1大鼠的捉持 (2) 4.2小鼠的捉持 (3) 4.3豚鼠的捉持 (3) 4.4兔的捉持 (3) 4.5犬的捉持 (4) 5.登记和归档 (5) 5.1登记 (5) 5.2归档 (5) 6.职责 (5) 7.培训 (5)
1. 目的 本条SOP的目的是建立并规范实验动物的捉持及固定方法，使操作程序标准化。 2. 范围 本条SOP适用于所有参加动物试验的操作人员。 3. 引言、定义和缩略语 实验动物的捉持分为：大鼠的捉持、小鼠的捉持、豚鼠的捉持、兔的捉持、犬的捉持。 4. 程序 4.1大鼠的捉持 1)包身法：操作者一只手提鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上，向后 方轻拉鼠尾，使大鼠前肢固定在粗糙表面上，另一只手用拇指和另外4指从动物背部分别绕到动物的两侧腋下，将大鼠抓起（熟练者可不提鼠尾，直接将其抓住）。 2)提尾法：操作者用单手拇指和食指抓住动物尾根部提起。（图1） 图1 提尾法图2 固头法 3)固头法：操作者用单手拇指和食指抓住大鼠颈背部皮毛，使其头部固 定。（图2） 4)注意事项：不宜快速或突然抓取动物。对于有症状的大鼠，抓取时注
意避开其伤痛部位，避免增加动物痛苦。 4.2小鼠的捉持 1)双手法：操作者一只手提鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上，向后 方轻拉鼠尾，使小鼠前肢固定在粗糙表面上（图4）。迅速用另一只手的拇指和食指捏其双耳间颈背部皮肤，无名指、小指及掌心夹其背部皮肤和尾部，便可将小鼠牢固捉持（图3）（图5）。 图3小鼠双手捉持法图4小鼠单手捉持法图5 小鼠单手捉持法 2)单手法：小鼠置于笼盖上，先用食指和拇指抓住鼠尾后，手掌尺侧和 小指夹住鼠尾，然后拇指与食指捏住颈部皮肤（图5） 3)提尾法：用单手拇指和食指捉持尾根部。此法适用于从小群体中或单 一个体中操作小鼠。 4)固头法：操作者一只手拇指和食指抓住动物尾部，另一只手拇指和食 指抓住动物颈背部皮毛，使动物头部被固定。 4.3豚鼠的捉持 豚鼠性情温和，不易咬人，用手轻轻握住身体即可抓起（图6）。 图6 豚鼠的捉持 4.4兔的捉持 操作者一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，
1. 外观大鼠外观与小鼠相似,但个体较大。一般成年大鼠体长不小于18-20cm。尾上覆有短毛和环状角质鳞片，数量多于200片。上下颌各有两个切齿和六个臼齿，共16颗牙齿。齿式为（1003/1003）×2。 2. 大鼠骨骼约105-108块，大鼠的生长发育期长,长骨长期有骨骺存在，不骨化。切齿终生不断生长，大鼠需不断啃咬磨牙以维持其长度恒定，故垫料中应有部分小木块供其啃咬。 3. 大鼠唾液腺包括腮腺、颌下腺和舌下腺。分别位于下颌骨后缘至锁骨的腹外侧、下颌骨后缘和胸腔入口的腹侧、颌下腺口侧。颈区肩胛部间沉积的脂肪组织呈腺体状，称为冬眠腺，在产热中起着重要作用。 4. 胃由前后两部分组成，前胃为无腺区，后胃为有腺区，前后两部分由一个界限嵴分开，食管通过界限嵴的一个褶进入胃小弯，此褶是大鼠不能呕吐的原因。 5. 肠道分为十二指肠、空肠、回肠、盲肠、结肠、直肠。其中小肠最长，约114cm（102-126），盲肠较长，约6-8cm。 6. 肝脏呈紫红色，占体重的比例大，约为体重的1/25，由四叶组成（右侧叶、中叶、左叶和尾叶）。肝脏的再生能力强,经部分肝切除术后仍可再生。成年大鼠切除肝2/3，在一周内肝脏生长最快，三周内肝脏重量可恢复到接近正常。大鼠无胆囊，各肝叶的胆管会合成胆总管，开口于十二指肠。胰脏位于胃和十二指肠的弯曲处，呈淡粉色，形状不规则，似脂肪。 7. 心脏重量约占体重的1/30-1/20，由左心房、左心室、右心房、
右心室组成。左心室发出主动脉弓，由此分出无名动脉、左颈总动脉、左锁骨下动脉。无名动脉又分出右颈总动脉和右锁骨下动脉。主动脉弓到心脏背侧沿脊柱下行，形成背主动脉，背主动脉再分支到髂部和四肢。 8. 肺脏为海绵状，淡粉色,位于胸腔中部,分为左、右两部分。左肺为一个大叶，右肺分为4叶（前叶、中叶、副叶、后叶）。 9. 肾脏呈暗红色、蚕豆状，位于腹腔背侧脊柱两侧。每侧肾都和一条白色细长的输尿管相连，输尿管下接膀胱。 10. 大鼠的神经系统与人类相似，亦包括中枢神经系统和周围神经系统两部分。中枢神经包括脑和脊髓，周围神经包括脑神经、脊神经、植物神经。脑分为大脑、间脑、中脑、小脑和延脑，大鼠的大脑很发达，中脑较小。由脑发出的神经叫脑神经，共12对。脊神经和植物神经和其它动物相似。 实验用大鼠解剖生理学 一、概述 每年约使用3千5百万只鼠应用于研究和测试。使用实验大鼠进行的研究包括老化，肿瘤neoplasia，药效与毒性，含特定菌之动物gnotobiology，龋齿的研究，脂质新陈代谢，维他命之作用，行为，酒精中毒和肝脏硬化，关节炎，苯酮尿症(phenylketonuria)，黄疸，果糖不耐症，高血压、胚胎学，畸胎畸形学，肾性尿崩症及传染性疾病等皆可使用大鼠进行研究。 二、解剖构造
新生大鼠心肌细胞培养技巧 原代培养心肌细胞作为一种主要的研究模型，被广泛应用于心血管研究之中.我们实验室经过长期尝试，摸索出了一些行之有效的方法，并积累了一些经验，现总结如下： 1新生大鼠鼠龄的选择新 生大鼠心肌细胞在出生后3 d内具有部分的增殖能力，成年大鼠心肌细胞则为终末分化细胞，不再具有分裂增殖能力.因此，大鼠出生时间越短，其心肌细胞分离后成活率越高，越容易贴壁生长.大量观测表明，选择1~3 d龄大鼠分离其心肌细胞进行原代培养较为理想.其中尤以半日龄大鼠心肌细胞培养效果最佳. 2消化酶的选择及使用 新生大鼠心肌细胞的分离可采用组织块法和消化法，前者因不易获得密度均一的细胞且难控制成纤维细胞的生长而较少采用.消化法中常使用的酶有3种：胰蛋白酶、胶原酶I或Ⅱ以及透明质酸酶.透明质酸酶多与胰蛋白酶或胶原酶联合应用.胰蛋白酶作用较强，容易造成心肌细胞损坏.胶原酶作用较缓和，能消化细胞间质中的胶原纤维以释放细胞，对细胞损伤小，且在新生大鼠心肌组织，以胶原I为主,故我们选用胶原酶I.文献报道胶原酶的工作浓度一般在0.6~1 g?L1,我们使用的为0.8 g?L1.胶原酶最好现用现配. 3消化程度的把握 新生大鼠心肌细胞对酶消化极为敏感.消化过度可使肌原纤维出现萎缩，细胞死亡率增加或丧失贴壁能力及搏动能力；消化不足，细胞聚集成团，无法分清细胞边界，难以形态学观测.消化过程中使用磁力搅拌器时应注意:(1)转速一般控制在60~80 r?min1左右.(2)每次消化的时间须结合消化酶浓度确定.(3)将粘附在搅拌子上的心肌组织吹散，使酶液充分接触组织.(4)适宜温度为35~37℃.(5)当组织由红转白呈半透明状态时，应停止消化. 4接种的细胞密度 心肌细胞接种密度不仅影响细胞间的相互接触，进而影响细胞对肥大刺激的反应，而且影响长期培养细胞的成活率.接种细胞的绝对数量应经精确计算.一般而言，应根据实验的观测目的决定单位面积上的细胞数量.例如，如作形态学观测,六孔板中每孔的接种细胞数量应控制在1×105~2×105个；若需收获心肌细胞作mRNA或蛋白表达水平的观测，则每孔的接种密度可增加到5×105~6×105个. 5细胞的分散度与接种的均匀性 分离出的心肌细胞，在溶液中Ca2+作用下较容易出现集聚现象.因此，在进行差速贴壁前后，均应反复多次地轻柔吹打使心肌细胞成单个分散状态.接种后，应小心使心肌细胞均匀地分布于培养板上,避免细胞向培养孔的中央集聚.此外，可将培养板放入孵箱后用滴管轻轻吹打各孔中央部位2~3次，但应格外注意避免污染.
动物实验报告 集团文件发布号：（9816-UATWW-MWUB-WUNN-INNUL-DQQTY-
实验动物学实验报告学院： 学号： 姓名 时间： 实验一：小鼠实验 一、实验目的 1、掌握小鼠抓取、固定的基本方法； 2、掌握小鼠的雌雄鉴别方法； 3、掌握小鼠的标记方法； 4、掌握小鼠的基本采血技术； 5、掌握小鼠的常用给药方法； 6、掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置； 二、实验材料 1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠； 2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖刀；1ml注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液；2%水合氯醛； 三、实验内容及方法 1、小鼠的抓取和固定 抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠
尾，小指按住后腿即可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。 2、小鼠的雌雄鉴别 雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生殖器与肛门的距离判定，近者为雌，远者为雄。另外，雌鼠肛门和生殖器之间有一无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。 3、小鼠的标记方法 1）耳孔法 用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口，左耳为十位，右耳为个位。 2）剪趾法 适用于出生一周以内新生仔鼠； 3）染色法 用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。 4、小鼠的基本采血 1）剪尾采血 当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45℃温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后，先用棉球压迫止血并立即用6％液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2～0.3ml 血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。 2）眼眶后静脉丛取血
新生大鼠心肌细胞原代培养实验具体步骤及方法 将大鼠的心肌细胞从机体中取出，经胰酶、螯合剂（常用EDTA）处理，分散成单细胞，置合适的培养基中培养，使细胞得以生存、生长和繁殖。 一、实验材料准备 1. 动物 出生后1-4 天SD 乳鼠15 只。 2. 试剂 低糖DMEM、胰酶(含EDTA)、青链霉素、碳酸氢钠液、新生牛血清、谷氨酰胺、D-Hank's 液。0.1%新洁尔灭、碘酒、75%酒精，培养液(DMEM，新生牛血清，青链霉素)。 3. 手术器械和仪器 铝盒、眼科直剪、眼科弯剪、眼科直镊、眼科弯剪、玻璃培养皿(共2 套，一套用于解剖取材，另一套用于剪碎心脏组织)、100 ml 广口瓶两个(分别装碘酒和酒精棉球)、500 ml 烧杯、250 ml 锥形瓶、15 ml和50 ml 的离心管，磁力搅拌器和搅拌子(或者水浴振荡器)、150-200 目尼龙筛网和针式滤器。
二、方法 1. 将胰酶用D-Hank's 液配成0.06%的浓度，并放置于37℃水浴中温育好。 2. 解剖取材：将乳鼠放入0.1%新洁尔灭浸泡一下后拿出，用另一把大镊子取碘酒棉球擦皮肤，再用酒精棉球脱碘。左手捏紧乳鼠颈背部皮肤以充分展露胸部，右手取一把眼科直剪剪开皮，充分撕拉开，再用酒精棉球消毒后，取一把眼科弯剪沿胸骨柄左下缘向上剪开肋骨，然后在切口中间横剪胸骨。这样只要左手稍顶，乳鼠的心脏就直接跳出来。然后用眼科弯镊从心脏中部直接将心室部分剪下，放入冰浴的D-Hank's 液中。重复以上过程。取材完毕后，撤掉取材的手术器械。 注：为了保证心肌细胞的活力，取心的操作过程尽量快，另外，最好把盛的心脏的培养皿放置在冰台上或者预冷的平衡盐液中。 3. 用第二套手术器械进行下列操作。用眼科直镊和眼科弯剪把培养皿中的心脏周边的血凝块及纤维组织剔除掉，放在另一个预先装好D-Hank's液的培养皿中，把心脏组织再洗一遍后，将心脏组织放在另外一个培养皿中(或者其它合适容器中，视个人习惯)，加少许0.06%胰酶，用眼科弯剪将心脏组织剪成1mm3大小的碎块，将剪碎的心脏和胰酶液转入加了搅拌子的锥形瓶中，另外吸取2-3 ml新鲜的胰酶冲洗平皿和剪刀并转入锥形瓶中，补加胰酶至终体积10 ml，加上塞子，放在37℃水浴中(可以用一个消毒的500 ml烧杯，装好无菌的蒸馏水，加够水量，水位线稍低于250 ml锥形瓶的刻度线即可，过少则温度会不均匀，过高容易污染。打开磁力搅拌器电源，预先将水温调节到37℃)，调节转
大鼠生物学特性和解剖生理特点 1．大鼠性哺乳钢，啮齿目，鼠科，大鼠属动物。 2．繁殖快。大鼠2月龄时性成熟，性周期4天左右，妊娠期20 天（19～22天），哺乳期21天，每天产仔平均8只，为全年、多发情性动物。 3．喜啃咬、夜间活动、肉食，白天喜欢挤在一起休息，晚上活动大，吃食多，因此白天除实验必须抓取外，一般不要抓弄它。食性广泛，喜吃各种煮熟的动物肉。对光照较敏感。 4．性情较凶猛、抗病力强。大鼠门齿较长，激恕、袭击抓捕时易咬手，尤其是哺乳期的母鼠更凶些，常会主动咬工作人员喂饲时伸入鼠笼的手。对外环境适应性强，成年鼠很少患病。一般情况下侵袭性不强，可在一笼内大批饲养，也不会咬人。 5．无胆囊：大鼠、鸽、鹿、马、驴、象等动物没有胆囊，它们的总胆肝管括约肌的阻力很少，肝分泌的胆汁通过总胆管进入十二指肠，受十二指肠端括约肌的控制。 6．不能呕吐：因此药理实验时应予注意。 7．垂体一肾上腺系统功能发达，应激反应灵敏。行为表现多样，情绪敏感。 8．视觉、嗅觉较灵敏，做条件反射等实验反应良好，但对许多药物易产生耐药性。 9．大鼠血压和血管阻力对药物反应敏感，但对强心甙的作用较猫敏感性低671倍。
10．肝脏再生能力强，切除60～70%的肝叶仍有再生能力。 11．对营养、维生素、氨基酸缺乏敏感，可发生典型的缺乏症状。体内可以合成维生素Ｃ。 12．对炎症反应灵敏。它的眼角膜无血管。 13．生长发育期长，长骨长期有骨骺线存在，不骨化。 14．成年雌鼠在动情周期不同阶段，阴道粘膜可发生典型变化，采用阴道涂片法（Yaginal Smear Test）来观察性周期中阴道上皮细胞的变化，可推知性周期各个时期中卵巢、子宫状态与垂体激素的变动。15．大鼠（包括小鼠）心电图中没有S-T段，甚至有的导联也不见T波，如有T波也是与S波紧挨着，或在R波降支上即开始，以致看不到等电线的S-T段。但心电图其他成分稳定，重复性好。豚鼠以上较大的动物均有明显的S-T段，在选择动物品种时应以注意。16．大鼠垂体较脆弱地附着在漏斗下部，不需要很大的吸力就可以除去而不破坏鞍膈和脑膜，适宜于制作去垂体模型。大鼠也很适于作肾上腺和卵巢等内分泌腺切除手术。 17．大鼠肠道较短，盲肠较大，但盲肠功能不发达。不耐饥饿，肠内能合成维生素C。双子宫。胸部和鼠蹊部各有三对乳头。胰腺十分分散，位于胃和十二指肠弯曲处。染色体为21对，寿命3～4年。18．大鼠的体温39℃（38.5～39.5℃），心跳频率475次/分（370～580次/分），呼吸频率85.5次/分(66～114次/分)，通气量7.3 ml/分(5～10.1ml/分)，潮气量0.86 ml (0.6～1.25ml)，耗氧量2000mm3/g 体重，麻醉时收缩压116（88～138）mmHg红细胞总数8.9百万mm3
实验动物学实验报告 学院: 学号: 姓名 时间:
精品文库 实验一：小鼠实验 、实验目的 掌握小鼠的常用给药方法； 掌握小鼠的解剖方法，熟悉内部脏器的自然位置; 二、实验材料 1、实验动物：每组两只雌鼠，两只雄鼠; 2、实验器械及试剂：鼠笼；小鼠固定器和小鼠固定板；眼科剪；眼科镊；解剖 刀；1ml 注射器；毛细玻璃管；灌胃针；苦味酸染料；葡萄糖液； 2%水合氯醛; 三、实验内容及方法 1、小鼠的抓取和固定 抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时， 用左手拇指 和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤，将鼠体置于左手心中，把后肢拉 直，以无名指按住鼠尾， 小指按住后腿即可。这种在手中固定方式，能进行实验 动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以 及其他实验操作。 2、小鼠的雌雄鉴别 雄鼠的阴囊明显，雄鼠可见阴道开口和五对乳头。幼鼠或仔鼠则主要从外生 殖器与肛门的 距离判定，近者为雌，远者为雄。另外，雌鼠肛门和生殖器之间有 无毛小沟，而雄鼠则在肛门和生殖器之间长毛。 3、小鼠的标记方法 1）耳孔法 用耳号钳在耳上打洞或者用剪刀在耳边缘剪缺口， 左耳为十位，右耳为个位。 2）剪趾法 适用于出生一周以内新生仔鼠; 3）染色法 用毛笔将苦味酸涂在动物的不同部位，注意逆着毛发生长方向刷。 1、 掌握小鼠抓取、固定的基本方法; 2、 掌握小鼠的雌雄鉴别方法; 3、 掌握小鼠的标记方法; 4、 掌握小鼠的基本采血技术; 5、 6、
4、小鼠的基本采血 1）剪尾采血 当所需血量很少时采用本法。固定动物并历出鼠尾，将鼠尾在45 C温水中浸泡数分钟，也可用酒精棉球涂擦，使局新血管扩张。将鼠尾擦干，再用刀片剪去1-2mm，让血液滴入盛器或直接用移液器吸取，同时自尾根部向尾尖按摩。取血后，先用棉球压迫止血并立即用6%液体火棉胶涂于尾巴伤口处，使伤口外结一层火棉胶薄膜，保护伤口。也可采用切割尾静脉的方法采血，三根尾势脉可交 替切割，并自尾尖向尾根方向切割，每次可取0.2?0.3ml血，切割后用棉球压迫止血。这种采血方法在大鼠进行较好，可以较长的间隔时间连续取血，进行血常规检查。 2）眼眶后静脉丛取血 当需中等量的血液，而又需避免动物死亡时采用此法。用左手固定鼠，尽量捏紧头部皮肤，使头固定，并轻轻向下压迫颈部两侧，引起头部静脉血液回流困难，使眼球充分外突（示眼眶后静脉丛充血），右手持毛细玻璃管，沿内眦眼眶后壁向喉头方向旋转刺入。刺入深度小鼠2?3mm。当感到有阻力时再稍后退，保持水平位，稍加吸引，由于血压的关系，血液即流人玻璃管中。得到所需的血量后, 拨出毛细管。若手法恰当，小鼠约可采血0.2?0.3ml 0 3）心脏取血 动物仰卧固定在固定板上，剪去心前区部位的被毛，用碘酒酒精消毒皮肤。在左侧第3?4肋间，用左手食指摸到心搏处，右手取连有4?5号针头的注射器, 选择心搏最强处穿刺，当针刺入心脏时，血液由于心脏跳动的力量自动进人注射器。此法要求实验者掌握以下要点：要迅速而直接插入心脏，否则，心脏将从针尖处滑脱；如第一次没刺准，将针头抽出重刺，不要在心脏周围乱探，以免损伤心、肺；要缓慢而稳定的抽吸，否则，太多的真空反而使心脏塌陷。若不需保留动物生命时，也可麻醉后切开动物胸部，将注射器直接刺人心脏抽吸血液。 5、小鼠的常用给药方法1）经口给药：小鼠灌胃 左手抓住鼠背部及颈部皮肤将动物固定，右手持灌胃针，将灌胃针插入动物口中，沿咽后
二、实验动物的抓取固定方法 正确的抓取固定动物，是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，保证实验顺利进行。抓取固定动物的方法依实验内容和动物类而定。抓取固定动物前，必须对各种动物的一般习性有所了解，抓取固定时既要小心仔细，不能粗暴，又要大胆敏捷，确实达到正确抓取固定动物的目的。 （一）小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图11-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图11-1之二）。人经验者直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图11-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。 图11-1小鼠的抓取固定方法
图11-2 小鼠尾静脉注射方法 （二）大鼠的抓取固定方法 大鼠的抓取斯基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指，抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。也可伸开左手之虎口，敏捷地从后，一把抓住。若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒即可）。 （三）蛙类的抓取固定方法 蛙类抓取方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢、右手进行操作（图11-3）。 图11-3 蛙、蟾蜍抓取固定方法