细胞筛选
一嘌呤霉素
(一)确定最优筛选浓度
当用于筛选特定细胞的嘌呤霉素合适浓度未知时，需进行滴定，或制定针对那种细胞的嘌呤霉素杀菌曲线。一般而言，嘌呤霉素浓度范围在2-10微克/毫升时是足以杀灭大多数未转染的哺乳动物细胞系。
1.培养待转染（而不是转染后）的细胞。（筛选的目的是杀灭未转染的细胞）
2.取对数生长期的细胞（一般在铺满培养器皿底部的70%~80%时），用新鲜无抗无血
清的培养基制成1.5×105个/ml的细胞悬液。
3.向96孔培养板中加细胞悬液，每孔100微升（使每孔细胞数在1.5×104个），然后
向每孔加新鲜无抗无血清的培养基适量，培养箱中静置培养过夜。（这样做是为了保证在固定细胞密度下确定最佳G418药物筛选浓度。）
4.第二天用嘌呤霉素浓度分别为0,2,4,6,8,10微克/毫升的新鲜无抗无血清培养基
溶液替换各孔中的旧的培养基。（每个浓度可用两个复孔，相当于每个浓度测定三次）。（注意：对于多数细胞种类而言，过量的嘌呤霉素能引起许多非必需的表型的反应。）
5.每日检查细胞活力，根据细胞活力，每三天(即每隔两天)更换含嘌呤霉素的新鲜无
抗无血清培养基溶液一次。如细胞生长过快，可以缩短换液时间（每隔一天）。
6.在正常的实验操作规程时，一种细胞最优筛选浓度的确立时间随细胞的生长率和一
般生存时间而定，大概需3到14天。在所需时间之后，嘌呤霉素的导致所有细胞
死亡的最小浓度就是应该用于该细胞和该实验的浓度。最优浓度为在3-5天内杀死
所有细胞的浓度。
(二)转染细胞
1.第一天：在60mm培养皿内种植细胞，细胞密度为能使第二天细胞融合能达到
70%-80%的密度，CO2孵箱过夜培养。
2.第二天：准备3ml无抗生素无血清培养基，加入Polybrene使其终浓度为8μg/ml。
将已经制备的病毒颗粒0.5ml加至上述培养基，轻吹混匀。去除60mm培养皿内的
旧的培养基，加入含病毒培养基。（Polybrene能够增加病毒感染的效率，然而，
有时候Polybrene对细胞有毒性。这时，可以用ProtamineSulfate代替Polybrene）
(三)筛选细胞
1.病毒感染后24小时，可以换用含最优浓度puromycin的培养基。
2.如果病毒对细胞有毒性，可以减少感染时间至4-6小时，然后换用新鲜培养基，
24-48小时后换加含最优浓度puromycin的培养基。最好设立一个对照皿，不加病
毒液，加入Ploybrene，观察Polybrene是否对细胞有毒性；如果Polybrene没有
毒性，还可以加入puromycin，作为puromycin是否有效的对照。
3.以后每隔一天换用新鲜含puromycin的无抗生素无血清培养基，以替换含大量死细
胞的培养基。直到抗性群落能被识别出（一般是在筛选后10到12天）。
4.待抗性细胞长满以后，细胞转入10cm培养皿，同时，留一部分细胞在原来的60mm
平皿内。
5.60mm平皿内细胞长满后，收获细胞，在蛋白或mRNA水平鉴定基因敲低效率。
6.10cm培养皿内的细胞待长满后传代，首先每种稳定细胞系冻存4-5支细胞，待基
因敲低鉴定清楚后，解冻冻存细胞，进行表型观察分析。通常情况下，由于慢病毒
为复制缺陷型病毒，受感染的细胞不能产生新的病毒，因此从加入病毒颗粒开始，经过5-6次换液后，培养基内已不存在病毒颗粒，可以移至普通细胞培养室内培养
研究。
二G418
(一)确定最优筛选浓度
由于每种细胞对G418的敏感性不同，而且不同的厂家生产的相同浓度的G418的活性不尽相同，所以在筛选之前，一定要确定G418的最佳筛选浓度。
1.G418的配制：取1gG418溶于1ml1mol/L的HEPES液，加蒸馏水定容至10ml（使
G418终浓度为0.1g/ml,HEPES终浓度为100mmol/L），过滤消毒，4度保存。
HEPES的化学全称为羟乙基呱嗪乙硫磺酸（N’-a-hydroxythylpiperazine-N’-ethanesulfanicacid），分子量238.31，是一
种氢离子缓冲剂，能较长时间的控制溶液的pH处于恒定的范围，而对细胞无毒
性作用。
1mol/LHEPES的简单配置：HEPES23．83g，溶解于80ml的双蒸水中，用10mol/L的NaOH调节pH至7.2-7.4，定容至100ml，0.22um小滤器过滤。HEPES
使用终浓度为10-50mmol/L。
2.制备筛选培养基：在100ug/ml～1000ug/ml范围内按0ug/ml、100ug/ml、200ug/ml、
300ug/ml、400ug/ml，500ug/ml、600ug/ml、700ug/ml、800ug/ml，900ug/ml、1000ug/ml浓度用无抗无血清培养基稀释G418制成筛选培养基。心得：由于特性明确的细胞系G418的最佳用量还是比较稳定的，所以有时候不需要在这么大范围内进行筛选。比如说你要转染NIH3T3细胞，现在我告诉你我测试过NIH3T3细胞对G418的敏感性，我用的筛选浓度是200ug/ml。这时你就可以做150ug/ml、200ug/ml、300ug/ml三个浓度进行筛选。
3.培养待转染（而不是转染后）的细胞。（筛选的目的是杀灭未转染的细胞）
4.取对数生长期的细胞（一般在铺满培养器皿底部的70%~80%时），用新鲜无抗无血
清的培养基制成1×104个/ml的细胞悬液。
5.向96孔培养板中加细胞悬液，每孔100微升（使每孔细胞数在1×103个），然后向
每孔加新鲜无抗无血清的培养基适量，培养箱中静置培养。（这样做是为了保证在固定细胞密度下确定最佳G418药物筛选浓度。）
汇合度：实际上就是指细胞占培养表面的比例，如果细胞铺满了整个容器，我们就认为它们100%汇合，也就是汇合度100%。汇合度对G418筛选结果的影响很大，一般筛选时汇合度不宜超过50%！
6.培养6小时左右开始加药。加筛选培养基筛选:吸除培养孔中培养基，PBS洗涤一
次，每孔中加入不同浓度的筛选培养基适量。
7.换液：每日检查细胞活力，根据细胞活力和培养基的颜色，每三天(即每隔两天)
更换筛选培养基一次。如细胞生长过快，可以缩短换液时间（每隔一天）。有死细胞勤换液，可以减少对存活细胞的影响。
8.确定最佳筛选浓度：在正常的实验操作规程时，一种细胞最优筛选浓度的确立时间
随细胞的生长率和一般生存时间而定，在筛选10～14天内能够杀死所有细胞的最
小G418浓度即为最佳筛选浓度。
在第一轮就筛选出最佳G418浓度的可能性不大，最有可能的是出现这种情况：用
某一浓度G418的量在筛选14天后还不能杀死细胞，而用下一个梯度的G418的量
在10天前就看不到活细胞了。假如是400ug/ml不能杀死细胞，而800ug/ml在第
5天就把所有细胞都杀死了，则可以再用500ug/ml、600ug/ml、700ug/ml进一步
筛选，以确定最佳筛选浓度。
(二)转染细胞
1.第一天：在60mm培养皿内种植细胞，细胞密度为能使第二天细胞融合能达到
70%-80%的密度，CO2孵箱过夜培养。
2.第二天：准备3ml无抗生素无血清培养基，加入Polybrene，终浓度为8μg/ml。
将已经制备的病毒颗粒0.5ml加至上述培养基，轻吹混匀。去除60mm培养皿内的
旧的培养基，加入含病毒培养基。（Polybrene能够增加病毒感染的效率，然而，
有时候Polybrene对细胞有毒性。这时，可以用ProtamineSulfate代替Polybrene）
3.转染后培养24小时或者更长，到细胞增长接近70％汇合时按1：4密度传代，继
续培养，待细胞密度增至50％～70％汇合时开始筛选。
(三)筛选细胞
1.加G418：去掉培养液，PBS洗一次，加入按最佳筛选浓度配制好的G418筛选培养
基（无抗无血清）(实际应用时可以比最佳筛选浓度高一级别)。
2.换液：根据培养基的颜色和细胞生长情况，每3~5天更换一次筛选培养基。当有大
量细胞死亡时，可以把G418浓度减半维持筛选。筛选10～14天后，可见有抗性的克隆出现，停药用完全培养基培养。
3.待其逐渐增大后，挑出单克隆：制备细胞悬液，细胞计数，用培养基稀释细胞到1
个/10ul。在96孔板中加入培养基150ul/孔，再加入细胞悬液10ul/孔。待其逐渐增大后转入到48孔中增殖。
4.单克隆鉴定：细胞大量扩增后，提取总RNA，做RT-PCR检测目的基因是否存在。典型贴壁细胞平板密度
稳转慢病毒 一、所需试剂 1、慢病毒载体（详细信息见附录及《质粒的扩增提取》）（大肠杆菌-80℃保存2-3年，质粒-20℃保存2-3年，病毒液-80℃保存1年） （1）载体质粒：两端的LTR、剪切位点、包装信号Ψ以及抗性或荧光基因、gag基因5′端350bp的序列及位于env序列中的RRE，含宿主RNA聚合酶识别部分 （2）包装质粒（psPAX2）：包含了pol、gag包装成分 （3）包膜质粒（pMD2.G）：用其他病毒的包膜蛋白代替了env基因. 三种质粒共同转染产生不具有自我复制能力的病毒载体。 2、包装细胞：293T细胞 3、菌株：大肠杆菌，用于提取质粒 4、转染试剂：XTREME-GENE（-20℃保存，不可分装），一种脂质与其他组份构成的混合物 5、浓缩试剂（配好后4℃保存，原材料室温保存）：5X PEG8000/NaCl溶液（聚乙二醇）：NaCl 8.766 g; PEG8000 50g溶解在200ml Milli-Q纯水中，高压蒸汽灭菌 **也可直接从公司买来病毒液（-80℃封口膜封口冻存管保存，4℃保存3天）：滴度一般为108TU/ml 6、10mg/ml polybrene（-20℃分装保存）：溴化己二甲铵。是带正电的小分子，与细胞表面的阴离子结合，提高慢病毒对细胞的感染效率，通常加入polybrene 能提高感染效率2～10 倍。有一定细胞毒性，需要摸索浓度（1～10μg/ml） 7、无血清培养基：optimen 8、贴壁细胞（复后3代以上的细胞） 9、puromycin：嘌呤霉素，用于筛选稳转细胞 二、具体步骤 <一>病毒包装与收集（中皿，转染步骤类似于瞬转） 第一天 1、种板，10×105个293T细胞，加入全培养基双抗DMEM 4-5ml，过夜 2、配制5X PEG8000/NaCl溶液 称取NaCl 8.766 g; PEG8000 50g溶解在200ml Milli-Q纯水中；121摄氏度 30min 湿热灭绝 30min；保存在4℃ 第二天 2、加入2ml全培养基DMEM 3、将1加入2，孵育10h，换成5ml全培养基
《中国癌症杂志》2013年第23卷第4期 CHINA ONCOLOGY 2013 Vol.23 No.4 241 人类输卵管上皮永生化细胞系的建立 及鉴定 高雯1,2 臧荣余1 王雁2 杨丽娜2 刘杨1 亓子豪2 尹胜1 杨恭2 1.复旦大学附属肿瘤医院妇科，复旦大学上海医学院肿瘤学系，上海200032； 2.复旦大学附属肿瘤医院实验研究中心，复旦大学上海医学院肿瘤学系，上海200032 ［摘要］ 背景与目的：最近研究表明卵巢高级别浆液性癌可能起源于输卵管上皮。本课题通过基因沉默和端粒酶导入技术将原代输卵管上皮细胞永生化，为以后建立恶性转化细胞系和卵巢癌动物模型奠定基础。方法：分离并培养输卵管上皮细胞，导入p53和pRb shRNA结合hTERTcDNA，建立p53和pRb基因同时沉默并过表达hTERT的永生化细胞系，并对永生化细胞系进行连续传代、沉默基因的蛋白质印迹法(Western blot)测定、SA-β-gal染色和非停泊生长实验及体内致瘤活性鉴定。结果：我们建立了稳定表达p53、pRbshRNA和hTERT的永生化输卵管上皮细胞系：FTE248116/p53i+pRbi+hTERT及FTE312249/p53i+pRbi+hTERT。结论：可以通过导入端粒酶基因及敲除抑癌基因p53和pRb来建立永生化细胞系,并有望于构建恶性转化细胞系和人类高级别浆液性卵巢癌动物模型。 ［关键词］ 输卵管上皮细胞；p53；pRb；hTERT；永生化 DOI: 10.3969/j.issn.1007-3969.2013.04.00X 中图分类号：R737.32 文献标志码：A 文章编号：1007-3639(2013)04-0241-07 Immortalization of human fallopian tube epithelial cells GAO Wen 1,2, ZANG Rong-yu 1, WANG Yan 2, YANG Li-na 2, LIU Yang 1, QI Zi-hao 2, YIN Sheng 1, YANG Gong 2 (1.Departements of Gynecological Oncology, Fudan University Shanghai Cancer Center, Department of Oncology, Shanghai Medical College, Fudan University, Shanghai 200032, China; 2.Cancer Research Laboratory, Fudan University Shanghai Cancer Center, Department of Oncology, Shanghai Medical College, Fudan University, Shanghai 200032, China) Correspondence to: YANG Gong E-mail: yanggong@https://www.doczj.com/doc/5b10665532.html, ［Abstract ］ Background and purpose: Recent researches indicate that high grade serous ovarian carcinoma is derived from fallopian tube epithelial malignancy. In this study, we used primary fallopian tube epithelium to establish the immortalized cell lines by silencing of tumor suppression genes and introduction of hTERT, in order to further build malignant cell lines and ovarian cancer animal models. Methods: Primary fallopian tube epithelia were isolated and transfected with a plasmid containing pRb and p53 shRNAs combined with hTERT to establish immortalized cell lines. The resulting cells were validated through examining cell population doublings, p53 and pRb expression, SA-β-gal activity; anchorage-independent growth and in vivo tumorgenesis. Results: We successfully established two immortalized fallopian tube epithelial cell lines: FTE248116/p53i+pRbi+hTERT, FTE312249/p53i+pRbi+hTERT through silencing of p53 and pRb and introduction of hTERT simultaneously. Conclusion: The establishment of immortalized cell lines can be accomplished by introduction of p53 and Rb shRNA and overexpression of hTERT, and these cells may be used to establish the transformed cell lines and ovarian cancer animal models. ［Key words ］ Human fallopian tube epithelia cells; p53; pRb; hTERT; Immortalization 基金项目：国家自然科学基金项目(No: 81171911)。通信作者：杨恭 E-mail:yanggong@https://www.doczj.com/doc/5b10665532.html, 卵巢癌(ovarian cancer)是致死率最高的妇科恶性肿瘤。在原发性卵巢癌中，75%～90%是上皮性癌。目前越来越多的证据表明：高级别浆液 性卵巢上皮性癌起源于输卵管上皮，卵巢只是继发受累。无论从形态学分析还是经过蛋白组学分析都证实高级别浆液性卵巢癌起源于输卵管上皮［1］。正常上皮细胞在体外连续传代6～15
作者：空青山 作品编号：89964445889663Gd53022257782215002 时间：2020.12.13 稳转慢病毒 一、所需试剂 1、慢病毒载体（详细信息见附录及《质粒的扩增提取》）（大肠杆菌-80℃保存2-3年，质粒-20℃保存2-3年，病毒液-80℃保存1年） （1）载体质粒：两端的LTR、剪切位点、包装信号Ψ以及抗性或荧光基因、gag基因5′端350bp的序列及位于env序列中的RRE，含宿主RNA聚合酶识别部分 （2）包装质粒（psPAX2）：包含了pol、gag包装成分 （3）包膜质粒（pMD2.G）：用其他病毒的包膜蛋白代替了env基因. 三种质粒共同转染产生不具有自我复制能力的病毒载体。 2、包装细胞：293T细胞 3、菌株：大肠杆菌，用于提取质粒 4、转染试剂：XTREME-GENE（-20℃保存，不可分装），一种脂质与其他组份构成的混合物 5、浓缩试剂（配好后4℃保存，原材料室温保存）：5X PEG8000/NaCl溶液（聚乙二醇）：NaCl 8.766 g; PEG8000 50g溶解在200ml Milli-Q纯水中，高压蒸汽灭菌 **也可直接从公司买来病毒液（-80℃封口膜封口冻存管保存，4℃保存3天）：滴度一般为108TU/ml 6、10mg/ml polybrene（-20℃分装保存）：溴化己二甲铵。是带正电的小分子，与细胞表面的阴离子结合，提高慢病毒对细胞的感染效率，通常加入polybrene 能提高感染效率2～10 倍。有一定细胞毒性，需要摸索浓度（1～10μg/ml） 7、无血清培养基：optimen 8、贴壁细胞（复苏后3代以上的细胞） 9、puromycin：嘌呤霉素，用于筛选稳转细胞 二、具体步骤 <一>病毒包装与收集（中皿，转染步骤类似于瞬转） 第一天 1、种板，10×105个293T细胞，加入全培养基双抗DMEM 4-5ml，过夜 2、配制5X PEG8000/NaCl溶液 称取NaCl 8.766 g; PEG8000 50g溶解在200ml Milli-Q纯水中；121摄氏度 30min 湿热灭绝 30min；保存在4℃ 第二天
(一)筛选结果鉴定: （1)基因组ＤＮＡ提取→PＣR鉴定外源基因 （２)SHG－44-重组pcDNA3阳性细胞、SHG-４4-vect裂解→聚丙烯酰胺凝胶电泳→免疫印迹鉴定Ｐ16蛋白表达(Westeｒn-blot)。 (3)测定外源性基因对ＳHＧ-４４细胞增殖的影响 ①流式细胞仪分析：SHG-４4、ＳHＧ－44-vect、SＨG-44-重组ｐｃDＮA3→单细胞悬液→７0%酒精固定→裂解细胞→核糖核酸酶消化→碘化丙啶染色→上机分析G1期和G2/M、Ｓ期比例。 ②细胞生长曲线测定：SHG-4４、SHＧ-4４-vect、SＨG-44-重组ｐcＤ NA3→5×104/孔接种２4孔培养板→２４hr后各自用苔盼蓝染色计数细胞→计算细胞生长抑制百分率。 ③软琼脂克隆形成率分析:SHG－44、SＨＧ-44－vect、ＳHG-44－重组pｃDNA3→1０4细胞→0.3％低熔点琼脂糖培养→１－２周后计数不可少于５0个细胞的克隆数→计算克隆形成率抑制率。 三、注意事项 1、优化转染条件(脂质体的用量、DNA密度、细胞密度、脂质体和ＤNA 混合孵育时间)每种细胞和质粒均须进行。用于转染的核酸应高度纯化。为避免微生物污染，所用溶液滤过灭菌，以及随后的使用应在无菌条件下,这是细胞惯常的做法。但是，脂质体以及脂质体／DNA混合物无需滤过除菌。 ２、预备脂质体/DNA混合物必须在无血清下进行。但是在随后的脂质体／ＤＮＡ与被转染细胞共孵育的过程中,血清又是培养基的一部分。 3、在转染之前更换培养基,可提高转染效率，但所用培养基必须37℃预温。 ４、脂质体／DNA混合物应当逐滴加入，尽可能保持一致，从培养皿一边到另一边,边加入边轻摇培养皿,以确保均匀分布和避免局部高浓度。 常见问题和解答： Q：我觉得套环法操作不如９6孔办法效率高。 A：也不一定.依据实验目的与要求而定.如果克隆效率较低的细胞,套环可能更好.用９6孔板法,如果不是每孔单个细胞,就不能保证是单克隆．即使是增加到每
稳定转染细胞株的制备 带质粒的大肠杆菌的激活和扩增 （1）取-80℃冻存的带有质粒的大肠杆菌在室温解冻，或者放置37℃恒温水中约 2min,待冰完全融解即可使用。 （2）LB 培养基的制备按照如下配方配制 胰蛋白胨(Tryptone) 10g/L 酵母提取物(Yeast extract) 5g/L 氯化钠(NaCl) 10g/L 用 NaOH 调节该培养基的 pH,使其达到 7.4，高温高压灭菌后室温保存，使用时加入氨苄青霉素(浓度为 0.1mg/ml) （3）LB 固体培养基的制备到 200mlLB 液体培养基加入 3g 琼脂混匀后高温高压灭菌，待冷却至约55℃时在无菌条件下加入氨苄青霉素摇匀，分别倒入 6-7 个培养皿中，用封口膜封边，并倒置放于4℃保存。 （4）扩增用接种环按照四线法将解冻后的工程菌涂布接种到 LB 固体培养基上，待凉干后，用封口膜将培养皿封闭，然后倒置于37℃恒温箱中培养过夜(不能摇晃)，根据情况可适当延长培养时间。观察培养基上的单克隆工程菌，待长出后，用接种环将一个单克隆工程菌转移接种到 10mlLB 液体培养基中，放入掁荡培养箱中37℃摇荡培养过夜，第二天观察，待 LB 液体培养基变浑浊后，4℃ 冰箱保存，以待进行下一步质粒的提取。 质粒的提取 准备质粒提取盒和扩增的带质粒大肠杆菌培养液 （1）取 75ml 扩增变浑浊的 LB 液体培养基置于试管中。 （2）5,000×g 离心 10 分钟，弃去上清液，将试管倒置在滤纸上空干。 （3）取出质粒提取盒，用 3ml 细胞重悬浮液对试管中的细胞进行重悬浮。 （4）加入 3ml 细胞裂解液，轻轻摇晃试管混匀，室温下孵育 3 分钟，产生白色絮状沉淀，然后加入 5ml 中和液混匀 （5）将 Clearing Column(兰色)放入一新的 50ml 离心管，将上述试管中裂解后的液体倒入兰管，孵育 2 分钟，1500×g 离心 5 分钟，效果不佳的话可再离心一次，离心液待用。 （6）将 Binding Column(白色)放入一新的 50ml 离心管，取上述离心液倒入白管，1500×g 离心 3 分钟，弃去离心液。 （7）在白管中加入 5ml 内毒素清洗液(需加异丙醇)，1500×g 离心 3 分钟，弃去离心液，在白管中再加 20ml 柱洗液(含有乙醇)，1500×g 离心 5 分钟，弃去离心液后，继续1500×g 离心 10 分钟，以保证彻底除去乙醇。 （8）取出白管，在滤纸上轻敲白管顶端的尖嘴，以保证去除试管中的乙醇，并用滤纸擦去白管外壁上的乙醇。 （9）把白管放入一个新的 50ml 离心管中，加入 600μl 无核酸酶的水(要把水加到白管中的 DNA 结合膜上),然后 1500-2000×g 离心 5 分钟 （10）收集离心管中的滤液，并转到 1.5mlEP 管中，密封，-20℃保存。 提取质粒的 DNA 电泳鉴定 （1）制胶取 0.15g 琼脂糖，15ml 1×TAE 混匀，微波炉加热 20 分钟，使之熔化，待自然冷却 60-70℃ 时，加入 0.25μl EB,轻轻混匀。 （2）将冷却至约60℃ 的凝胶倒入准备好的胶床内，厚度约 5mm,室温静置 1h,待胶固化后，置于电泳槽中，样品端位于负极。
细胞克隆转化筛选系统 1)应用细胞范围至少包含原代细胞、CHO、HEK、Vero、NS0、BHK、CAP-T?、 昆虫细胞以及其他细胞系。 2)转染目标体系至少含DNA、mRNA、siRNA、蛋白质、小分子以及细胞裂解 物等。 3)适用规模至少涵盖基础研究、实验开发、大规模筛选和生产、临床前研究等。 4)★3.4转染成功率：系统对于不同类型的细胞株均有很高成功率，针对CHO 细胞系大于等于90%，需提供文献证明。 5)★3.5细胞存活率：系统对于不同类型细胞株转染7天之后细胞均有很高存 活率，针对CHO细胞系在转染10天之后成活率大于等于90%，需提供文献证明。 6)★3.6转染速度：大于等于5E5cells/s，大于等于2E10cells/30min。 7)★3.7转染通量：5E5到2E10个细胞。 8)★3.8电转方式：可同时进行静态转染和流式转染两种方式。 9)★3.9转染的体积：为50μl到100ml/sample。 10)★3.10流式转染的流速：大于等于8ml\min。 11)3.11系统可扩展性：可以快速和批量转染，当细胞数量在5E5到2E7个时， 可采用小规模转染装置进行静态转染，当细胞数超过1E10个时，可采用大规模转染装置进行流式转染。 12)系统安全性：所应用材料符合化学品安全认证，所有耗材均经过消毒处理。 13)系统通过CE认证 仪器主要配置： 1、Maxcyte STX系统主机：1套 2、配套操作软件：1套 3、配套安装启动包：1套 电脑工作站（最新配置）：1套。CPU：Intel Core I5-7400，四核，三级缓存，6MB；GT7302G DDR3显卡；内存：8GB，速度：DDR4。硬盘：1TB。
Q：G418怎么配制？ A：我觉得不能用水配，因为这样PH会变化很大，至少要用PBS。我是配在HEPES 溶液中的，具体方法如下：1g包装的G418瓶子中，加入10ml HEPES溶液，浓度为100 mg/ml完全溶解后，0.22 um过滤，－20度保存。HEPES缓冲液配方如下：90 ml 水中，0.8 g NaCl, 0.037 g KCl, 0.0135 g Na2HPO4.2H2O, 0.1 g 葡萄糖，0.5 g HEPES,溶解，NaOH调PH至7.05,定容至100ml。 Good answer: 推荐用HEPES。特别是当细胞对G418不敏感，G418使用浓度高时，如果用水、PBS配置，会极大的改变细胞培养基的pH值，影响细胞的生长。1mol/L HEPES 的简单配置：HEPES 11.91g，溶解于40ml的ddH2O，用10mol/L的NaOH调节pH至7.5-8.0，定容至50ml，0.22um小滤器过滤。HEPES最终使用浓度 15-20mM。 Q: 我想一步筛选出高拷贝整合的高表达的细胞克隆，如果我用很高浓度的G418直接加进培养瓶直接筛选，这样做可以吗？我做过G418杀伤曲线，300ug\ml 就基本上可以杀死细胞，我想直接用1000ug\ml来筛选，不知是否可行？会不会有什么问题？ A: G418筛选要做预试验确定最佳浓度，将细胞稀释至1000cell/ml，每孔100ul 加入有培养基的24孔板，将每孔中的G418浓度稀释至0,,100, 200,300, 400,500, 600,700, 800,900, 1000,11 .00ng/ml等１2个级别, 培养10-14天，以最低细胞全部死亡浓度为基准，一般400-８００左右，筛选时比该浓度再高一个级别，维持使用筛选浓度的一半。 G418浓度太高也不好，会对细胞的损伤太大，影响增殖。我用过Zeocin，为了加速筛选，用了最低剂量的两倍浓度，结果一个阳性克隆都没筛到，欲速则不达。 Q: 我用24孔板做了G418筛选的浓度梯度，确定最低致死浓度为600mg/l。我现在用这个浓度筛选我转染后的细胞，我应该保持这个浓度多少天才能确保我筛选完成呢？在这期间可以换液吗？筛选完了之后存活的细胞再培养传代的话，培养基中是否还应该加一定浓度的G418？如果要加的话什么浓度比较合适？
中的作用提供细胞模型。方法：将含有核仁素全长的质粒pCMV-Tag2B-Nuc用脂质体转染技术导入H9C2细胞，使核仁素在细胞内表达，用G418筛选出稳定表达核仁素的细胞株；用双酶切、DNA测序鉴定质粒，用RT-PCR及Western blot检测核仁素基因在靶细胞中的整合与表达。结果：经G418反复筛选的H9C2细胞株中，核仁素基因在mRNA及蛋白质水平表达均较野生型细胞及转空载体细胞升高。结论：用含核仁素全长的质粒转染H9C2大鼠心肌细胞，经筛选后可稳定表达核仁素。 【关键词】核仁素；H9C2细胞；基因转染 Abstract Objective:To establish H9C2 cell line that can stably express the nucleolin,whi ch can provide a cell line with which we can analyze the function of nucleolin in apopto sis of cardiomyocytes.Methods:The pCMV-Tag2B-Nuc plasmid was transfected into H9C2 cells with lipofectin,the stable transfectants screened by G418 and the expression of nucleo lin was identified and analyzed by RT-PCR and Western blot.The pCMV-Tag2B-Nuc plas mid was confirmed by double-enzyme digestion and sequencing.Results:After G418 screeni ng, compared with the control group,the mRNA and protein of nucleolin in transfected cel l line were highly expressed, as demonstrated by the RT-PCR and Western blot analysis.C onclusion:The rat H9C2 cell line stably expressing nucleolin was successfully constructed. Key words Nucleolin; H9C2 cell line; Gene transfection 近年来的研究表明，越来越多的心血管疾病发生发展与细胞增殖和凋亡有关。细胞凋亡的发生机制十分复杂，至今仍未完全阐明。核仁素（又称C23）是真核细胞核仁中最主要的一种蛋白质，具有多种生物学功能，它不但直接参与核糖体的生物合成与成熟，还直接或间接参与细胞增殖、生长、胚胎发生、胞质分裂、染色质复制与核仁的发生等过程［１］。另有研究表明，核仁素蛋白的断裂和转位改变与细胞凋亡的发生相关［２，3］。因此，本研
细胞转染技术原理及应用 常规转染技术可分为两大类，一类是瞬时转染，一类是稳定转染（永久转染）。前者外源DNA/RNA不整合到宿主染色体中，因此一个宿主细胞中可存在多个拷贝数，产生高水平的表达，但通常只持续几天，多用于启动子和其它调控元件的分析。一般来说，超螺旋质粒DNA转染效率较高，在转染后24-72小时内（依赖于各种不同的构建）分析结果，常常用到一些报告系统如荧光蛋白，β半乳糖苷酶等来帮助检测。后者也称稳定转染，外源DNA 既可以整合到宿主染色体中，也可能作为一种游离体（episome）存在。尽管线性DNA比超螺旋DNA转入量低但整合率高。外源DNA整合到染色体中概率很小，大约1/104转染细胞能整合，通常需要通过一些选择性标记，如来氨丙基转移酶（APH；新霉素抗性基因），潮霉素B磷酸转移酶（HPH），胸苷激酶（TK）等反复筛选，得到稳定转染的同源细胞系。 转染技术的选择对转染结果影响也很大，许多转染方法需要优化DNA与转染试剂比例，细胞数量，培养及检测时间等。一些传统的转染技术，如DEAE右旋糖苷法，磷酸钙法，电穿 孔法，脂质体法各有利弊 近年来国际上推出了一些阳离子聚合物基因转染技术，以其适用宿主范围广，操作简便，对细胞毒性小，转染效率高受到研究者们的青睐。其中树枝状聚合物（Dendrimers）和聚乙烯亚胺（Polyethylenimine，PEI）的转染性能最佳，但树枝状聚合物的结构不易于进一步改性，且其合成工艺复杂。聚乙烯亚胺是一种具有较高的阳离子电荷密度的有机大分子，每相隔二个碳个原子，即每“第三个原子都是质子化的氨基氮原子，使得聚合物网络在任何pH 下都能充当有效的“质子海绵”(proton sponge)体。这种聚阳离子能将各种报告基因转入各种种属细胞，其效果好于脂质聚酰胺，经进一步的改性后，其转染性能好于树枝状聚合物，而且它的细胞毒性低。大量实验证明，PEI是非常有希望的基因治疗载体。目前在设计更复杂 的基因载体时，PEI经常做为核心组成成分。 线型PEI（Line PEI,LPEI）与其衍生物用作基因转染载体的研究比分枝状PEI（Branched PEI,BPEI）要早一些，过去的研究认为在不考虑具体条件，LPEI/DNA转染复合物的细胞毒性较低，有利于细胞定位，因此与BPEI相比应该转染效率高一些。但最近研究表明BPEI 的分枝度高有利于形成小的转染复合物，从而提高转染效率，但同时细胞毒性也增大。超高分枝的、较柔性的PEI衍生物含有额外的仲胺基和叔胺基，在染实验中发现这种PEI的毒性 低，但转染效率却较高。 GenEscort是采用各种分枝状和超高分枝状的小分子PEI与各种含有生理条件下可降解键的交联剂交联，合成出的一系列高分枝的可降解的PEI衍生物。聚合物的分枝结构使得其具有较高的正电性，因此易于高效地包裹各种DNA、RNA分子及质粒形成小的纳米颗粒，从而提高转染效率，当所形成复合物进入细胞以后，其中所含的生理条件下可降解的化学键在细胞内水解，使交联聚合物分解为无细胞毒性的小分子PEI，这样结构的转染试剂在体外应用可以获得高的转染效率和低的细胞毒性，其可降解性对体内应用也具有重要的意义。
实验报告 题目:单元二:目的基因的克隆、转化及重组子筛选 指导老师:丛佩清 日期:2013/10/24-2013/10/26 一．实验目的： (1)学习和掌握DNA片段胶回收的方法。 (2)学习DNA连接的有关技术。 (3)掌握用CaCl2 法制备感受态细胞的原理和方法。 (4)学习和掌握质粒DNA的转化和重组质粒的筛选方法。 (5)掌握质粒提取的基本方法。
(6)学习和掌握限制性内切酶的使用方法。 二．实验原理： (1)cDNA的TA克隆:Taq酶能够在PCR产物的3’末端加上一个非模板依赖的A，而T载体是一种带有 3’T突出端的载体，在连接酶作用下，通过粘性末端连接，把PCR产物插入到质粒载体的多克隆位点，称为 T-A克隆。可用于PCR产物的克隆和测序。 (2)感受态细胞制备原理：细菌处于容易吸收外源DNA的状态叫感受态,细菌处于0℃，CaCl2的低渗溶液中，细胞膨胀，细胞壁通透性增强,在冷热变化刺激下细胞膜表面产生裂隙，使外源DNA进入。 (3)蓝白斑筛选:载体带有一个LacZ基因的调控序列和头146个氨基酸的编码信息，编码α-互补肽；宿主细胞编码C端部分序列。诱导物IPTG 和乳糖的结构相似，可以与乳糖操纵元的阻遏蛋白结合，从而解除阻遏蛋白的作用，使载体得以合成α-互补肽，与宿主细胞编码的C端部分结合形成β-半乳糖苷酶，而X-Gal是β-半乳糖苷酶的显色底物，在β-半乳糖苷酶的催化下会产生蓝色产物。可用于重组克隆的筛选，重组克隆无法产生α-互补肽，因而无法使X-Gal显色，培养基上表现为白色菌落。 三．实验材料： 大肠杆菌DH5a、LB培养基、0.1mol/L CaCl2溶液、Binding Buffer、spin-column、SPW 溶液、1μl pMD19-T Vector、5μlSolution Ⅰ、250μlSolution Ⅰ、250μlSolution Ⅱ、350μlSolution Ⅲ、HiBind ? Mini Columns (I)、500 μlBuffer HB、1400 μlDNA Wash Buffer等 四．实验步骤、现象、结果及分析： Ⅰ10月24号 (1)cDNA电泳及胶回收 1. 取上周制备的置于-20℃冰箱保存的目的基因产物1、2、3组DNA样品，选取其中2号组及3号组进行琼脂糖电泳，因1号组RT-PCR琼脂糖凝胶电泳有杂带故弃而不用，1、3号组DNA样品（已加入loading buffer）分别加入SYBR Gold2μl，1%琼脂糖电泳，紫外灯下切胶。 2.把所割胶放入1.5 ml EP管，称重如下表一。 表一：cDNA琼脂糖凝胶重量 空管2管3管 重量（g）0.9045 1.2280 1.2961 净重（g）0.3235 0.3916 3.按1g/1ml 的量，大致各加入400μl Binding Buffer，65℃水浴7min；（每隔2－3 min，摇一下）； 4.把溶液转移至spin-column，10000g 离心1 min ，倒出套管内残液； 5.在柱子中加入300μl Binding buffer，10000g 离心1min，倒出套管内残液； 6.在柱子中加入700ul 的SPW 溶液，放置3min，10000g 离心1min ，去残液； 7.10000g 离心1min（去乙醇）； 8.把柱子放入干净的1.5ml EP 管。加Elution Buffer 20μl。室温放置1min，10000g 离心1min。 9.检测DNA的纯度和浓度，如下表二所示。选取质量好的2号组进行接下来的连接转化。 表二：cDNA吸光度测定 2组3组
如何选择合适的细胞稳转株 细胞稳转株是一种经过特定基因修饰的细胞株，可根据实验所需表达外源基因、进行基因敲除、敲入、以及精确改变基因序列（如点突变）。对比一般瞬转方法，利用细胞稳转株开展实验能够获得长期而稳定的特定性状，因此有助于增强实验的可重复性。细胞稳转株除了可用于基因调控研究，也非常适合于长周期的药物筛选和药理学研究、重组蛋白和抗体生产等实验。载体家凭借其资源完备的载体定制平台，通过病毒转导常规肿瘤细胞的方式可构建多种应用类型的细胞稳转株。 过表达模型细胞稳转株 通过慢病毒系统或转座子系统将外源基因表达框稳定整合进靶细胞基因组，实现外源基因在靶细胞的长期稳定表达。对比瞬转方法，构建过表达稳转株可避免瞬转中因转染效率导致的表达效率不一致的问题。构建好的细胞株中的外源基因不会因为细胞传代而丢失，可以持续表达特定的基因或ncRNA序列用以基因功能研究，重复实验时不需要对细胞重新转染质粒，大为节省了实验时间。 诱导表达模型细胞稳转株 采用Tet-on系统进行诱导表达目的基因，虽然可以直接进行质粒瞬转，但是载体家亦提供该类载体的慢病毒包装以构建相关的稳转细胞株。构建好的Tet-On系统细胞株同时表达tTS和rtTA 两种转录调控因子,而目的基因的表达可受四环素调控。其中tTS在四环素不存在的情况下会结合目的基因的上游TRE启动子，抑制目的基因表达。在细胞体系中添加四环素或其类似物后，rtTA进行响应并结合TRE启动子，激活目的基因表达。 shRNA干扰模型细胞稳转株 shRNA稳转株一般使用慢病毒或逆转录病毒在靶细胞基因组中导入shRNA表达框，实现shRNA在细胞系中的长期稳定表达。不同于siRNA瞬转，shRNA稳转株可内源性地稳定表达siRNA效果，不受转染效率影响，从而获得更稳定的基因敲低效果 CRISPR基因编辑细胞稳转株 构建CRISPR基因编辑细胞稳转株是当今研究基因和细胞功能关系的流行工具。通过gRNA引导Cas9靶向靶细胞基因组特定序列的CRISPR基因编辑，如基因敲除、敲入和定点突变，可以从DNA水平修饰靶细胞的基因序列。载体家提供两种gRNA表达模式，第一种是转导gRNA/Cas9共表达载体，gRNA和Cas9在细胞株中同时表达。第二种是构建Cas9表达稳转株，再根据实验需求导入gRNA表达载体。使用单Cas9表达稳转株可以获得更大的实验灵活性，如导入多个gRNA打靶GOI，或者多个gRNA与多种Cas9（野生型Cas9, Cas9n, dCas9等）之间进行搭配等。
ERGIC3的稳定表达细胞株的建立与鉴定 郑翔，刘兴宇，李学英，吴明松* （遵义医学院细胞生物学与遗传学教研室，贵州遵义563000） [摘要] 目的构建ERGIC3基因的真核表达载体，通过将载体转染支气管上皮细胞株BEAS-2B，筛选并建立ERGIC3稳定表达的细胞株，为进一步研究ERGIC3在肺癌中的作用奠定基础。方法采用RT-PCR方法获取人类ERGIC3基因的ORF 框的DNA序列；构建逆转录病毒载体pLXSN-ERGIC3，用PT-67细胞包装后获得病毒颗粒；用病毒颗粒感染BEAS-2B细胞；通过G418筛选获取整合了外源基因ERGIC3的细胞；单克隆化成为稳定转染ERGIC3细胞株；然后用定量RT-PCR和Western blot进行鉴定后，用划痕实验研究稳定转染细胞株的迁移能力和形态学变化。结果获得了4个ERGIC3稳定表达细胞株，这些细胞株的ERGIC3表达量远高于对照组细胞。稳定转染细胞株的迁移能力显著增强（P<0.05）。结论成功的构建了ERGIC3基因的真核表达载体pLXSN-ERGIC3；筛选出ERGIC3基因稳定转染支气管上皮细胞株且其迁移能力明显增加。 [关键词] ERGIC3；稳定转染；真核表达；肺癌 [中图分类号] Q782[文献标志码] A Construction and identification of cell lines with ERGIC3 gene stable transfection ZHENG Xiang, LIU Xing-yu, LI Xue-ying, WU Ming-song (Department of Cell Biology and Genetics, Zunyi Medical University, Guizhou Zunyi 563000, China) [Abstract]Objective To construct a eukaryotic expression vector carrying human gene ERGIC3 and to obtain human bronchial epithelial cell line stably transfected with ERGIC3, which provides the foundation of ERGIC3 in lung cancer. Methods The pLXSN retroviral vector was inserted the DNA fragment of open reading frame sequence (ORF) of gene ERGIC3 which obtained by PCR method. After the constructed pLXSN vector was transfected into the packaging cell, PT67 cell line for 48 hours, the replication-incompetent retroviral particles were harvested and infected the BEAS-2B cells. Screened with G418，the single cell clones were sought out and cultured which were stable transfection cell lines. Then the migration of the cell lines was tested by wound healing scratch assay. Results The vector carrying ERGIC3 was successfully constructed and 4 stable transfection cell lines were obtained, as well as the ERGIC3 expressions were higher than the control by real-time PCR and Western blot. The ability of the stable transfected cell line with ERGIC3 was significantly faster than the control cell (P<0.05). Conclusion The stable cell lines with expression [基金项目] 贵州省科学技术基金（黔科合J字[2013]2319号）；遵义医学院博士启动基金（F-655）。 [通讯作者] 吴明松，男，博士，研究方向：肿瘤细胞分子生物学，E-mail： hanyue4187@https://www.doczj.com/doc/5b10665532.html,。
G418筛选稳定表达细胞系经验总结 我做了稳定转染，从G418浓度确定到最后的单克隆化鉴定。有自己的体会也有其他战友遇到的情况, 和大家分享. 没有总结好的地方，大家补充。 筛选之前确定G418浓度： 1、由于每种细胞对G418的敏感性不同，而且不同的厂家生产的G418有效成分的比重不同，一般1g的粉剂中有效的G418含量大约为0.722g。 2、G418是新霉素的类似物，两者都是通过抑制核糖体的功能和蛋白质的合成而杀死细胞的。但是新霉素对真核细胞无作用而G418对细菌和真核细胞都起作用。neo就是编码3‘磷酸转移酶的基因，它表达的蛋白能够分解新霉素G418。在进行转染时细胞膜受到影响，抗生素可能对细胞产生较大影响，加上G418有杀菌作用，所以有人主张转转染时不加其它抗生素。 3、汇合度对G418筛选结果的影响很大，一般筛选时汇合度不宜超过50% 4，G418的活性不尽相同，所以在筛选之前，一定要确定G418的最佳筛选浓度。具体如下：将细胞稀释到1000个细胞/ml，在100ug/ml~1mg/ml的G418浓度范围内进行筛选，选择出在10~14天内使细胞全部死亡的最低G418浓度来进行下一步的筛选试验。6个细胞电转后，分别接种1/4000，1/1000，1/300细胞到一个具体试验：3x1024孔板中，48h后加药筛选，此时1/300细胞孔内大约50%汇合度。理论上1/4000孔内应有4%的汇合度。筛选9天后，观察1/4000孔内有两三个克隆，按比例1/300孔内应该有几十个克隆，事实上，它们几乎全死光了，只有几个克隆。 加药时间和维持浓度 1，由于基因转染到细胞内之后要一段时间才能表达出蛋白质。所以筛选不能太早；但是也不能太晚，因为转染了外源基因的细胞代谢负荷较大，增值较慢，时间长了就会被没有外源基因转入的细胞所淹没，最终导致筛选不出阳性克隆，一般要在转染24小时之后才开始加G418筛选。随着细胞的代谢G418的浓度和活性都会下降，所以每3~5天都要更换一次含有G418的筛选液。这时药物浓度可以降至200ug/ml。 2，加抗生素的时机，主要是考虑插入到细胞基因组的抗性基因是否已经得到表达。一般是转染48小时后加入抗生素。挑出单克隆后就可以用维持浓度，一般是筛选浓度的。1/2． . 关于维持浓度，有人说细胞会出现对抗生素的抗性，应不断提高其浓度。而且，如果你要挑选到几个阳性克隆中较高表达的克隆的话，可以调整抗生素的浓度。当然，抗性基因高表达，目的基因不一定就跟着高表达。 筛选时的培养液 加药筛选约6天左右，细胞会大量死亡，孔中只剩下的细胞寥寥无几。这时会出现两个问题： 1，死亡的细胞会裂解释放出有害物质，导致那些有neo表达的阳性细胞死亡，
稳转株的制备 实验原理： 利用哺乳动物系统生产蛋白的方式有两种：瞬时转染和稳转株筛选。通过稳定细胞系构建筛选稳定表达细胞株。针对瞬时转染，外源基因在短时间转录翻译得到的蛋白量较少，能够满足小量蛋白制备，大量生产成本很高。相对于此，稳定转染的是将外源基因整合到细胞自身的基因组上，随着细胞的生长分裂外源基因可以稳定转染表达，同时经过抗生素加压筛选，最终得到能够稳定转染表达蛋白的细胞株，稳转株生产蛋白稳定性更好，批次差异性更小。 稳定转染的应用
影响稳定转染的因素 1、外源基因整合的几率 决定了稳转株筛选的简易程度，有利于稳定转染细胞的获得； 2、插入外源基因片段的拷贝数 一般情况下，低拷贝或者单拷贝可以降低人为因素的干扰； 3、整合位点转录活跃度 整合位点转录活跃度决定了稳转株筛选细胞后稳转株中外源基因片段的表达质量； 4、外源基因片段整合到细胞后的稳定性 不同的整合位点决定了外源片段在染色体中的稳定性，有些区域易发生重组或者丢失，从而使稳转株筛选后出现丢失的现象。 制备稳转株的实验步骤
一．准备及预实验 1、确定细胞系相关信息：需包括如下内容 注：务必保证细胞无支原体污染，方可进行稳转株构建！ 2、查阅慢病毒感染该细胞的MOI值 3、预实验确定筛选药物用量： （1）查阅Puromycin/Blastincidin在目的细胞中稳转株筛选的致死用量信息；参考查阅得到的数据，确定3个药物浓度梯度（如没有相关信息，则需将药物浓度梯度范围增大，数量增多至6个）； （2）D0将细胞铺于6孔板中，使D1细胞融合度约90%；D1按（1）中设置的药物梯度，加入药物； （3）D4换液，并重新加入药物； （4）D7观察，找到致死率100%的孔，该孔使用的药物浓度，即为药物筛选浓度。 二．稳转株筛选及构建 注：以下实验参数，按1株稳转株为例描述，实验需考虑有无对照稳转株！ 1、细胞铺板：D0将细胞接种于6孔板中（4个孔），使D1细胞融合度约70%
G筛选稳定表达细胞系 经验总结 Company number【1089WT-1898YT-1W8CB-9UUT-92108】
G418筛选稳定表达细胞系经验总结 我做了稳定转染，从G418浓度确定到最后的单化鉴定。有自己的体会也有其他战友遇到的情况,和大家分享.没有总结好的地方，大家补充。 筛选之前确定G418浓度： 1、由于每种细胞对G418的敏感性不同，而且不同的厂家生产的G418有效成分的比重不同，一般1g的粉剂中有效的G418含量大约为0.722g。 2、G418是新霉素的类似物，两者都是通过抑制核糖体的功能和蛋白质的合成而杀死细胞的。但是新霉素对真核细胞无作用而G418对细菌和真核细胞都起作用。neo就是编码3‘磷酸转移酶的基因，它表达的蛋白能够分解新霉素G418。在进行转染时细胞膜受到影响，抗生素可能对细胞产生较大影响，加上G418有杀菌作用，所以有人主张转转染时不加其它抗生素。 3、汇合度对G418筛选结果的影响很大，一般筛选时汇合度不宜超过50% 4，G418的活性不尽相同，所以在筛选之前，一定要确定G418的最佳筛选浓度。具体如下：将细胞稀释到1000个细胞/ml，在100ug/ml~1mg/ml的G418浓度范围内进行筛选，选择出在10~14天内使细胞全部死亡的最低G418浓度来进行下一步的筛选试验。一个具体试验：3x106个细胞电转后，分别接种1/4000，1/1000，1/300细胞到24孔板中，48h后加药筛选，此时1/300细胞孔内大约50%汇合度。理论上1/4000孔内应有4%的汇合度。筛选9天后，观察1/4000孔内有两三个，按比例1/300孔内应该有几十个，事实上，它们几乎全死光了，只有几个。 加药时间和维持浓度