实验三大、小鼠的基本操作技术
[实验目的]：通过大鼠、小鼠的抓取固定、性别辨认、灌胃、注射、采血、麻醉、标记、安乐死、动物剖检、脏器摘除与检查等实际操作，掌握大、小鼠动物实验的基本操作技术。
[实验动物]：大鼠、小鼠
[材料与器材]：大、小鼠饲养盒（带面罩）、大鼠和小鼠手术固定台，常规手术器械、大鼠灌胃针、小鼠灌胃针、lml注射器、5ml注射器、l0ml注射器、烧杯、75％酒精及酒精棉，干棉球。生理盐水、20％乌拉坦溶液（或3％戊巴比妥钠）、乙醚、新洁尔灭、3—5％苦味酸溶液、0.5％中性红或品红溶液、
[实验内容]：
一、实验动物标记编号的方法一染色法
（一）被毛染色法
1、单色涂染法；（3—5％苦味酸溶液，可染成黄色）。
2、双色涂染法：苦味酸（黄色）—为个位数；品红（红色）—为十位数．（二）耳缘打孔法：适于做长期实验用。、
（三）刺数钳烙印法：适用于长期或慢性实验的大动物编号。
（四）号牌法：用于大动物实验。
二、实验动物被毛的去除方法
（一）剪毛法；（二）拔毛法；（三）剃毛法；（四）脱毛法；
三、大鼠、小鼠性别的鉴定
方法步骤：
1、将动物抓取后，腹部朝上，观察肛门与生殖器之间的距离，距离近的为雌性，距离远的为雄性，
2、成年雌性大小鼠有12个乳头。
3、天热时或性成熟后，雄性动物的睾丸一般会从腹腔降至阴囊内，此时易于区别。
四、大鼠、小鼠的抓取和固定
（一）小鼠的抓取固定：
[实验器材]：小鼠饲养盒(带面罩)1套，小鼠防护手套若干。
[方法步骤]：
1、用右手拇指和食指捏住小鼠尾巴中部将小鼠提起，放在饲养盒面罩上。
2、用左手拇指和食指迅速、准确地捏住小鼠的两耳后、颈背部的皮肤，将
小鼠提起。
3、翻转左手掌，以左手掌心和中指夹小鼠背部的皮肤，使小鼠整个呈一条
直线。
4、用左手无名指压住小鼠背部的皮肤，小指压住小鼠的尾巴根部。
5、松开捏住小鼠尾巴的右手拇指和食指。
[注意事项]：
1、在抓取动物时，禁止对动物采取突然、粗暴的方法。
2、抓取时注意，过分用力，会使动物窒息或颈椎脱臼，用力过小，动物头
部能反转过来咬伤实验者的手，必须熟练掌握。
（二）大鼠的抓取固定：
大鼠抓取固定的方法有徒手固定、固定板固定、固定器固定、卵圆钳固定和使用立体定位仪进行头部固定等方法。徒手固定法常用于体重小的大鼠灌胃、腹腔注射、肌肉注射和皮下注射等操作。需尾静脉取血时，将大鼠固定在特定的固定器中固定。在进行外科手术或解剖时，须用固定板固定。徒手固定的方法如下：[实验器材]：大鼠饲养盒和面罩1套，大鼠防护手套（帆布或硬皮质手套）。
[方法步骤]：
(1) 首先戴好防护手套。
(2) 用右手拇指和食指抓住大鼠尾巴中部将大鼠提起，放在大鼠饲养盒的
面罩上，轻轻向后拉尾。
(3) 左手迅速顺势按、卡在大鼠躯干背部，稍加压力向头颈部滑行。
(4) 以左手拇指和食指捏住大鼠两耳后部的头颈部皮肤，其余3指和手掌
握住大鼠背部皮肤，置于掌心，完成抓取固定。
(5) 较大体形的大鼠用单手不容易固定，可用右手固定其后肢和尾部，请
助手协助进行实验操作。
{注意事项}：
(1)大鼠牙齿尖锐，性情较烈，在抓取时一定要特别注意，初学者应戴上防
护手套以防咬伤。
(2)抓取时，注意不能捉提大鼠尾尖，因为尾尖易于拉脱，也不能让大鼠悬
在空中时间过长，否则会激怒大鼠翻转咬人。
五、大、小鼠的给药方法：
(一) 小鼠经口灌胃给药
原理：将药液直接注入小鼠的胃内。
器材：小鼠灌胃针1支、注射器1支、小鼠饲养盒(带面罩)1套、生理盐水、烧杯。
方法步骤：
1、将灌胃针连接在注射器上，吸入一定量的药液。
2、操作前，大致测量从口腔到胃的距离，估计出灌胃针头插入的深度。
3、左手固定小鼠，使小鼠头部向上。
3、右手将灌胃针从小鼠口角处进针放进小鼠口咽部，顺咽后壁轻轻往下推，灌胃针会顺着食管滑入小鼠的胃内，灌胃针插入约2—3cm。
4、用右手食指将针栓慢慢往下压，将注射器中的药液灌入小鼠的胃中。
注意事项；
1、操作宜轻柔，防止损伤食管。
2、在灌胃过程中，避免误插入气管。如注入不畅，动物强烈挣扎，表示针头未插入胃内，必须拔出后重新进行。
3、给药容量：约0.5ml／20g体重。
4、进针方向要正确。
(二) 大鼠灌胃给药
[原理]：将药液直接注入大鼠的胃内。
[器材]：大鼠灌胃针1支、注射器1支、大鼠饲养盒+面罩l套、生理盐水、烧杯。
[方法步骤]：
1、将灌胃针连接在注射器上，吸入一定量的药液。
2、左手捉持固定大鼠，右手将灌胃针头尖端放进大鼠口咽部，顺咽后壁轻
轻往下推，灌胃针会顺着食管滑入大鼠的胃内，灌胃针插入约5cm。
3、用右手食指将针栓慢慢往下压，将注射器中的药液灌入大鼠的胃中。 [注意事项]
1、剂量：O.Ol—O.02ml/g体重。
2、其他注意事项同小鼠灌胃给药法。
（二）大、小鼠注射给药
1、皮下注射给药：
[原理]：将药液注入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环。 [器材]：1m1注射器1支、生理盐水、烧杯、酒精、碘酒、棉球。
[方法步骤]：
(1) 注射部位：选大鼠、小鼠颈背部的皮下。
(2) 常规消毒注射部位的皮肤，用注射针头取一锐角角度刺入皮下。
(3) 针头刺入皮下前后向前2-3mm，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将
药物注入皮下。
[注意事项]
(1) 注射量：O．Olml--O．03ml／g体重。
(2)针头刺入皮下后切勿左右晃动。
2、肌肉注射给药
[原理]：将药液注入动物的肌肉组织，经毛细血管吸收进入血液循环。
[器材]：lml注射器1支、生理盐水、烧杯、酒精、碘酒、棉球。
[方法步骤]：
(1) 注射部位，一般选择肌肉丰满而无大血管、神经通过的臀部，大腿
内或外侧。
(2) 操作时1人先将动物抓取保定好。
(3) 另1人常规消毒注射部位后，用左手抓住动物的1条后肢，右手持
注射器，
(4) 将注射器针头在动物后肢大腿外侧肌肉丰富处呈60度角迅速刺入
后注入药液。
[注意事项]
（1）注意避免伤及坐骨神经，否则会导致后肢瘫痪。
（2）注射量：约为O.Olml/g体重。
3、腹腔注射给药
[原理]：将药液注入动物的腹腔。
[器材]：注射器1支、生理盐水、烧杯、酒精、碘酒、棉球。
[注射部位]：在下腹部靠近腹白线的两侧进行。
[方法步骤]：
(1) 用左手将动物捉持固定，使动物腹部朝上，头部略低于尾部。
(2) 右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两侧进行穿刺。
(3) 针头刺入皮下后进针3mm左右，接着使注射针头与皮肤呈45度角刺
入腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消
失。
(4) 固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可
注射药液。
注意事项
注射量：大、小鼠O.Olml-O.02ml/g体重；豚鼠注射量不超过4 ml
4、静脉注射给药
[原理]：将药液注入大、小鼠的尾静脉。
[器材]：lml注射器1支、生理盐水、烧杯、大小鼠饲养盒(带面罩)或大小鼠固定器、酒精、碘酒、棉球。
[注射部位]：尾巴中部静脉，。
[方法步骤]：
(1) 将大小鼠放在金属笼或鼠夹中，通过饲养盒或大小鼠固定器的孔
拉出鼠尾巴。
(2) 用左手捏住鼠尾巴中部，用75％酒精棉球反复擦拭尾部。
(3) 注射时，以左手拇指和中指捏住鼠尾两侧，用食指从下面托起尾
巴，以无名指夹住尾巴的末梢。
(4) 右手持4号针头的注射器，使针头正对静脉进针，小于30度角。
(5) 从大小鼠尾巴下1/4-1/3处进针，仔细观察，如果无阻力，无白
色皮丘出现，说明已刺入血管，即可注入药物。
(6) 拔出针头后，用干棉球压住注射部位约lmin，防止出血。
[注意事项]
(1) 注射量：大、小鼠为0.005m1—0.01m1/g体重。
(2) 30度角进针破皮后，即转为0度角没血管向前推行。
六、大鼠的麻醉
（一）腹腔注射麻醉：
原理：是使用非挥发性麻醉药采用腹腔注射方法对动物进行全麻术。
器材：20%乌拉坦为0.375 ml／100g体重（0.00075mg／g体重）；。
方法步骤：
(1) 用左手将大鼠捉持保定，使鼠腹部朝上，鼠头略低于尾部。
(2) 右手持注射器将针头在下腹部靠近腹白线的两侧进行穿刺。
(3) 针头刺入皮下后进针3mm左右，接着使注射针头与皮肤呈45度角刺入
腹肌，穿过腹肌进入腹膜腔，当针尖穿过腹肌进入腹膜腔后抵抗感消失。
(4) 固定针头，保持针尖不动，回抽针栓，如无回血、肠液和尿液后即可注
射药液。
注意事项
(1) 注射后，需等10分钟才能麻醉，若30分钟还未麻醉，可加20％的量。
(2) 麻醉后需要注意保温。
（二）静脉注射麻醉：尾巴静脉。
原理：使用非挥发性麻醉药采用静脉注射方法对动物进行全麻术。
器材：20%乌拉坦为0.375 ml／100g体重（0.00075mg／g体重）；
方法步骤：
(1) 将大鼠放在固定器中，通过固定器的孔拉出大鼠尾巴。
(2) 用左手捏住大鼠尾巴中部，用75％酒精棉球反复擦拭尾部。
(3) 注射时，以左手拇指和中指捏住鼠尾两侧，用食指从下面托起尾巴。
(4) 右手持4号头皮针针头，使针头与静脉平行(小于30度角)。
(5) 从大鼠尾巴下l／4或l／3处进针，仔细观察，如果无阻力，无白色皮
丘出现，说明已刺入血管，即可注入药物。
(6) 缓慢推注麻醉药，麻醉药用量0．1ml／100g体重。
注意事项
(1) 缓慢推注麻醉药，同时注意大鼠的麻醉深度。
(2) 注意动物的保温。
七、大、小鼠的采血方法
（一）小鼠的采血——摘除眼球采血法：
原理：将小鼠的眼球摘除后取血液的方法。
器材：眼科弯镊、试管。
方法步骤：
(1) 左手抓住小鼠颈部皮肤，轻压在实验台上，取侧卧位，
(2) 左手食指尽量将小鼠眼周皮肤往颈后压，使眼球突出。
(3) 用眼科弯镊夹去眼球，将鼠倒立，用试管接住流出的血液。
(4) 采血完毕立即用纱布压迫止血。
注意事项：
采血量：每次0．6-1．Oml／次。
（二）大鼠的采血——眼眶后静脉丛(窦)取血：
器材：毛细管(玻璃或塑料均可)、1％肝素溶液、干燥皿、乙醚、试管、干棉球。
方法步骤：
(1) 先将毛细管浸泡在1％肝素溶液中数分钟，然后取出干燥备用。
(2) 将大鼠进行麻醉，使大鼠保持侧卧位。
(3) 左手拇指、食指抓住两鼠耳之间的颈部头皮，并轻轻向下压迫颈部两侧，
致大鼠静脉血回流障碍，眼球外突，眶后静脉丛充血。
(4) 右手持毛细管由大鼠的外毗部插入结膜，使毛细管与眶壁平行地向喉头
方向推进，深度约3mm。
(5) 轻轻旋动毛细管，使其穿破静脉丛，让血流顺毛细管流出。
注意事项
采血量：0．4—0．6ml／次。
（三）大鼠、小鼠尾静脉切割采血法
（四）大鼠、小鼠断头采血法
八、大鼠、小鼠的处死方法
(一)颈椎脱臼处死法
1、是将实验动物的颈椎脱臼，断离脊髓致死，为大、小鼠最常用的处死方
法。
2、用右手抓住鼠尾根部并将其提起，放在鼠笼盖或其他粗糙面上。
3、用左手拇指、食指用力向下按压鼠头及颈部
4、右手抓住鼠尾根部用力拉向后上方，造成颈椎脱臼，脊髓与脑干断离，
动物立即死亡。
(二)断头处死法：
此法适用于鼠类等较小的实验动物。操作时，实验人员用左手按住实验动物的背部，拇指夹住实验动物右腋窝，食指和中指夹住左前肢，用断头器或利剪迅速剪断动物头部，使实验动物因脑脊髓断离且大量出血死亡。
(三)放血处死法：
此法适用于各种实验动物。此法适用于各种实验动物。将实验动物的股动脉、颈动脉、腹主动脉剪断或剪破、刺穿实验动物的心脏放血，导致急性大出血、休克、死亡。
犬、猴等大动物应在轻度麻醉状态下，在股三角做横切口，将股动脉、股静脉全部暴露并切断，让血液流出。操作时用自来水不断冲洗切口及血液，既可保持血液畅流无阻，又可保持操作台清洁，使实验动物急性大出血死亡。
(四)空气栓塞处死法：
向动物静脉注入一定量的空气，使之发生栓塞而死，处死兔、猫、犬常用此法。一般兔、猫的注入空气量为20—40ml，犬为80，150ml。
(五)过量麻醉处死法：
此法多用于处死豚鼠和家兔。快速过量注射非挥发性麻醉药(投药量为深麻醉时的30倍)，或让动物吸入过量的乙醚，使实验动物中枢神经过度抑制，导致死亡。
(六)二氧化碳吸入法：
让实验动物吸入大量C0：等气体而中毒死亡。动物放入塑料袋内，将固体C02放入袋中或通入C0：气体，封口，稍等片刻，动物即死亡。
九、实验动物解剖及医学比较
方法步骤：
（一）实验动物解剖以及器官摘除
1、动物处死：采用颈椎脱臼法或者过量注射麻醉药的方法将实验动物处死。
2、打开腹腔，辨认脏器：用手术刀打开腹腔，首先认识各个脏器的结构和
位置（包括胰腺、脾脏、胃肠、肝脏、肾上腺、肾脏、膀胱、卵巢、子宫、睾丸等）。然后摘除各个脏器。摘除顺序如下：（1）胰腺；（2）脾脏；（2）胃肠；（4）肝脏；（5）泌尿系统；（6）生殖系统。
3、打开胸腔，辨认脏器：用手术刀进一步打开胸腔，认识各个脏器的结构和位置（包括胸腺、心脏、肺脏、气管、甲状腺等）。然后按顺序摘除各脏器。摘除顺序如下：（1）胸腺；（2）心脏；（3）肺脏。
4、打开颈部，摘除甲状腺：（1）用剪刀或手术刀在颈部皮肤正中线上切开，可见到皮肤下面的一对颌下腺及连在其上方的淋巴节，用镊子将其左右分开。
（2）颌下腺左右分开后暴露出肌层，将肌肉纵向分开，即可见到气管及附着在气管上的1对甲状腺。
（3）用镊子将甲状腺峡部左右分开，从气管上剥离甲状腺，摘除两侧的甲状腺。
（二）实验动物医学比较
比较大鼠和小鼠各个脏器的结构，位置有何异同点。
要求：认真写实验报告
°实验五：小鼠解剖实验 吴雪薇121140059 一、实验目的 1、通过实验学习给小鼠注射、灌胃等技术操作 2、了解戊巴比妥对哺乳动物的影响 3、复习解剖的基本操作 4、通过实验了解小鼠唾液腺的结构 5、通过实验了解小鼠体内器官、系统构造 二、实验原理 1、小鼠唾液腺 唾液腺由颌下腺、腮腺、舌下腺组成，颌下腺最明显，颌下腺两边弥散的是腮腺，舌下腺连于颌下腺上，容易与颌下腺上连的淋巴结搞混。 2、会厌软骨 会厌软骨即构成会厌的软骨，形状扁平，像树叶，下部附着在喉结的内壁上。会厌是喉头上前部的树叶状结构，由会厌软骨和黏膜构成。呼吸或说话时，会厌向上，使喉腔开放；咽东西时，会厌向下，盖住气管，使东西不至进入气管内。 3、小鼠体内结构 （1）胸腔：胸腔内的结构主要有食道、心、肺。 （2）腹腔：主要有胃、肝、胆、胰、脾、肠、肾（包括肾上腺）、输尿管、膀胱和生殖器官：卵巢、输卵管、子宫（雌），睾丸、附睾、精囊腺、输精管（雄）。 （3）胸腔与腹腔由膈膜隔开。 三、实验器材 注射器、烧杯、灌胃针、解剖盘、解剖剪刀、镊子、解剖针、钉子 四、实验材料 小鼠1只、戊巴比妥溶液 五、实验操作 1、抓取一只小鼠，拎住尾巴根部，使其前肢抓在抹布上，后肢提起，用注射器 向其腹腔注射0.5ml戊巴比妥溶液。 2、将小鼠放在烧杯中，观察它的反应。 3、待小鼠不再动时，用注射器向其腹腔再注射0.5ml戊巴比妥溶液，使其死亡。 4、将小鼠放在解剖盘上，用大头针将四肢固定在解剖盘上。 5、用解剖剪刀，从靠近肛门处剪开表皮直至口腔，观察唾液腺。 6、剪开口腔，观察会厌软骨。 7、剪开腹腔和胸腔，观察小鼠体内结构。 8、处理小鼠，清洗、整理实验器材。 六、实验结果 1、观察注射戊巴比妥溶液后的小鼠 本次实验第一次注射，注射了0.4ml的戊巴比妥溶液，第二次注射了0.6ml。
实验小鼠（laboratory mouse)学名(Mus muscculus)，实验小鼠来自于野生小鼠，经人们长期选择培育而成。18世纪就被用做动物试验，是目前应用最广泛、被研究的最清楚、最深入的实验动物。已育成的小鼠品种品系有500多种。 一、生物学特性 （一）、动物学分类位置 小鼠属于脊椎动物门，哺乳纲、啮齿目、鼠科、鼷鼠属、小家鼠种。 （二）、一般特性 1、外观：小鼠面部尖突，头呈锥体形，嘴脸前部两侧有19根触须，耳耸立呈半圆形，眼睛大。尾长约与身长相等，尾部覆有短毛和环状角质鳞片。健康小鼠皮毛光滑紧贴皮肤，四肢匀称，眼睛亮而有神。小鼠有多种毛色。 2、体形小，生命周期短，易于饲养管理。出生体重仅1.5克左右，一月龄体重约18--22克。成年小鼠每日食量5--8克，饮水4--7毫升，排粪1.4--2.8克/天，排尿1--3毫升/天。 3、性情温顺，胆小怕惊。 4、成熟早，繁殖力强。雌35--50日龄，雄45-60日龄就可性成熟，雌65--75日龄，雄70--80日龄可达体成熟。性周期4--5天，妊娠期19--21天，哺乳期20--21天，年产6--9胎。属全年多发情动物，产后即发情。 5、反应敏感，适应性差。对多种病原体、毒素及致癌物都很敏感，外界环境光照、噪音、营养、温度、空气质量等多种因素均可对小鼠造成影响。 6、昼伏夜动，喜欢啃咬。喜光线较暗的安静环境，进食、分娩都常发生在夜间，傍晚和黎明前是小鼠活动的两个高峰。 7、喜群居。 8、小鼠有20对染色体，推测有3万多个结构基因，已查明的已有648个。 9、寿命为2--3年。 （三）、解剖生理特点： 1、小鼠上、下颌各有两个门齿，六个臼齿，门齿终生不断生长，需经常磨损来维持齿端的长短，保持恒定。 2、小鼠下颌骨形态有品系特征，可用下颌骨形态分析技术进行近交系小鼠遗传监测。 3、内部脏器：食道细长约2cm，胃分前胃和腺胃，胃容量小（1--1.5ml),胃功能较差，不耐饥饿；有胆囊；胰腺分散在十二指肠、胃底及脾门处；无汗腺；淋巴系统发达；脾脏有明显造血功能；无腭或咽部扁桃体；左肺单叶，右肺四叶；骨髓为红骨髓而无黄骨髓，终生造血；雌鼠为双子宫型，呈Y字型，卵巢有系膜包绕，不与腹腔相通；乳腺发达，共有五对乳头，胸部3对，鼠蹊部2对；雄鼠睾丸大，幼鼠时藏于腹腔内，性成熟后下降到阴囊；前列腺分背、腹两叶。 二、在生物医学中的应用 （一）、药物研究 1、药物安全性评价 小鼠常用于药物的急性、亚急性、慢性毒性试验以及最大耐药量的测定等，“三致”试验也常用小鼠进行。 2、生物制品的检定 3、药物筛选 4、药效学评价试验
姓名：薛桂凤学号： 实验报告（一） 一、实验目的： 1.掌握小鼠的抓取和固定。 2.掌握小鼠的编号与标记方法。 3.掌握小鼠的常用实验方法。 4.掌握小鼠的常用麻醉方法。 5.掌握小鼠的安死术。 6.掌握小鼠的釆血方法。 7.了解小鼠的采尿、粪的方法。 8.了解小鼠各种脏器标本的采集方法。 二、实验器材：ICR小鼠、电子称、手套、实验托盘、固定板、固定器、烧杯、注射器 （2支）、剪刀、镊子、灌胃针头、毛细管、酒精棉球、5%水合氯醛、生理盐水 三、实验内容 1.抓取：单手固定、双手固定、固定器、固定板。 2.称重：小鼠放在烧杯中称重（去除烧杯重量），记录小鼠体重20g。 3.编号：包括染色法及穿耳孔法。 4.给药：包括尾静脉给药（小鼠放入固定器，露出尾巴、准备好注射器；左手食指托 住尾巴，拇指配合，右手持注射器针尖轻轻抬起与血管平行刺入，轻推给药；血管由红变白后拔针、棉球按压）、皮下注射（俯卧固定，左手拇指和食指捏住皮肤提起，右手持针沿纵轴方向刺入皮肤，阻力消失后回抽无血注入药物，拔针）、皮内注射（俯卧固定，与皮肤平行刺入捏起的皮肤，阻力大，注射药物局部有皮丘后停留片刻后拔针）、腹腔注射（仰面固定，在腹正中线两侧腹股沟平行的位置30-45°进针，挑起皮肤和肌肉，回抽无血，注药）、灌胃（小鼠固定身体呈一条直线，灌胃枕头顺着上颚插入咽部，先少量注药证明未入气管后继续给药）、肌肉注射（）注射针刺入肌肉回抽无血给药。 5.釆血：尾尖釆血法、眼眶静脉丛釆血法、心脏釆血法。 6.麻醉：根据小鼠体重计算麻醉药物用量，水合氯醛，通过腹腔注射给药途径麻醉小 鼠，观察小鼠麻醉期。 7.安死术：颈椎脱臼法、过量麻醉法、空气栓塞法 8.解剖：观察小鼠的脏器解剖结构 四、总结 1.小鼠性情比较温顺，个体小，比较容易抓取固定。但是小鼠尾静脉血管较细，尾静 脉注射有一点难度，可以先酒精擦拭使血管扩张，遵循先远后近的原则会提高尾静脉注射的成功率。 2.通过此次试验，学习了关于实验动物小鼠的一些基本操作技术，对以后的科研实验 做了基本的准备。但还需克服心理的恐惧，多加练习，增加熟练程度。
小鼠实验操作 （一）、实验动物的选择原则 1、尽量选择与人体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物； 2、选用的实验动物的解剖、生理特点应符合实验目的； 3、根据人与实验动物对同一刺激的反应差异，选用具有明显反应的动物； 4、根据生物医学研究必须达到的精确度，选用结构功能简单又能反映研究指标的动物； 5、选用患有人类类似疾病的近交系或突变系动物； 6、选用与实验设计、技术条件、实验方法等相适应的标准化动物； 7、在不影响实验目的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物； 8、供实验用的动物应具备质量合格证。 （二）、常用实验动物的特点 1、小白鼠 是实验室最常用的一种动物。易于大量繁殖，且价廉，适用需要大量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价比较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。 2、大白鼠 与小白鼠相似。一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠，如药物抗炎作用的实验常选用大白鼠踝关节制备关节炎的模型。此外，也可用大白鼠直接记录血压、作胆管插管，或用大白鼠观察药物的亚急性或慢性毒性。大白鼠的血压和人相近，且稳定，现常用于抗高血压药物实验。 3、豚鼠 是实验室常用动物之一。对组织胺很敏感，容易致敏，常用于平喘药和抗组胺药的实验。对结核菌亦敏感，故也用于抗结核药的研究。此外还用于离体心脏及平滑肌实验，其乳头肌和心房常用于电生理特性及心肌细胞动作电位实验，研究抗心律失常药物的机理。 （三）、实验动物选择的注意事项 由于动物对外界刺激的反应存在个体差异，在选择实验动物时，还应注意动物的年龄、体重、性别、生理状态、健康状况及其品系、等级等因素对实验的影响。 二、实验动物的性别鉴别与编号 （一）、实验动物的性别鉴别 药理学实验常用的动物中，较大的动物（如家兔、猫、犬等）可以从生殖器分辨其性别，而较小的动物（如小白鼠、大白鼠、豚鼠等）的性别鉴别，通常以肛门与生殖孔之间的距离来判断，距离近者为雌性，距离远者为雄性。 （二八实验动物的编号 药理实验中常用多只动物同时进行实验，为避免混乱应将动物进行编号。实验动物编号的目的在于将观察范围内的同种动物进行区别，以便于观察。常用的方法有染色法、耳缘剪孔法、烙印法和号牌法等，可根据实验目的、动物种类和具备的条件选用，一般编号应具有清晰易辨、简便耐久的特点。猫、犬、兔等较大的动物可用特别的号码牌固定于身上。小白鼠、大白鼠及白色家兔等用黄色苦味酸涂于动物不同部位进行染色标记而编号。例如在小白鼠，右前肢皮肤外侧涂色标记为1号，腹部右外侧皮肤涂色标记为2号，右后肢皮肤外侧涂色标记为3号，头部皮 肤涂色标记为4号，背部正中皮肤标记为5号，尾巴根部标记为6号，7、8、9号在左侧同1、2、3号，第10号不涂黄色。大白鼠的编号与小白鼠相同。 第二节实验动物的捉拿、给药和处死方法 （一）、小白鼠、大白鼠 1、捉拿法：小白鼠可采取双手法和单手法两种形式。 双手法：右手提起鼠尾，放在鼠笼盖或其他粗糙面上，向后方轻拉，小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。此时迅速用左手拇指和食指捏住小白鼠颈背部皮肤（图1），并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部，固定于手中。
动物实验技术 第六章动物实验基本操作技术 第一节、实验动物的抓取与固定 一、小鼠的抓取与固定 ?抓取方法：用右手拇指和食指捏住尾部中段提起，如果只想移动小鼠，就用两手把它捧起来。 ?手固定法：将右手捏起的小鼠放在笼盖上，用右手捏其尾部中段，在小鼠向前爬的一瞬间， 用左手的拇指和食指捏住颈背部皮肤，再翻转左手，将小鼠置于左手掌心中，右手拉住小鼠尾部，再用左手小指和无名指压住小鼠尾根部使小鼠整个呈一条直线。固定时注意，过分用力会使小鼠颈椎脱臼，若用力过轻头部能反转过来咬伤实验者的手。这种固定方法是灌胃给药和腹腔注射给药常用的方法。 ?手术固定法：用乙醚等麻醉药品麻醉后，用长20~30cm的线绳分别系在四肢上，再把四肢 的线绳分别系在固定板四角的钉子上，并且在头部上颚切齿的地方牵一根线绳达到完全固定。 ?在静脉给药时，先根据小鼠的大小选择合适的固定器，打开鼠筒盖，把小鼠放在里面，只露出尾巴；或者用倒放的烧杯将鼠扣住，只露出尾巴并压住。 二、大鼠的抓取与固定 ?抓取方法：4~5周龄以内的大鼠同小鼠；周龄较大的大鼠其尾部皮肤容易被剥脱，所以用左手从背部中央到胸部捏起来抓住。抓取时最好带防护手套，但手套不宜过厚。 ?手固定法：同小鼠。 ?手术固定法：同小鼠。 ?静脉给药或采血时同小鼠。
三、豚鼠的抓取与固定 ?抓取方法：抓取幼小豚鼠时，用手捧起来；成熟的大豚鼠，用手大把抓起胸肋部即可。注意不能粗野，更不能抓取腰腹部，这样容易造成肝破裂而死亡。 ?手固定法：⑴将左手的食指和中指放在豚鼠颈背部两侧，拇指和无名指放在肋部，分别用 手指夹住左右前肢抓起来。⑵反转左手，用右手的拇指和食指夹住右后肢，用中指和无名指夹住左后肢是豚鼠整体伸直成一条直线。⑶一个人固定操作时，坐在椅子上，用右手拿着豚鼠的后肢夹在两腿之间，用大腿代替右手夹住。 ?手术固定法：同大、小鼠。 四、家兔的抓取与固定 ?抓取方法：用一只手大把抓住颈背部皮肤提起来，另一只手托住其臀部，让其重心落在托其臀部的手上，运送时，还要抓住颈肩部皮肤抱着兔子运送。 ?手固定法：在灌胃给药时，人坐在椅子上，用一只手抓住颈背部皮肤，另一只手抓住两后 肢放在两腿之间，大腿夹住兔子的下半身，用空着的手抓住两前肢固定之，抓住颈背部的手同时捏着两只耳朵，不让头部转动。 ?固定器固定法：耳静脉给药或采血时用盒式固定法；从颈动脉采血或手术实验时用台式固定法。 ?盒式固定法：把兔子放在盒子里，只露出头部，用转扭拧固定器固定家兔。 ?台式固定法：将麻醉的兔子仰卧，用纱布条依次将四肢捆绑固定于固定台的两侧，然后把头部放在金属制的首伽和咀环上固定。
实验一小鼠的基本实验操作 一、实验目的:通过实际操作,掌握小鼠的一般操作方法,包括小鼠的抓拿、标记、给药(灌 胃、腹腔注射、皮下、肌肉、尾静脉注射)、取血(眶后静脉丛,摘眼球)、脊椎脱臼法处死、大体解剖。 二、实验动物:昆明小鼠2只(1雌1雄) 三、实验步骤 1、抓取与固定,标记 2、去毛 3、给药:消化道、腹腔注射、尾静脉注射 4、取血:眼眶后静脉丛、尾静脉、眼球摘除法、断头法 5、麻醉:氯胺酮腹腔麻醉 6、处死:脊椎脱臼法 7、解剖: 雄性:睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺(在膀胱下方,胶质状,透明) 雌性:双角子宫、卵巢 肾上腺、胆囊、甲状腺、胃、肝脏、脾、肺、肾、心脏、甲状腺 四、实验结果 1、抓取与固定标记: 抓取:抓小鼠的尾根部 固定:抓住小鼠的尾根部,让小鼠在粗糙平面上爬行,后拉尾跟部,右手的拇 指与食指抓住小鼠两耳及其间的颈部皮肤,小指与无名指将尾巴固定在手掌面。并标记: 2、灌胃法:左手抓取小鼠固定后,右手持特制灌胃针,沿一侧口角进针,紧贴咽后壁,头后仰以便伸直消化道,进针2/3后灌生理盐水0、5ml 3、注射给药: 腹腔注射: 从下腹部的两侧进针 ,进针时针与腹部成45°。进针后稍微晃动针,如无粘滞感则可注射药物 尾静脉注射:一人固定小鼠,另一人用左手中指与拇指将尾拉直,食指托住尾部,在尾动脉位置进针注射0、5ml生理盐水。注射完毕拔出针头,用无菌棉球压迫止血。 4、采血 从眼角内侧0、5cm处进针 眼球摘除法:左手抓取用固定小鼠,右手持弯头镊在眼球根部将眼球摘除,头朝下,眼眶内血迅速流出。 5、麻醉: 0、5%氯胺酮腹腔麻醉:本小鼠重22g,按100mg/kg的药量给药,2分钟麻醉成功 6、处死: 脊椎脱臼法:按住头部,将尾根部向后上方以短促的力量拉即可致死 7、解剖: 雄性:寻找到睾丸、附睾、输精管、鼠蹊腺 雌性:双角子宫、卵巢 3、7、2 肾上腺:米粒大小 胰腺:位于胃下方,类似于脂肪组织,浑浊状 3、7、4 ,胆囊:芝麻大小,浅绿色,半透明,
绪论实验心理学的形成与发展 ?实验心理学是以实验方法研究心理和行为规律的科学。19世纪以来，心理学家使用生理学、物理学和数学方法运用在心理学研究之中，使心理学走上了实验研究的科学之路。 ?一些哲学家和生理学家赫尔姆霍茨、韦伯、费希纳和冯特等人率先采用实验的方法研究了一些感觉和知觉范围内的问题，他们的共同努力促进了实验心理学的形成。 ?冯特奠定了心理学研究的实验基础之后，众多后来者采用不同的思路和方法进行心理学的实验研究，发展出了众多的心理学研究流派。 一、实验心理学的形成 ?（一）韦伯 ?韦伯（1795－1878）是德国解剖家、生理学家，感觉生理心理学和心理物理学的创始人之一。 他1795年6月24日生于萨克森的维登堡，1815年获莱比锡大学博士学位，两年后任该校医学院讲师，1818年任解剖学和生理学助力教授，182１年任教授。主要从事血液循环和感觉，特别是触觉的研究工作。代表著作有：《论触觉》（1834）、《触觉与一般感觉》（1846）等。 ?韦伯对心理学主要有两大贡献：一是用实验系统证明了两点阈限的概念，二是发现了韦伯率。?韦伯第一次用实验证明和测量了两点阈限 ?阈限概念本来是赫尔巴特提出的，但是缺乏实验的根据。韦伯先用圆规的一个尖端同两个尖端交错着接触被试的各部分皮肤，然后一点点扩大两点之间的距离。在不用视觉的情况下，让他把从一点到两点的距离感觉报告出来。韦伯把刚刚能辨别出皮肤上两个刺激点的最短距离称为两点阈限。这一概念从实验心理学的建立至今仍在广泛的应用。 ?韦伯提出了心理学上第一个定量的差别阈限定律即韦伯率 ?韦伯首先发现重量的最小可觉差异，确定两重物之间的最小可觉差异与标准之比是一个常数。后来又推广到研究皮肤表面的两点阈，线的长度和音的高低，发现它们的比值也是一个常数。据此，韦伯于1834年提出了韦伯率，即差别阈限的定律。 ?刚能察觉出刺激有差别时，刺激得增量和原来刺激值的比是一个常数。韦伯率用数学公式表示：△I / I = K ?(I : 代表标准刺激的强度△I ：代表刚能一起感觉的刺激曾量，亦即差别阈限 K ：代表常数) ?韦伯既打破了对阈限的哲学思辨，又超越了对感觉现象用经验检验的局限，在心理学史上他第一次对感觉与外在刺激的互动关系进行了实验研究和定量分析，用数学公式表示出人的差别阈限与标准刺激之间的函数关系，提出了心理学的第一个定量法则——韦伯率。这样，韦伯不就不仅把赫尔巴特的理论设想变为科学事实，而且为开创心理物理学、建立实验心理学立下了功绩。 ?（二）费希纳 ?费希纳(1801—1887)，德国物理学家、哲学家，莱比锡大学教授。 ?费希纳接受过物理学和数学的训练，他感觉到，当刺激的强度增大时，它应该要求更大的差别(绝对值上的差别)来产生一定大小的感觉增大。从数学上来说，刺激在长度上的几何增大会导致感觉的算术增大。 ?例如：按照传递到耳朵上的能量，一阵雷声的响声比日常谈话的声音要响好多倍；按分贝——分贝是指人耳能够分辨的最小响度差别——来说，它只是响两倍而已。 ?为了表达刺激强度与感觉强度之间的关系，费希纳从数学上转变了韦伯定律，重新加以调整然后写出来：S＝klogR ?费希纳拼命要把这份荣誉还给他以前的老师，因此，他把这个公式称作韦伯定律——是他本人给韦伯的公式和他自己的公式命名的——可是，后来的心理学家按照这些公式各自的归属把修改后的公式叫做费希纳定律。 ?费希纳余下的9年花在辛苦的实验工作当中，收集着大量能够确证这个定律的数据。他不知
小鼠实验操作 (一)、实验动物的选择原则 1、尽量选择与人体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物; 2、选用的实验动物的解剖、生理特点应符合实验目的; 3、根据人与实验动物对同一刺激的反应差异,选用具有明显反应的动物; 4、根据生物医学研究必须达到的精确度,选用结构功能简单又能反映研究指标的动物; 5、选用患有人类类似疾病的近交系或突变系动物; 6、选用与实验设计、技术条件、实验方法等相适应的标准化动物; 7、在不影响实验目的与结果的前提下,选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物; 8、供实验用的动物应具备质量合格证。 (二)、常用实验动物的特点 1、小白鼠 就是实验室最常用的一种动物。易于大量繁殖,且价廉,适用需要大量动物的实验,如药物筛选、半数致死量测定、药物效价比较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。 2、大白鼠 与小白鼠相似。一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠,如药物抗炎作用的实验常选用大白鼠踝关节制备关节炎的模型。此外,也可用大白鼠直接记录血压、作胆管插管,或用大白鼠观察药物的亚急性或慢性毒性。大白鼠的血压与人相近,且稳定,现常用于抗高血压药物实验。 3、豚鼠 就是实验室常用动物之一。对组织胺很敏感,容易致敏,常用于平喘药与抗组胺药的实验。对结核菌亦敏感,故也用于抗结核药的研究。此外还用于离体心脏及平滑肌实验,其乳头肌与心房常用于电生理特性及心肌细胞动作电位实验,研究抗心律失常药物的机理。 (三)、实验动物选择的注意事项 由于动物对外界刺激的反应存在个体差异,在选择实验动物时,还应注意动物的年龄、体重、性别、生理状态、健康状况及其品系、等级等因素对实验的影响。 二、实验动物的性别鉴别与编号 (一)、实验动物的性别鉴别 药理学实验常用的动物中,较大的动物(如家兔、猫、犬等)可以从生殖器分辨其性别,而较小的动物(如小白鼠、大白鼠、豚鼠等)的性别鉴别,通常以肛门与生殖孔之间的距离来判断,距离近者为雌性,距离远者为雄性。 (二)、实验动物的编号 药理实验中常用多只动物同时进行实验,为避免混乱应将动物进行编号。实验动物编号的目的在于将观察范围内的同种动物进行区别,以便于观察。常用的方法有染色法、耳缘剪孔法、烙印法与号牌法等,可根据实验目的、动物种类与具备的条件选用,一般编号应具有清晰易辨、简便耐久的特点。猫、犬、兔等较大的动物可用特别的号码牌固定于身上。小白鼠、大白鼠及白色家兔等用黄色苦味酸涂于动物不同部位进行染色标记而编号。例如在小白鼠,右前肢皮肤外侧涂色标记为1号,腹部右外侧皮肤涂色标记为2号,右后肢皮肤外侧涂色标记为3号,头部皮肤涂色标记为4号,背部正中皮肤标记为5号,尾巴根部标记为6号,7、8、9号在左侧同1、2、3号,第10号不涂黄色。大白鼠的编号与小白鼠相同。 第二节实验动物的捉拿、给药与处死方法 (一)、小白鼠、大白鼠 1、捉拿法:小白鼠可采取双手法与单手法两种形式。 双手法:右手提起鼠尾,放在鼠笼盖或其她粗糙面上,向后方轻拉,小白鼠则将前肢固定于粗糙面上。此时迅速用左手拇指与食指捏住小白鼠颈背部皮肤(图1),并以小指与手掌尺侧夹持其尾根部,固定于手中。 单手法:小白鼠置于笼盖上,先用左手食指与拇指抓住鼠尾,手掌尺侧及小指夹住尾根部,然后用左手拇指与食指捏住颈部皮肤。
实验报告 抗肿瘤药物体内活性研究 一、实验原理 聚合物胶束的粒径约为0-200 nm，可以利用肿瘤组织的增强渗透保留效应(EPR)，选择性地透过肿瘤血管并积累在肿瘤组织，实现被动靶向；被特定官能团修饰的聚合物胶束则能响应部位的物理化学变化，实现靶向部位的载体聚集和药物定点释放。抗肿瘤药物的反复使用容易导致肿瘤细胞产生多药耐药性(MDR)，肿瘤细胞对一种抗肿瘤药物产生耐药性后，对结构与作用机制不同的其它抗肿瘤药产生交叉耐药的现象极大的限制了化疗药物的疗效。纳米药物传递系统如脂质体、胶束、纳米粒等作为MDR逆转策略越来越引起关注。胶束能通过EPR效应使药物选择性地在肿瘤部位累积和释放，增加细胞内药物浓度，缓控释药物，并通过靶向细胞上特异受体对应的配体修饰，达到主动靶向，从而逆转肿瘤细胞耐药。 盐酸阿霉素(DOX·HCl)，属于蒽环类抗生素，能够抑制癌细胞遗传物质核酸的合成，具有广谱的恶性肿瘤的治疗效果，广泛用于宫颈癌细胞、卵巢癌、乳腺癌、恶性淋巴瘤、肺癌、肝癌等的治疗。然而，阿霉素的急性和慢性毒副作用限制了其在临床上的广泛应用，急性毒副作用包括恶心、呕吐、骨髓抑制和心率失常;慢性毒性表现为肝脏、大脑和肾脏的损伤，对心脏具有不可逆的剂量依赖性的损伤。用聚合物构建新型药物胶束传递系统，提高对疏水性药物的包载能力和药物稳定性;通过小分子修饰实现被动和主动靶向。此外,通过相关实验考察作为药物载体的聚合物胶束的耐药能力，以此来证明聚合物胶束的生物安全性好、稳定性高、载药量高、响应性强、靶向性准、缓控释性能好。 二、实验目的 1.运用抗肿瘤药物在小鼠体内评价方法，筛选出具有高表达、特异性、高亲和力的主动/被动靶向、无细胞毒性、抗肿瘤效果好的聚合物胶束。 2.动物体内抑瘤实验基于活体成像技术，建立药物抗肿瘤效果活体动物影响研究方法。
. 小鼠实验操作 （一）、实验动物的选择原则 1、尽量选择与人体结构、机能、代谢及疾病特征相似的动物； 2、选用的实验动物的解剖、生理特点应符合实验目的； 3、根据人与实验动物对同一刺激的反应差异，选用具有明显反应的动物； 4、根据生物医学研究必须达到的精确度，选用结构功能简单又能反映研究指标的动物； 5、选用患有人类类似疾病的近交系或突变系动物； 6、选用与实验设计、技术条件、实验方法等相适应的标准化动物； 7、在不影响实验目的与结果的前提下，选择最易获得、最经济、便于操作管理的动物； 8、供实验用的动物应具备质量合格证。 （二）、常用实验动物的特点 1、小白鼠 是实验室最常用的一种动物。易于大量繁殖，且价廉，适用需要大量动物的实验，如药物筛选、半数致死量测定、药物效价比较、抗感染、抗肿瘤药物及避孕药物的研究等。 2、大白鼠 与小白鼠相似。一些在小白鼠身上不便进行的实验可选用大白鼠，如药物抗炎作用的实验常选用大白鼠踝关节制备关节炎的模型。此外，也可用大白鼠直接记录血压、作胆管插管，或用大白鼠观察药物的亚急性或慢性毒性。大白鼠的血压和人相近，且稳定，现常用于抗高血压药物实验。 3、豚鼠 是实验室常用动物之一。对组织胺很敏感，容易致敏，常用于平喘药和抗组胺药的实验。对结核菌亦敏感，故也用于抗结核药的研究。此外还用于离体心脏及平滑肌实验，其乳头肌和心房常用于电生理特性及心肌细胞动作电位实验，研究抗心律失常药物的机理。 （三）、实验动物选择的注意事项 由于动物对外界刺激的反应存在个体差异，在选择实验动物时，还应注意动物的年龄、体重、性别、生理状态、健康状况及其品系、等级等因素对实验的影响。 二、实验动物的性别鉴别与编号 （一）、实验动物的性别鉴别 药理学实验常用的动物中，较大的动物(如家兔、猫、犬等)可以从生殖器分辨其性别，而较小的动物(如小白鼠、大白鼠、豚鼠等)的性别鉴别，通常以肛门与生殖孔之间的距离来判断，距离近者为雌性，距离远者为雄性。 （二）、实验动物的编号 药理实验中常用多只动物同时进行实验，为避免混乱应将动物进行编号。实验动物编号的目的在于将观察范围内的同种动物进行区别，以便于观察。常用的方法有染色法、耳缘剪孔法、烙印法和号牌法等，可根据实验目的、动物种类和具备的条件选用，一般编号应具有清晰易辨、简便耐久的特点。猫、犬、兔等较大的动物可用特别的号码牌固定于身上。小白鼠、大白鼠及白色家兔等用黄色苦味酸涂于动物不同部位进行染色标记而编号。例如在小白鼠，右前肢皮肤外侧涂色标记为1号，腹部右外侧皮肤涂色标记为2号，右后肢皮肤外侧涂色标记为3号，头部皮肤涂色