目录
1.目的 (2)
2.范围 (2)
3.引言、定义和缩略语 (2)
4.程序 (2)
4.1大鼠的捉持 (2)
4.2小鼠的捉持 (3)
4.3豚鼠的捉持 (3)
4.4兔的捉持 (3)
4.5犬的捉持 (4)
5.登记和归档 (5)
5.1登记 (5)
5.2归档 (5)
6.职责 (5)
7.培训 (5)
1. 目的
本条SOP的目的是建立并规范实验动物的捉持及固定方法，使操作程序标准化。
2. 范围
本条SOP适用于所有参加动物试验的操作人员。
3. 引言、定义和缩略语
实验动物的捉持分为：大鼠的捉持、小鼠的捉持、豚鼠的捉持、兔的捉持、犬的捉持。
4. 程序
4.1大鼠的捉持
1)包身法：操作者一只手提鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上，向后
方轻拉鼠尾，使大鼠前肢固定在粗糙表面上，另一只手用拇指和另外4指从动物背部分别绕到动物的两侧腋下，将大鼠抓起（熟练者可不提鼠尾，直接将其抓住）。
2)提尾法：操作者用单手拇指和食指抓住动物尾根部提起。（图1）
图1 提尾法图2 固头法
3)固头法：操作者用单手拇指和食指抓住大鼠颈背部皮毛，使其头部固
定。（图2）
4)注意事项：不宜快速或突然抓取动物。对于有症状的大鼠，抓取时注
意避开其伤痛部位，避免增加动物痛苦。
4.2小鼠的捉持
1)双手法：操作者一只手提鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上，向后
方轻拉鼠尾，使小鼠前肢固定在粗糙表面上（图4）。迅速用另一只手的拇指和食指捏其双耳间颈背部皮肤，无名指、小指及掌心夹其背部皮肤和尾部，便可将小鼠牢固捉持（图3）（图5）。
图3小鼠双手捉持法图4小鼠单手捉持法图5 小鼠单手捉持法
2)单手法：小鼠置于笼盖上，先用食指和拇指抓住鼠尾后，手掌尺侧和
小指夹住鼠尾，然后拇指与食指捏住颈部皮肤（图5）
3)提尾法：用单手拇指和食指捉持尾根部。此法适用于从小群体中或单
一个体中操作小鼠。
4)固头法：操作者一只手拇指和食指抓住动物尾部，另一只手拇指和食
指抓住动物颈背部皮毛，使动物头部被固定。
4.3豚鼠的捉持
豚鼠性情温和，不易咬人，用手轻轻握住身体即可抓起（图6）。
图6 豚鼠的捉持
4.4兔的捉持
操作者一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，
使兔呈蹲坐姿势（图7）。切不可用手握持双耳提起兔子。
图7 兔的捉持
4.5犬的捉持
4.5.1器械固定法1
固定架组成：不锈钢支架、固定带、附件（滴流架、托盘）。
将固定架滑轮固定好后将犬放入支架中，将犬的头伸入头部固定器后调整头部固定器的位置，将头部固定；将前肢用固定带固定在前部支架上；后肢从支架的孔隙中自然穿出，用固定带将犬的躯干固定。根据犬的大小调整支架，使犬处于比较舒适的位置。
此固定架可应用于采血、生理、给药等多项操作。操作结束将固定带解开把犬从固定架中取出后将固定架清洗干净。
4.5.2器械固定法2
固定架组成：不锈钢支架、固定兜布。
将犬放入固定兜中，四肢从支架的固定兜中四肢的孔隙中自然穿出，使头部和身躯保留在固定兜中。必要时，不锈钢支架下有犬的四肢固定铰链，可用于同时固定犬的四肢。使犬拘束在固定兜中能够配合试验操作。此固定架可应用于采血、生理、给药等多项操作。操作结束将固定带解开把犬从固定架中取出后将固定架清洗干净。
4.5.3人工固定法1
操作者采取从犬后背部用双腿环抱住犬，手固定住犬的前肢或后肢，使犬拘束保持直立体位。
4.5.5人工固定法2
操作者将犬抱起，同时双手分别固定住犬的前后肢。使犬在操作者怀中
呈直立状态，便于试验操作。
5. 登记和归档
5.1 登记
无。
5.2归档
无。
6. 职责
操作者职责：
?阅读本条SOP。
7. 培训
操作者：
?阅读本条SOP。
第一节实验动物的捉拿、固定和编号方法 在基础医学实验中，正确捉拿与固定动物，是实验工作的基础，也是实验顺利进行的保证。掌握正确捉拿、固定动物的目的就是防止实验者被动物咬伤抓伤，同时也是为了维持动物的正常生理活动，从而不影响实验观察结果。 一、实验动物的捉拿与固定方法 在基础医学实验中，最常用的动物有小鼠、大鼠、豚鼠、蟾蜍、蛙、家兔和犬，现分别就其捉拿与固定方法依次予以介绍。 1. 小鼠 捉拿时先用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，在其向前爬行时，右手向后拉尾(图5-1)，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和头颈部皮肤，将其置于左手心中，拉直四肢并用左手无名指压紧尾和后肢(图5-2)，右手即可作注射或其他实验操作。取尾血及尾静脉注射时，可将小鼠固定在金属或木制的固定器上(图5-11)。 图5-1 图5-2 2. 大鼠 方法基本与捉拿小鼠相同，但实验者事先应戴帆布防护手套。用右手将鼠尾抓住提起，放在较粗糙的台面或鼠笼上，抓住鼠尾向后轻拉，左手拇指和食指抓紧两耳和头颈部皮肤，余下三指紧捏鼠背部皮肤，如果大鼠后肢挣扎厉害，可将鼠尾放在小指和无名指之间夹住，将整个鼠固定在左手中，右手进行操作。若进行手术或解剖，则应事先麻醉或处死，然后用棉线活结缚四肢，用棉线固定门齿，背卧位固定在大鼠固定板上。需取尾血及尾静脉注射时，可将其固定在大鼠固定盒里，将鼠尾留在外面供实验操作。 3. 豚鼠 豚鼠具有胆小易惊的特性，因此抓取时要求快、稳、准。一般方法是：先用右手掌迅速、轻轻地扣住豚鼠背部，抓住其肩中上方，以拇指和食指环握颈部，对于体型较大或怀孕的豚鼠，可用另一只手托住其臀部(图5-3、图5-4)。
二十种常见实验动物模型 一、缺铁性贫血动物模型 缺铁性贫血（iron deficiency anemia，IDA）是体内用来合成血红蛋白（HGB）的贮存铁缺乏，HGB合成减少而导致的小细胞低色素性贫血，主要发生于以下情况：（1）铁需求增加而摄入不足，见于饮食中缺铁的婴幼儿、青少年、孕妇和哺乳期妇女。（2）铁吸收不良，见于胃酸缺乏、小肠粘膜病变、肠道功能紊乱、胃空肠吻合术后以及服用抗酸和H2受体及抗剂等药物等情况。（3）铁丢失过多，见于反复多次小量失血，如钩虫病、月经量过多等。 IDA是一种多发性疾病，据报道，在多数发展中国家，约2/3的儿童和育龄妇女缺铁，其中1/3患IDA，因此，研究IDA的预防和治疗具有重要的意义。在这些研究中，缺铁性贫血的动物模型（Animal model of IDA），又是实施研究的基础工具。常见的IDA动物模型的构建技术如下： 实验动物：一般选用SD大鼠，4周龄，雌雄不拘，体重65g左右，HGB≥130g/L。 建模方法：低铁饲料加多次少量放血法。低铁饲料一般参照AOAC 配方配制，采用EDTA浸泡处理以去除饲料中的铁，饲料中的含铁量是诱导SD大鼠形成缺铁性贫血模型的关键，现有研究表明，饲喂含铁量<15.63mg/Kg的饲料35天，SD大鼠出现典型IDA表现，而饲喂
含铁40.30mg/Kg的饲料SD大鼠出现缺铁，但并不表现贫血症状。建模时一般采用去离子水作为动物饮水，以排除饮水中铁离子的影响。少量多次放血主要用于模拟反复多次小量失血导致的铁丢失，还可以加速贫血的形成。放血一般在低铁饲料饲喂2周后进行，常用尾静脉放血法，1～1.5ml/次，2次/周。 模型指标：（1）HGB≤100g/L；（2）血象：红细胞体积较正常红细胞偏小，大小不一，中心淡染区扩大，MCV减小、MCHC降低；（3）血清铁（SI）降低，常小于10μmol/L，血清总铁结合力（TIBC）增高，常大于60μmol/L。 需要指出的是，以上模型不能用于铁吸收不良相关IDA的防治研究。根据具体的研究需要，也可以适当调整建模方法。 二、白血病动物模型 用免疫耐受性强的人类胎儿骨片植入重症联合免疫缺陷病(SCID)小鼠皮下，出于人类造血细胞与造血微环境均植入小鼠，建立具有人类造血功能的SCID小鼠模型称为SCID－hu小鼠。再将髓系白血病患者的骨髓细胞植入SCID－hu小鼠皮下的人类胎儿骨片内，植入的髓系白血病细胞选择性生长在SCID－hu小鼠体内的人类造血微环境中，即为人类髓系白血病的小鼠模型。SCID小鼠是由于其scid所致。T、B淋巴细胞功能联合缺陷，这种小鼠能接受人类器官移植物。 造模方法：
第一节实验动物的抓取固定方法 一、小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。 图2-1 小鼠的抓取固定方法 图2-2 小鼠尾静脉注射方法 二、大鼠的抓取固定方法 大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定
板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。 三、蛙类的抓取固定方法 蛙类抓取方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢、右手进行操作（见图2-3）。 图2-3 蛙、蟾蜍抓取固定方法 在抓取蟾蜍时，注意勿挤压其两则耳部突起之毒腺，以免毒液射进眼中。 实验如需长时间观察，可破坏其脑脊髓（观察神经系统反应时不应破坏脑脊髓）或麻醉后用大头针固定在蛙板上。依实验需要采取俯卧位或仰卧位固定。 四、兔的抓取固定方法 （一）抓取实验家兔多数饲养在笼内，所以抓取较为方便。一般以右手抓住兔颈部的毛皮提起，然后左手托其臀部或腹部，让其体重重量的大部分集中在左手上（图2-4），这样就避免了抓取过程中的动物损伤。不能采用抓双耳或抓提背部。 （二）固定一般将家兔的固定分为盒式、台式和马蹄形三种。盒式固定，适用于兔耳采血、耳血管注射等情况；若做血压测量、呼吸等实验和手术时，则需将兔固定在兔台上，四肢用粗棉绳活结绑住，拉直四肢，将绳绑在兔台四周的固定木块上，头以固定夹固定或用一根粗棉绳挑过兔门齿绑在兔台铁柱上；马蹄形固定多用于腰背部，尤其是颅脑部位的实验，固定时先剪去两侧眼眶下部的毛皮，暴露颧骨突起，调节固定器两端钉形金属棒。使其正好嵌在突起下方的凹处，然后在适当的高度固定金属榛。用马蹄形固定器可使兔取用背卧位和腹卧位，所以是研究中常采用的固定方法。 图2-4 家兔抓取方法
目录 1.目的 (2) 2.范围 (2) 3.引言、定义和缩略语 (2) 4.程序 (2) 4.1大鼠的捉持 (2) 4.2小鼠的捉持 (3) 4.3豚鼠的捉持 (3) 4.4兔的捉持 (3) 4.5犬的捉持 (4) 5.登记和归档 (5) 5.1登记 (5) 5.2归档 (5) 6.职责 (5) 7.培训 (5)
1. 目的 本条SOP的目的是建立并规范实验动物的捉持及固定方法，使操作程序标准化。 2. 范围 本条SOP适用于所有参加动物试验的操作人员。 3. 引言、定义和缩略语 实验动物的捉持分为：大鼠的捉持、小鼠的捉持、豚鼠的捉持、兔的捉持、犬的捉持。 4. 程序 4.1大鼠的捉持 1)包身法：操作者一只手提鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上，向后 方轻拉鼠尾，使大鼠前肢固定在粗糙表面上，另一只手用拇指和另外4指从动物背部分别绕到动物的两侧腋下，将大鼠抓起（熟练者可不提鼠尾，直接将其抓住）。 2)提尾法：操作者用单手拇指和食指抓住动物尾根部提起。（图1） 图1 提尾法图2 固头法 3)固头法：操作者用单手拇指和食指抓住大鼠颈背部皮毛，使其头部固 定。（图2） 4)注意事项：不宜快速或突然抓取动物。对于有症状的大鼠，抓取时注
意避开其伤痛部位，避免增加动物痛苦。 4.2小鼠的捉持 1)双手法：操作者一只手提鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙表面上，向后 方轻拉鼠尾，使小鼠前肢固定在粗糙表面上（图4）。迅速用另一只手的拇指和食指捏其双耳间颈背部皮肤，无名指、小指及掌心夹其背部皮肤和尾部，便可将小鼠牢固捉持（图3）（图5）。 图3小鼠双手捉持法图4小鼠单手捉持法图5 小鼠单手捉持法 2)单手法：小鼠置于笼盖上，先用食指和拇指抓住鼠尾后，手掌尺侧和 小指夹住鼠尾，然后拇指与食指捏住颈部皮肤（图5） 3)提尾法：用单手拇指和食指捉持尾根部。此法适用于从小群体中或单 一个体中操作小鼠。 4)固头法：操作者一只手拇指和食指抓住动物尾部，另一只手拇指和食 指抓住动物颈背部皮毛，使动物头部被固定。 4.3豚鼠的捉持 豚鼠性情温和，不易咬人，用手轻轻握住身体即可抓起（图6）。 图6 豚鼠的捉持 4.4兔的捉持 操作者一只手抓住兔颈背部皮肤，将兔轻轻提起，另一只手托住臀部，
动物实验基本操作一（固定、性别判定、标识） 【实验目的】在做动物试验时，为确保给药、实验顺利进行，防止被动物咬伤、准确辨别动物性别、准确标识动物，要学会用正确方法捉拿实验动物、掌握辨别动物性别的方法以及掌握标识动物的方法。 【实验对象】SD大鼠，KM小鼠，雌雄各半，体重180-250g。 【实验器材和药品】 器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、美式图钉、细绳、防护手套 药品：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液、20%乌拉坦 【实验步骤】 一、小鼠的捉拿 1、徒手固定：用右手提起尾巴中部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。向后上方轻拉，此时，小鼠前肢紧紧抓住粗糙表面。左手拇指和食指迅速捏住小鼠颈背部皮肤，再置小鼠于左手心，并以左手掌心和中指夹住小鼠背部皮肤，无名指压住小鼠尾根部，将其固定于手中。右手可行注射或其它操作。 2、固定器固定：尾静脉注射或给药时，将小鼠放进固定器中或者大小和重量适当的容器（如烧杯），只露出尾巴，该类容器能够压住尾部，避免其活动。勿固定过紧造成窒息死亡。进行腹腔手术或心脏采血时，先准备一个15-20cm的方木板，边缘钉入五颗钉子。将小鼠四肢分别用20-30cm的线绳捆绑，线的另一头分别绑在方木板的钉子上，并且在头部上颚切齿牵引一根线绳，也固定在钉子上，达到完全固定。 二、大鼠的捉拿
4-5周内的大鼠，方法同小鼠。周龄较大的，则：1、首先戴好防护手套。2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。三、性别判定 小鼠、大鼠性别判定 （1）幼鼠外生殖器与肛门间隔短的是♀，外生殖器与肛门间隔长的是♂。 （2）成年动物可直接肉眼辨认，雄性有膨起的阴囊和阴茎，雌性动物有阴道口。四、动物的标记 小鼠的短期标记法：苦味酸80%~90%酒精饱和溶液（黄色），标出属于自己的编号【注意事项】 1、实验人员要有精神准备：掌握方法，胆大心细，做好防护。 2、动物兴奋的时候不要抓取，待其安静下来。 3、根据受试动物的给药部位或采血方法的不同，事先选择徒手固定还是固定器固定。 4、固定时把握好力度，过分用力会使小鼠颈椎脱臼或窒息死亡，若用力过轻头部能反转过来咬伤实验者的手。 【思考题】 1.在固定实验动物时如何才能快、准、稳？
实验动物的选择和动物实验的设计 第一节实验动物选择基本原则 一、根据课题研究的目的、内容、水平选用相匹配的标准化动物 一切动物实验都是为科学研究服务的，选择实验动物首要的就是要根据研究的内容来选择实验动物。 蛙的大脑不发达，不可作高级神经活动的实验。但蛙的脊髓具有最简单的发射中枢，做神经反射弧实验，简单、直观、明确、容易分析。 二、必要的预试验有助于选择与本课题相适应的实验动物 动物预试验的作用在于： 1.初步观察动物是否适宜于本项目的研究 2.熟悉动物的生物学特性及饲养管理 3.检查与动物实验配套的实验条件、方法是否初步到位 三、充分利用与人具有某种相似性的实验动物 绝大多数生物学与医学研究的最终目的是要为人类服务的。因此在实际可能的情况下尽量选择那些生物学特征及解剖生理特点等与人类类似的实验动物。 一般来说，实验动物愈高等，进化程度愈高、其机能、代谢、结构愈复杂，反应就愈接近人类。 猴、拂拂、猩猩、长臂猿等灵长目动物是最近似于人类的理想动物。 1.结构功能的相似性 2.时象或年龄状态的相似性 3.群体分布的相似性 在以群体为对象的研究课题，有时要考虑到选择与人群基因型及表现型分布类型相似的动物类别。主要是一些封闭群动物，如:KM小鼠，Wistar大鼠，毕格犬等。 4.生态或健康状况的相似性 在正常生命过程的研究中，找到与人类生态情况相似的替代模型非常重要。现有的不同微生物学质量级别的普通动物、清洁动物、SPF动物、无菌及悉生动物分别代表着不同的微生态模式并具有不同特点，适用于不同研究目的。 5.疾病特点的相似性
实验动物有许多自发或诱发性疾病能局部或全部地反映与人类类似的疾病过程及特点，可用于研究相关的人类疾病。 6.操作实感的相似性 外科手术性的操作模型中或教学示教中，常选择体型较大的动物。犬为首选。 四、除利用与人具有的相似性以外的实验动物选择原则 1.特殊性原则 由于物种之差异，各种动物之间存在基因型、组织型、代谢型、易感性等方面的差别，这种差异有时可作为研究课题所需的一种指标或特殊条件。 2. 易化原则 进化程度高或结构机能复杂的动物有时会给实验条件的控制和实验结果的获得带来难以预料的困难。应依据易化原则选择那些结构功能简单而又反映研究指标特质的动物。 例如：在遗传研究中，用寿命短、繁殖快的果蝇取得了丰硕的成果，而同样方法若改用灵长目动物其难度是很难设想的。 有时为了删除系统作用背景对某器官或某功能进行研究，可用离体方法进行。3.相容或匹配原则 所谓“相容”或“匹配”是指所用动物的标准化品质应与实验设计、技术条件、实验方法等条件相适应。在设计实验时不但要了解实验仪器精度和灵敏性能。了解试剂的品质、性能以及试剂和仪器之间的匹配性能，也要了解动物或动物模型对实验手段的反应能力。 4.易获性原则 易获性是理想的实验动物条件之一。 虽然猫、狗、猪及灵长动物居于较高进化水平，各有其研究价值，尤其是灵长类动物在许多方面有不可替代的优越性。然而这些大动物则往往由于其较长生殖周期，低繁殖率、低产仔率等弱点而影响其易获性，因而亦影响其被选用，故通常不作首选。 5.重现性、均一性原则 重现性和均一性为实验结果质量品质所在。若实验结果不能再现或不稳定，则该
2015-动物实验基本操作动物实验 基本操作一（固定、性别判定、标 识）【实验目的】在做动物试验 时，为确保给药、实验顺利进 行，防止被动物咬伤、准确辨别动 物性别、准确标识动物，要学会 用正确方法捉拿实验动物、掌握 辨别动物性别的方法以及掌握标识 动物的方法。 【实验对象】SD大鼠，KM小鼠，雌雄各半，体 重180-250g。 【实验器材和药品】 器材：鼠笼、大小鼠固定器、方木板、美式图钉、细绳、防护手套 药品：苦味酸80%?90酒精饱和溶液、20%乌拉坦【实验步骤】 一、小鼠的捉拿 1、徒手固定：用右手提起尾巴中部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。向后上方轻拉，此时，小鼠前肢
紧紧抓住粗糙表面。左手拇指和食指迅速捏住小鼠颈背部皮肤，再置小鼠于左手心，并以左手掌心和中指夹住小鼠背部皮肤，无名指压住小鼠尾根部，将其固定于手中。右手可行注射或其它操作。 2、固定器固定：尾静脉注射或给药时，将小鼠放进固定器中或者大小和重量适当的容器（如烧杯），只露出尾巴，该类容器能够压住尾部，避免其活动。勿固定过紧造成窒息死亡。进行腹腔手术或心脏采血时，先准备一个15-20cm的方木板，边缘钉入五颗钉子。将小鼠四肢分别用20-30cm的线绳捆绑，线的另一头分别绑在方木板的钉子上，并且在头部上颚切齿牵引一根线绳，也固定在钉子上，达到完全固定。 二、大鼠的捉拿 4-5 周内的大鼠，方法同小鼠。周龄较大的，^V: 1、首先戴好防护手套。2、用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的面罩上。3、左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。4、以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取保定。 三、性别判定小鼠、大鼠性别判定 (1)幼鼠外生殖器与肛门间隔短的是早，夕卜生殖器与肛门间隔长的是￡。 (2)成年动物可直接肉眼辨认，雄性有膨起的阴囊和阴茎，雌性动物有阴道口。
动物实验方案设计 动物实验指在实验室内，为了获得有关生物学、医学等方面的新知识或解决具体问题而使用动物进行的科学研究。以下小编为你整理了动物实验方案设计，希望对你有所参考帮助。 实验设计就是拟定实验方案，在进行科学研究时，对研究方案作合理的安排，以减少随机误差的影响。采用适当的研究实验次数，减少实验的成本并能对数据进行有效的分析，提高实验研究的可靠性，从而实现研究的目的。 研究设计包括专业设计与统计设计两个部分。统计设计主要是依据研究目的，从研究的现况条件出发，规定研究因素、选择效应指标、确定研究对象的引入方式方法和规模，拟实施的方法、方案，及数据收集、整理分析的模式，直至结果的解释，进行系统的安排，使其消耗最少的人力物力和时间，而获得可靠的信息与结论。 实验设计的基本要素为：实验单位、处理因素和实验效应。 (1) 大多数情况下，实验单位等同于实验对象、受试对象，在动物实验中的动物即为实验单位。 (2) 处理要素：是研究者根据研究目的施加于实验单位，在实验中需要观察并阐明其效应的因素，是实验单位分组的标志。而非处理因素则是指实验中非人为施加的、与处理因素同时存在，同样可以使受试对象产生实验效应的因素，如实验动物的雌雄、体重等因素。突出研究因素的主导作用，排除混杂因素的干扰作用，可以通过相应的实验设计方法，尽量使非处理因素在各处理组中的分布
达到一致或均衡，以便分离出处理因素的效应。另外，处理因素的施加方法、强度、频率和持续时间等，在整个实验中应始终保持不变，以保证实验结果评价的可靠性和稳定性；处理因素作用于受试对象的反应，是研究结果的最终体现，其基本要求客观性、特异性、灵敏性和精确性。 (3) 实验效应：处理因素作用于实验动物后，出现实验效应，一般是用各种指标来反映的。指标按其性质可分为计数( 含等级) 指标和计量指标，计数指标如“是” “否” “有” “无”，“阳性” “阴性”，“痊愈” “显效” “好转” “无效”，“存活”“死亡”等。计量指标指可测量( 含间接测 量 ) 的指标，如很多检查和检验指标。 在对指标进行观察时应注意： ①实验效应的观察应避免偏性。研究者的心理往往偏于 阳性结果，为了消除或减少测量偏差，设计时常采用盲法。 ②应注意处理和效应的关系：处理与效应之间存在一定 的关系，如剂量反应曲线。做实验应选择一个合适的实验剂 量。 实验设计的三大原则即为重复 (replication) 、随机化(randomization) 和对照 (control) ，这是药理实验设计的基本要求。其目的是排除非处理因素的作用，控制随机误差，避免系统误差，提高实验效率。 (1) 重复原则 (重复稳定性 ) ：能够充分重现的实验，才能称
常用实验动物的实验基本操作技术 第一节常用实验动物的生物学特征 1．蛙（或蟾蜍）的生物学特点是什么？主要用于哪些实验？ 属于两栖变温动物，皮肤光滑湿润，有腺体无外鳞。蛙的心脏有两个心房，一个心室，心房与心室区分不明显，动静脉血液混合，有冬眠习性。生存环境比哺乳动物简单，在机能学实验中有多种实验选择该动物。如：①离体蛙心实验，常用来研究心脏的生理功能及药物对心脏活动的影响。②蛙的腓肠肌和坐骨神经可用于观察外周神经及其肌肉的功能，以及药物对周围神经、骨骼肌或神经肌肉接头的影响。③缝匠肌可用于记录终板电位。脊休克、脊髓反射、反射弧分析、肠系膜微循环等。在临床检验中，可用雄蛙作妊娠反应实验。 2．小白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 小白鼠性情温顺，易于捕捉，胆小怕惊，对外来刺激敏感。它胃容量小，不耐饥渴，随时采食。在机能学实验中常选用该动物。故适用于大量的实验动物，如：某些药物的筛选实验、半数致死量（LD50）测定、药效比较、毒性实验、妊娠期20天左右，常用于避孕药实验及抗癌药实验。 3．大白鼠的生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 大白鼠性情温顺，行动迟缓，易于捕捉，但受惊吓或粗暴操作时，会紧张不安甚至攻击人。大鼠嗅觉发达，对外界刺激敏感，抵抗力较强。大鼠无胆囊，肾单位表浅，肝再生能力强。大鼠的血压反应比兔稳定，可用它作血压实验，也可用于慢性实验、抗炎、降脂、利胆、子宫实验及心血管系统的实验。药典规定该动物为催产素效价测定及药品指控中升压物质检查指定动物。 4．豚鼠生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 豚鼠性情温和，胆小，饲养管理方便，可群养。豚鼠耳蜗管发达，听觉灵敏，存在可见的普赖厄反射（听觉耳动反射），乳突部骨质薄弱。豚鼠对组织胺、人型结核杆菌很敏感。能耐受腹腔手术，使用于肾上腺机能的研究。其自身不能制造维生素C，是研究实验性坏血症的唯一动物。 5．家兔生物学特征是什么？主要用于哪些实验？ 家兔属于草食性动物，性情温顺但群居性差，听觉、嗅觉十分灵敏，胆小易惊，具夜行
二、实验动物的抓取固定方法 正确的抓取固定动物，是为了不损害动物健康，不影响观察指标，并防止被动物咬伤，保证实验顺利进行。抓取固定动物的方法依实验内容和动物类而定。抓取固定动物前，必须对各种动物的一般习性有所了解，抓取固定时既要小心仔细，不能粗暴，又要大胆敏捷，确实达到正确抓取固定动物的目的。 （一）小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图11-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图11-1之二）。人经验者直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图11-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。 图11-1小鼠的抓取固定方法
图11-2 小鼠尾静脉注射方法 （二）大鼠的抓取固定方法 大鼠的抓取斯基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指，抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。也可伸开左手之虎口，敏捷地从后，一把抓住。若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒即可）。 （三）蛙类的抓取固定方法 蛙类抓取方法宜用左手将动物背部贴紧手掌固定，以中指、无名指、小指压住其左腹侧和后肢，拇指和食指分别压住左、右前肢、右手进行操作（图11-3）。 图11-3 蛙、蟾蜍抓取固定方法
常用实验动物的给药途径和方法 在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代及形态的变化，常需将药物注入动物体。由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。 一经口给药法 (一)灌胃法 此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃的一种常用给药方法。 1、白鼠灌胃法：抓起小鼠，以左手拇指、食指固定头部，小指、无名指和掌心夹注尾巴，使腹部朝上，颈部拉直，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口角插入口腔，从舌背沿上腭插入食道。灌胃量0.2～0.5ml/10g。 胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8号注射针头弯成适当的弧度制成。 注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。 2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠 灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。灌胃量10～20ml/kg 3 兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。 4、猪的胃灌注法：给猪下鼻饲管较困难，因猪的鼻翼与上唇联合形成吻突，鼻腔上下鼻夹与鼻中隔通道极窄，只能通过F10－12号的导尿管，F14号以上的导尿管不能插入，故一般均给猪采用经口入胃的灌胃方法。具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。此种操作较为简便。 5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。实验者用左手将动物向后拉，使其颈部倾斜，用左拇指和食指将动物嘴撬开，其他三只手指固定好动物头部，右手取带有灌胃针头的注射器，将灌胃针头由动物舌后插入食管。不要象其它动物灌胃时插的太深，如动物不挣扎，插针头又很顺利，即可将药液经口或食管上端罐入胃。罐入速度要慢。
【求助/交流】药物研究的动物实验方法 一、受试物的剂型配制在药物研究的动物试验中，需要用溶剂、助溶剂或赋形剂将受试物配制成一定剂型后给动物使用。溶剂、助溶剂的要求：无毒性、与受试物无反应、制成的溶液稳定。常用的溶剂：水、生理盐水、植物油等。常用的助溶剂：吐温-80 二、给药途径与剂量各种药物试验都应采用两种给药途径为宜。一种与临床给药途径相同，另一种以注射给药。（一）、动物用药量的确定 1、先用小鼠粗略地探索中毒或致死剂量，然后用小于中毒量的剂量，或取致死量的若干分之一为应用剂量，一般可取1/10-1/5。 2、植物药粗制剂的剂量多按生药折算。 3、化学药品可参考化学结构相似的已知药物，特别是化学结构和作用都相似的药物的剂量。 4、确定剂量后，如第一次实验的作用不明显，动物也没有中毒的表现（体重下降、精神不振、活动减少或其他症状），可以加大剂量再次实验。如出现中毒现象，作用也明显，则应降低剂量再次实验。在一般情况下，在适宜的剂量范围内，药物的作用常随剂量的加大而增强。所以有条件时，最好同时用几个剂量作实验，以便迅速获得关于药物作用的较完整的资料。如实验结果出现剂量与作用强度之间毫无规律，则更应慎重分析。 5、用大动物进行实验时，开始的剂量可采用给鼠类剂量的十五分之一~二分之一，以后可根据动物的反应调整剂量。 6、确定动物给药剂量时，要考虑给药动物的年龄大小和体质强弱。一般说确定的给药剂量是指成年动物的，如是幼小动物，剂量应减少。如以狗为例：6个月以上的狗给药量为1份时，3-6个月的给予1/2份，45-89日的1/4份，20-44日的给1/8份，10-19日的给1/16份。 7、确定动物给药剂量时，要考虑因给药途径不同，所用剂量也不同，以口服量为100时，灌肠量应为100-200，皮下注射30-50，肌肉注射25-30，静脉注射为25。 qian159lin(站内联系TA) (二)、实验动物用药量的计算方法 动物实验所用的药物剂量，一般按mg/kg体重或g/kg体重计算，应用时须从已知药液的浓度换算出相当于每kg体重应注射的药液量（ml数），以便给药。 例：计算给体重1.8kg的家兔，静脉注射20%氨基甲酸乙酯溶液麻醉，按每kg体重1g的剂量注射，应注射多少ml？ (三)、人与动物及各类动物间药物剂量的换算方法 1、人与动物用药量换算
实验动物常用操作方法 1.小鼠的抓取与固定 抓取和固定是动物实验操作中一项最基本的技术，所有的动物实验都要涉及到。由于动物害怕陌生人接触其身体，对于非条件性的各种剌激会进行防御性反抗。因此，在抓取、固定前应对动物的生活习性有所了解，根据其生活习性采用相应的抓取固定方法。一般在抓取固定动物过程中首先慢慢友好地接近动物，并注意观察其反应，让动物有一个适应过程。抓取时的动作力求准确、迅速、熟练，争取在动物感到不安之前抓取到动物。 （1）抓取方法 习惯用右手者，首先用右手从笼盒内将小鼠尾中部或基部抓住(不可抓尾尖)，并提起或放在左手上或笼盖表面。如下图。也可用尖端带有橡皮的镊子夹住小鼠的尾巴。抓取时需注意如果过分用力，会使动物窒息或颈椎脱臼，力过小，动物头部能反转来咬伤实验者的手。因此实验者必须反复练习，熟练掌握。 （2）固定方法 ①徒手固定：右手抓取小鼠尾，将小鼠放在笼盖(或表面粗糙的物体)上，轻轻向后拉鼠尾。然后在小鼠向前挣脱时，用左手(熟练者也可用同一只手)拇指和食指抓住两耳和颈部皮肤，无名指、小指和手掌心夹住背部皮肤和尾部，并调整好动物在手中的姿势。习惯用左手者，操作时可调整左右手。这类抓取方法多用于灌胃以及肌肉、腹腔和皮下注射等实验。
②固定板固定：小鼠麻醉后置小鼠固定板上，取仰卧位，用胶布缠粘四肢，再用针透过胶布扎在板上，从而将小鼠固定在小鼠固定板上。此方法常用作心脏采血、解剖、外科手术等实验。 ③固定架固定：让小鼠直接钻入固定架里，封好固定架的封口，露出尾巴。此装置特别适用于小鼠尾静脉注射等。 ④简易固定：进行尾静脉注射或抽血时，如果没有这些固定装置，也可采用一种简易的办法。即倒放一个烧杯或其他容器，把小鼠扣在里面，只露出尾巴。然后酒精擦拭，暴露血管，注射或采样。这种烧杯或容器的大小和重量要适当，既能够压住尾部不让其活动，同时起到压迫血管的作用。 2.小鼠的麻醉方法 实验动物的麻醉就是用物理的或化学的方法，使动物全身或局部暂时痛觉消失或痛觉迟饨，以利于进行实验。 （1）麻醉类型与麻醉方法 实验动物的麻醉可分为全身麻醉和局部麻醉两种类型。全身麻醉的方法常用的主要有吸入麻醉和非吸入麻醉。局部麻醉的方法常用的是浸润麻醉。 ①吸入麻醉：吸入麻醉是将挥发性麻醉剂或气体麻醉剂，由动物经呼吸道吸入体内从而产生麻醉效果的方法。吸入麻醉药物常见的有乙醚、安氟醚、三氟乙烷等。乙醚麻醉的一般方法：将含有乙醚的棉球或纱布放入大烧杯内，将动物放入，用塑料薄膜或瓶皿封口，观察动物的行为。经过1-2min左右，开始时动物出现兴奋，继而出现抑制，自行倒下。当动物角膜反射迟钝、肌肉紧张度降低时，即可取出动物。如果动物逐渐开始恢复肌肉紧张(重新挣扎)，则重复麻醉一次，待平静后即可进行实验。当发现其倾斜后仍不能站立而跌倒，则说明已进入深度麻醉期，立刻取出动物。若实验时间长，可先将动物固定在实验台上，将
实验三实验动物基本操作技术 学习目标 ●熟悉大鼠、小鼠及家兔的捉拿与固定；熟悉小鼠腹腔注射、家兔耳 缘静脉注射的方法与技术；熟悉动物的编号方法。 ●了解其他动物实验技术。 大多数药理实验是以动物为实验对象的，常用实验动物有青蛙与蟾蜍，小白鼠，大白鼠，豚鼠，家兔，猫，狗等，实验前了解其特点，掌握常用的动物实验基本操作技术，有利于学生动手能力的培养。本节重点介绍青蛙与蟾蜍，小白鼠，大白鼠，豚鼠，家兔的实验基本操作技术。 一、实验动物的编号 为了分组和辨别的方便，实验时常需对实验动物进行编号。常用的编号方法如下： 1．染料标记法 （1）常用染料：红色染料：5％中性红或品红液；黄色染料：3％～5％苦味酸溶液；咖啡色染料：2％硝酸银溶液；黑色染料：煤焦油的酒精溶液。 （2）标记规则：根据实验动物被毛颜色的不同选择不同化学药品涂染动物。 A.家兔等动物的标记方法：一般用毛笔蘸取不同颜色的染料溶液直接在动物背部涂写号码。若用硝酸银溶液涂写，则需在日光下暴露1min。 B.大鼠、小鼠的标记方法：通常在动物不同部位涂上有色斑点来表示不同的号码。如需要对数只实验动物编号，将小白鼠背部划分为前肢、腰部、后肢的
左、中、右部九个区域，从右到左标记。 2．穿耳打孔法用专门的打孔器在动物耳朵的不同部位打孔表示。 3．挂牌编号法此法常用于狗、猴、猫等大动物的编号。将号码牌固定于动物的颈圈或耳上。 4．人工针刺号码法先将动物被毛去除，用针在动物皮肤上刺出号码，再用酒精墨汁涂染即可。 二、实验动物的捉拿与固定方法 1．蛙和蟾蜍用左手握住动物，以食指按压其头部前端，拇指按压背部。 2．小白鼠捉拿法有二种，一种是用右手提起尾部，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后上方轻拉，此时小鼠前肢紧紧抓住粗糙面，迅速用左手拇指和食指捏住小鼠颈背部皮肤并用小指和手掌尺侧夹持其尾根部固定手中；另一种抓法是只用左手，先用拇指和食指抓住小鼠尾部，再用手掌尺侧及小指夹住尾根，然后用拇指及食指捏住其颈部皮肤。 3．大白鼠捉拿时，右手抓住鼠尾基部（因抓尾尖动物会扭动易使其尾部的皮肤脱落，影响实验的进行）将大鼠放在粗糙面上，左手戴上防护手套或用厚布盖住大鼠，抓住其整个身体并固定其头部以防咬伤。捉拿时勿用力过猛，勿捏其颈部，以免引起窒息。 4．豚鼠捉拿时以拇指和中指从豚鼠背部绕到腋下抓住豚鼠，另一只手托住其臀部。体重小者可用一只手捉拿，体重大者捉拿时宜用双手。
小鼠灌胃方法比较简单，上面的帖子里面也有提到，需要关注的只有两点： 一是要保持小鼠的头部和颈部成一直线，方便灌胃针头进入，二是动作要轻柔，从口角进入，防止损失食道。做的多了自然就熟练了。 具体操作过程如下： 1. 准备灌胃针头。一般可以从市场上面买到，实在没有的话，可以用12号的针头，剪去针尖，用砂纸将头端磨平，也可以用。但是买的灌胃针头的头端用锡或者适宜的方法处理了针头的锐口，自己用砂纸不可能将所有的锐口都磨掉，用这样的针头灌胃，损失小鼠食道的可能性比较大。 2.抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线。抓小鼠的动作很简单，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部即可。因为小鼠始终在活动中，若一次抓的感觉不是很顺手，要放开重新抓，不要逞强进行下一步操作。 3. 抓好小鼠就可以灌胃了，一般用1ml的注射器配灌胃针头。灌胃针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进，进入食管后会有一个刺空感，进入食道后就可以推注药液了。（我认为，所谓的灌胃，不必要灌胃针头进入小鼠的胃部，进入食管后就可以推药了，这样对小鼠食道的损伤要小点，特别是要长期灌胃给药的情况下。）当然，灌胃针头也可以再往里面深入一点，防止药液从口中流出。 4. 灌胃容积一般是0.1～0.2ml/10g，最大0.35ml/10g，每只小鼠的灌胃最大容积不超过0.8ml。 小鼠腹腔注射 腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。 1. 小鼠腹腔注射可以用1ml的注射器，配合4号针头。 2. 腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部，使小鼠的头部向下。这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。 3. 尤其是对于体重较小的小鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。 4. 小鼠腹腔注射的给药容积一般为5～10ml/kg 小鼠静脉注射 关于小鼠的静脉注射，在本版的求助最多。这也是常见的操作，稍微有点难度，没有指导的话，一开始可能会感觉有点手足无措。但是可以肯定的说，只要掌握了方法，小鼠的尾静脉注射还是很容易的。 操作步骤： 1. 首先要固定小鼠，最简单的固定方法就是把小鼠放在盒子里面，让它的尾巴伸在盒盖的外面，用手抓住小鼠尾巴，轻轻往外拽，就可以固定好小鼠了。这种固定方法，小鼠可以在盒子里面活动，固定的也不是很牢固，但是只要你尾静脉注射的手法很熟练，就足以用来注射了。 还有的固定方法就是用一个小的圆筒，最好是金属做的，（可以在当地的铁匠铺，或者买白铁铺里面定做）首先是金属比较结实，而且可以用来固定在铁架台上，方便操作。圆筒的一段有个盖子可以拿下来，盖子中间有个小孔，可以让小鼠的尾巴伸出来（中间的小孔可以用胶布缠一下，防止锐利的边缘割伤小鼠尾巴）。另外一段可以用金属网的结构，网的形状可以做成子弹头的头端形状。网状结构可以让光线透近来，方便小鼠钻进圆筒里面。圆筒的长度约10cm，直径约3～4cm，可以做个系列长度和直径的圆筒，适合不同大小的小鼠。 2. 固定好小鼠后就是注射了，一般用一次性的1ml的注射器就可以了，玻璃的1ml的注射器也可以用，针头用4号的就可以了。 3. 注射前首先要让小鼠的血管充盈。可以采用75％的酒精棉球擦拭的方法或者采用温水浸泡的方法。若小鼠的血管很不清楚，推荐采用温水浸泡的方法，水温以不烫手为宜。温水浸泡2～3分钟后，取出小鼠尾巴，用干棉球擦拭。等一会儿，待血管充盈后，酒精棉球擦拭后就可以进针了。若血管还不充盈，可以反
实验动物大鼠的抓取方法 一、准备工作 由于大鼠的性情凶猛，所以在抓大鼠之前应该做好以下几点。 1. 自我保护：抓大鼠前手套一定要带，其实防咬作用不大，主要是为了避免污染。因此我们一般棉麻手套外层还加一层PE手套。 2. 大鼠安慰：在抓取大鼠前先用戴手套的手，抚摸大鼠的颈部，使大鼠对实验者的恐惧感消失。 3. 心理安慰: 大鼠在一般情况下也是比较温顺的，但是实验者尤其女生看到或者接触到就会有恐惧心理，所以实验者要调整好自己的心态，努力使自己对大鼠产生感情。 二、介绍几种抓取大鼠的方法 1. 用拇指和食指直接把大鼠的尾巴提起，不要让大鼠悬空过久，让它们前爪搭在鼠笼上，后肢提起，大鼠为了维持平衡就会拼命抓住鼠笼，实验者就可以进行给予腹腔麻醉注射和其他注射。 2. 张开左手虎口，迅速将拇指、食指插入大鼠腋下，虎口向前，其余三指及掌心握住大鼠身体中段，并将其保持仰卧位，调整左手拇指位置，紧压在下颌骨上，注意不要过紧。 3. 从笼盒中将大鼠尾部抓住并提起，放在表面粗糙的物体上，轻轻向后拉鼠尾，在大鼠向前挣脱时，用左手拇指和食指抓住两耳和颈部皮肤，无名指、小指和手掌心夹住背部和尾部，但是要注意不要用力过大以至于将大鼠窒息死亡。 4. 为了减少徒手抓取损伤的发生率及降低动物的非实验应激反应，现设计了一种大鼠抓取与固定的工具，制作简单，操作方便，能保证腹腔、肌肉及尾静脉注射等操作的顺利进行。首先拿一个子宫颈钳（直头），用纱布将子宫钳钳口缠绕起来，使得钳口的锋利度降低，避免伤到大鼠并且能够降低大鼠的疼痛，右手大拇指和食指持子宫颈钳缓慢的放到大鼠的臀部上下移动降低大鼠的警觉性，使大鼠恐惧感降低或消失，然后将子宫颈钳口放在两耳和颈部之间，抓住两耳和颈部皮肤不要松开将大鼠提起，用左手把大鼠的尾巴提起，将尾巴放在右手的手掌心用无名指、小指压住同时将大鼠的一只后腿也压在无名指和小指下，但是要注意在拉大鼠尾巴的时候要把将大鼠尾巴与身体在同一条直线上，使得大鼠不再
常见动物实验中实验动物的选择 一、药理学研究中的选择 1、临床药物代谢动物学研究：首选动物及性别，应尽量与药效量或毒理学研究所用动物一致。 药物动力学参数测定：最好使用犬、猴子等大动物，可在同一动物上多次采样。药物分布实验：大、小鼠较方便。药物排泄试验：一般首选大鼠，胆汁采集可在乙醚麻醉，胆管插管引流。 2、一般药理研究 主要药效作用以外广泛药理作用的研究。动物：小鼠、大鼠、猫、犬等性别不限。 3、作用于神经系统的药物研究： 促智药：成年大小鼠一般应用幼年、老年鼠。 镇静催眠药：成年小鼠便于分组。 抗痛药：成年大小鼠，以雄性为宜。 镇痛药：需在整体动物上进行，常用成年小鼠、兔，也可用豚鼠、犬等，雌雄兼用。 中枢性肌松药：小鼠、猫。 解热药：首选兔。兔：品种、年龄、室温、动物活动情况等不同，对发热反应速度和程度有明显影响，应按药典规定进行。 神经节传导阻滞影响药物：首选猫，最常用的是颈神经节，因其前后部易于区分。 4、心血管系统的药物研究： 抗心肌缺血药：狗、猫、兔、大小鼠。 抗心率失常药：豚鼠。小鼠不便操作。
降压药：狗、猫、大鼠。不宜用兔：外周循环对外界环境刺激极敏感，血压变化大。 治疗心功能不全药：狗、猫、豚鼠、兔。一般不用大鼠。 降血压药：大鼠、兔。模型动物：遗传性高脂血症WHHL兔。 抗动脉粥样硬化药：一般用兔、鹌鹑。 抗血小板聚集药、抗凝血药：大鼠、兔，个别也可用小鼠。 5、呼吸系统药物： 镇咳药筛选：首选豚鼠，对化学刺激或机械刺激都很敏感。猫：生理条件下很少咳嗽，可用于刺激喉上神经诱发咳嗽，在初筛基础上进一步肯定药物的镇咳作用。犬：适用于观察药物的镇咳作用持续时间。 兔：对化学、电刺激不敏感。大小鼠：实验可靠性差。 支气管扩张药：常用豚鼠：气道平滑肌对致痉剂药物反应敏感。大鼠：某些免疫和药理学特点与人类较近。 祛痰药：一般用雄性小鼠，兔、猫。 6、消化系统药物： 胃肠解痉药：大鼠、豚鼠、家兔、犬等，雌雄均可。 催吐、止吐：犬、猫、鸽等。兔、豚鼠、大鼠，无呕吐反射，故不选用。 7、泌尿系统药物： 利尿、抗利尿药：雄性大鼠或犬为好。 8、内分泌系统药物： 肾上腺皮质激素类药物：大小鼠，雌雄均可。 9、计生药：
实验动物抓取固定方法
实验动物抓取固定方法 一、小鼠的抓取固定 1、小鼠性情较温顺，挣扎力小，比较容易抓取和固定。抓取时，用左手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部放在格板或铁笼上。 2、趁着小鼠试图挣脱的瞬间，迅速用另外三个手指压住小鼠的尾巴根部握入手掌。 3、放松拇指和食指，用另外三个手指控制小鼠，然后用食指和拇指捏住小鼠头部两边疏松的皮肤提起小鼠，完成抓取固定。 4、小鼠性情较温顺,一般不咬人,比较容易固定。通常是用右手提起小鼠的尾部，将其放在鼠盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前爬行时，迅速用左手拇指和食指捏住其双耳及颈后部皮肤，将小鼠置于左手掌心上，再以右手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。 注意事项：抓小鼠尾巴应抓住尾巴中部或根部，不能仅捏住小鼠尾巴的尾端，因为这时小鼠的重量全部集中到尾端，如果小鼠挣扎，有可能弄破尾端。在进行解剖、手术、心脏采血、尾静脉注射时，可将小鼠用线绳捆绑在木版上，或固定在尾静脉注射架及粗试管中。 二、大鼠的抓取固定
抓取大鼠前最好戴上防护手套，右手轻轻抓住大鼠尾巴的中部并提起，迅速放在笼盖上或其他粗糙面上，左手顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行，以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈皮肤，其余三指和手掌握住大鼠背部皮肤，完成抓取固定。 三、豚鼠的抓取固定 捉拿时，实验人员可先用手轻轻扣、按住豚鼠背部，顺势抓紧其肩胛上方皮肤，拇指和食指环其颈部，用另一只手轻轻托住其臀部，即可将豚鼠抓取固定。 四、兔的抓取固定 抓取固定方法是用右手把两耳拿在手心并抓住颈后部皮肤，提起家兔，然后用左手托住臀部。