家兔麻醉气管插管,颈总动脉插管,

家兔手术的基本操作（麻醉，分离颈部动脉、神经，气管插管，分离股动脉/静脉）1．家兔抓拿、称重、麻醉与固定：用一手抓住兔子颈背部皮肤，另一手托家兔臀部，用婴儿秤称重。

以20%乌拉坦溶液按5ml/Kg的剂量进行麻醉，拔除耳缘静脉附近的兔毛，注射器吸取麻醉量+2-3ml，从兔耳缘静脉（从静脉远端开始入针）注入，麻醉量前1/2较快注射，后1/2缓慢注射，观察家兔的反应，待动物肌张力↓、角膜反射↓，仰卧固定于实验台上。

2．分离气管并插管1）剪毛：用剪毛剪将颈部手术野的被毛剪去，即可进行手术。

2）用组织剪于颈正中线剪开一小口，用组织剪行皮下钝性分离，然后剪开颈部皮肤5-7cm，止血钳钝性分离颈部软组织和肌肉，露出气管，并在气管下方穿一手术缝合线备用。

3）将穿入气管下方的手术缝合线提起，于甲状软骨下3-4个“C”形气管软骨处剪开气管（不要将气管剪断），再从开口处向甲状软骨方向纵形剪一小口，形成倒“T”形的开口，将气管插管向近心端插入，并扎紧手术缝合线，将余线固定于气管插管的分叉处，以防气管插管松脱。

3. 分离颈总动脉，迷走神经，减压神经和交感神经3). 寻找颈总动脉鞘，内包含颈总动脉，迷走神经，减压神经和交感神经。

用左手拇指和食指拉起气管一侧的皮肤和肌肉，其余三指将颈部的皮肤垫起，仔细分辨三条神经：迷走神经最粗，交感神经次之，减压神经最细。

用玻璃针纵形划开筋膜，分出颈总动脉、迷走、交感和减压神经。

分离时不要过度牵拉，每条神经和动脉分出2-3cm，其下穿一条线备用，并指出各自的名称4. 分离股动脉/静脉1）剪毛：于腹股沟中间处摸到一凹陷，内有动脉搏动，将此处手术视野的毛剪掉（不要提起皮肤）。

2）沿动脉走行方向于动脉搏动处剪一小口（垂直于腹股沟），组织剪上下钝性分离皮肤，再将开口扩大至3-4cm，可见股三角内有股动脉/静脉和神经，用玻璃针划开筋膜，仔细分离，股静脉暗红最粗，神经最细为白色，动脉居中（可摸到搏动）。

家兔气管插管实验原理家兔气管插管实验是一种常用的实验方法，用于研究气管插管技术的有效性和安全性。

本文将从实验原理、操作步骤和实验结果等方面介绍家兔气管插管实验的相关内容。

一、实验原理家兔气管插管实验的原理在于通过插入气管插管来模拟人体气管插管手术，进而观察和评估插管技术的效果和安全性。

实验中常采用家兔作为实验对象，因为家兔的气管结构与人类相似，且家兔体型较小，易于操作和观察。

二、操作步骤1. 准备工作a. 麻醉家兔：使用合适的麻醉剂对家兔进行麻醉，确保家兔处于无痛觉状态。

b. 消毒准备：对实验所需的仪器、器械和操作台等进行彻底消毒，以确保实验的无菌性。

c. 准备插管器材：包括气管插管、导丝、喉镜等。

2. 插管操作a. 定位：将家兔固定在操作台上，保持颈部伸直，以便插管的顺利进行。

b. 喉镜引导：使用喉镜引导导丝进入气管，确保插管的准确性。

c. 插管：将气管插管顺利地通过口腔或鼻腔插入气管，并固定好插管位置。

3. 实验观察a. 呼吸观察：插管后观察家兔的呼吸情况，包括呼吸频率、深度等。

b. 血氧饱和度监测：使用血氧仪等设备监测家兔的血氧饱和度，评估插管对呼吸功能的影响。

c. 心率监测：监测家兔的心率变化，评估插管对心血管系统的影响。

三、实验结果家兔气管插管实验的结果主要包括插管的成功率、呼吸功能的变化以及家兔的生理指标等。

插管成功率是评估插管技术的重要指标，插管成功率越高，说明插管技术越优秀。

呼吸功能的变化可通过观察家兔的呼吸频率、深度以及血氧饱和度等指标进行评估。

此外，还可以通过监测家兔的心率变化来评估插管对心血管系统的影响。

四、实验应用家兔气管插管实验在临床医学中具有重要意义，可以用于评估气管插管技术的安全性和有效性。

通过此实验可以评估插管对呼吸和心血管功能的影响，为临床医生提供参考，以确保手术操作的安全性和患者的生命安全。

此外，家兔气管插管实验还可以用于研究新型插管材料和技术的应用前景，推动气管插管技术的发展和改进。

一、实验目的1. 了解呼吸系统的基本结构和功能；2. 掌握呼吸系统的生理调节机制；3. 学习呼吸系统疾病模型的制备和观察方法；4. 提高实验操作技能和数据分析能力。

二、实验原理呼吸系统是人体与外界环境进行气体交换的重要器官，主要由呼吸道、肺泡和呼吸肌组成。

呼吸过程包括吸气和呼气两个阶段，通过呼吸肌的收缩和舒张，使肺泡内气体与外界气体进行交换，从而实现氧气的吸入和二氧化碳的排出。

三、实验材料与器材1. 实验动物：家兔（体重1.5-2.0kg）2. 实验器材：手术台、常用手术器械、生理信号采集处理系统、呼吸传感器、气管插管、20ml及1ml注射器、橡皮管、刺激电极、20%氨基甲酸乙酯、CO2、乳酸、生理盐水、棉线、纱布等。

四、实验步骤1. 家兔麻醉与固定取一只家兔，称重后，用剪刀剪去耳缘静脉上的毛。

用20ml注射器由耳缘静脉缓慢推注25%氨基甲酸乙酯（1g/kg体重）进行麻醉。

待家兔麻醉成功后，将其固定于手术台上。

2. 建立呼吸模型（1）气管插管：将气管插管插入家兔气管，连接呼吸传感器和生理信号采集处理系统，实时监测呼吸频率和幅度；（2）动脉插管：将动脉插管插入家兔动脉，连接三通管和生理盐水，用于采集动脉血样进行血气分析；（3）颈动脉插管：将颈动脉插管插入家兔颈动脉，连接生理盐水，用于监测血压。

3. 观察呼吸运动（1）正常呼吸曲线记录：观察家兔正常呼吸运动，记录呼吸频率、幅度和血压；（2）增加无效腔：向气管插管内注入一定量的空气，模拟增加无效腔，观察呼吸频率、幅度和血压的变化；（3）CO2吸入：向气管插管内注入一定浓度的CO2，观察呼吸频率、幅度和血压的变化；（4）乳酸吸入：向气管插管内注入一定浓度的乳酸，观察呼吸频率、幅度和血压的变化；（5）缺氧：降低实验室内氧气浓度，模拟缺氧环境，观察呼吸频率、幅度和血压的变化。

4. 数据分析对实验过程中收集到的呼吸频率、幅度、血压等数据进行统计分析，探讨呼吸系统在不同生理和病理条件下的调节机制。

家兔气管插管实验报告
本实验旨在探究家兔气管插管的操作方法及其对家兔呼吸系统的影响，以期为
临床医学提供参考依据。

实验中，我们选取了健康的家兔作为实验对象，通过对其进行气管插管操作，并观察其呼吸情况，记录实验数据，最终得出结论。

首先，我们对家兔进行了术前准备工作，包括测量体温、体重，观察呼吸情况等，确保家兔处于良好的生理状态。

随后，我们进行了麻醉操作，选择合适的麻醉药物，控制麻醉深度，保证家兔在实验过程中不会感到疼痛。

在家兔完全麻醉后，我们进行了气管插管操作，通过专业的插管技术，成功将气管插管置入家兔气管内，并固定好插管位置，以确保插管的稳定性和安全性。

随后，我们观察了家兔的呼吸情况，记录了插管后家兔的呼吸频率、潮气量等
呼吸参数，并与插管前进行了对比分析。

实验结果显示，家兔在插管后呼吸频率略有下降，但潮气量有所增加，呈现出一定的生理变化。

此外，我们还观察到家兔在插管后出现了轻度的咳嗽反应，但并未影响呼吸功能。

在实验过程中，我们严格遵守了实验操作规范，确保了实验的准确性和可靠性。

同时，我们也对家兔进行了良好的术后护理，观察了其恢复情况，并及时处理了可能出现的并发症。

综合以上实验结果，我们得出结论，家兔气管插管操作对家兔呼吸系统产生了
一定的影响，但并未引起严重的生理异常，插管后的家兔呼吸功能基本正常。

因此，家兔气管插管是一种安全有效的操作方法，可用于临床医学的相关研究和治疗实践中。

总之，本实验为我们提供了关于家兔气管插管操作及其对呼吸系统影响的重要
实验数据，为临床医学研究提供了有益的参考依据。

我们将继续深入探究气管插管技术及其临床应用，为医学领域的发展贡献我们的力量。

家兔的颈部手术包括气管插管药物对家兔血压的影响步骤1、麻醉：称重，耳缘静脉注射2%戊巴比妥钠1.5ml/kg，（注意尽量保留注射部位）眼睑反射消失，四肢无力。

注意事项：p982、固定家兔于手术台：打活结p85（实验结束请把绳子解下来，勿剪断）3、剪毛，暴露手术视野：弯剪4、手术：分离颈总动脉（先完全分离出气管，然后寻找颈动脉）5、动脉插管p295，远心端一定结扎死结，扎牢固，防止动脉剪开时喷血，将换能器中充满肝素钠生理盐水（注意防凝）连接仪器装置（实验结束请将动脉夹保存好）6、实验仪器校准，保存设置文件7、记录一段正常血压曲线（记录收缩压/舒张压/心率）8、兔耳缘静脉给药（用此法给药应保护耳缘静脉，防止之后无静脉注射部位）8、按顺序给药，观察实验现象（注：给药后推注生理盐水1ml使药物全部进入体内；血压恢复稳定后再给下一个药物）造成实验失败的原因主要有以下几个方面：（1）麻醉过深致兔子死亡或不能将兔子麻醉；（2）无从下手或弄得手术区域血肉模糊，使实验无法进行下去；（3）找不到颈总动（静）脉；（4）无法成功进行动脉插管（5）成功插入后脱出。

建议注意内容：1家兔颈部手术实验步骤和相关注意事项1.1手术总原则：思路清晰，有条不紊，小心翼翼。

1.2手术前准备：家兔的麻醉麻醉方式：静脉注射。

注射位置：家兔耳缘静脉（耳朵背面较薄一侧），注射剂量：5ml/k g，多取5ml（不同体质的家兔对麻药的敏感性不同），麻醉程度：浅反射（角膜反射消失）；深反射消失（止血钳用力夹后脚趾尖无反应）。

1.3注意事项①注射器的安装和持针方式：针头斜面和注射器刻度面在一个方向上（持针方式见实验指导）。

②耳缘静脉的准备：进针前要使静脉充分充盈。

剪去或拔去静脉处兔毛以暴露之，用大拇指和食指捏住或用适宜的夹子夹住耳根部，另用手指轻轻敲打血管或用温热纱布擦拭。

进针：从血管远心端开始，将针头小心推进1/2长度，正常应无明显阻力且能感觉到针头在一狭小管道中行进，有时有回血。

家兔实验中气管插管的应用体会在动物实验中，气管插管是一项重要而必不可少的技术。

家兔作为实验动物之一，也经常需要进行气管插管。

在实验中，经过多次实践，我对家兔实验中气管插管的应用有了更深刻的体会。

第一步：准备工作在进行气管插管前，需要对家兔进行全身麻醉，以防止其痛苦和活跃。

同时，需要给其进行氧气治疗，以增强家兔的肺功能和呼吸能力。

插管过程中，还需要准备好插管器、导丝、镜子等工具。

第二步：安放插管器将插管器插入家兔口腔，并沿着气管方向推入。

同时，需要用手指夹住家兔喉部，防止插管器误入食道而导致呼吸道狭窄。

插管器顺利插入后，用导丝穿过插管器插入气管内。

第三步：扩张气管在将导丝插入气管内后，需要将导丝拉出一部分，并向导丝内注入生理盐水，扩张气管道。

通过这一步骤，可以为后续的手术和检测提供更好的呼吸道环境。

第四步：取出导丝扩张完气管后，需要将导丝取出。

取出时需要用手托住家兔的下颚和颈部，以保证家兔仍处于麻醉状态，而不会因为动作而痛苦和活跃。

第五步：插入管子导丝取出后，插入气管管子。

插管时需要注意插管深度，同时需要往管内注入氧气，以保证家兔的呼吸。

插管成功后，还需要调节好呼吸机设置，以保证家兔的呼吸正常。

总结家兔实验中气管插管是一项重要的技术，可以为实验提供更好的呼吸环境和更准确的实验结果。

但在进行气管插管时，需要注意准备工作，以防止家兔痛苦和误操作。

同时，在插管过程中也需要严格控制深度和注氧量，以保证家兔的呼吸和安全。

总之，气管插管是一项需要经验和技巧的操作，需要经过多次实践和掌握才能熟练掌握。

家兔呼吸运动调节实验报告结果一、实验目的本实验旨在观察各种因素对家兔呼吸运动的影响，探讨呼吸运动的调节机制。

二、实验材料与方法（一）实验动物健康成年家兔一只。

（二）实验器材呼吸换能器、生物信号采集处理系统、手术器械、气管插管、动脉插管、注射器、CO₂气体瓶、N₂气体瓶、20%乌拉坦溶液等。

（三）实验步骤1、家兔称重后，用 20%乌拉坦溶液（5ml/kg）于耳缘静脉缓慢注射麻醉。

2、将家兔仰卧固定于手术台上，剪去颈部手术部位的毛，进行颈部正中切口，分离气管并插入气管插管。

3、分离一侧颈总动脉，插入动脉插管，通过压力换能器连接生物信号采集处理系统，记录动脉血压。

4、在剑突下切开皮肤，分离出剑突软骨，用丝线将其与张力换能器相连，以记录呼吸运动。

5、待动物稳定后，观察正常呼吸运动曲线。

6、依次进行以下操作，观察并记录呼吸运动的变化：增加吸入气中 CO₂浓度：通过气体瓶向气管插管内通入含较高浓度 CO₂的气体。

缺氧：用气囊阻断气管插管一段时间，造成缺氧。

增大无效腔：将一根长橡皮管连接在气管插管的一侧。

静脉注射乳酸溶液（2ml）。

切断双侧迷走神经，观察呼吸运动的变化。

然后分别刺激迷走神经中枢端和外周端，观察其效应。

三、实验结果（一）正常呼吸运动在未施加任何干预因素时，家兔的呼吸运动呈现出平稳、有节律的曲线，呼吸频率和幅度相对稳定。

（二）增加吸入气中 CO₂浓度当家兔吸入含较高浓度 CO₂的气体后，呼吸运动明显加深加快。

呼吸频率显著增加，呼吸幅度增大。

这表明 CO₂是调节呼吸运动的重要化学因素，其浓度升高可刺激呼吸中枢，增强呼吸运动。

（三）缺氧在造成缺氧的情况下，家兔的呼吸运动加深加快。

呼吸频率加快，呼吸幅度增大。

这是因为缺氧刺激外周化学感受器，反射性地引起呼吸运动增强，以增加肺通气量，改善缺氧状况。

（四）增大无效腔连接长橡皮管增大无效腔后，家兔的呼吸运动加深加快。

呼吸频率明显增加，呼吸幅度增大。

这是由于无效腔增大导致肺泡通气量减少，气体更新率降低，使得血液中的 PCO₂升高、PO₂降低，从而刺激呼吸中枢和外周化学感受器，引起呼吸运动增强。

家兔气管插管实验报告家兔气管插管实验报告引言：气管插管是一种常见的医疗技术，用于维持患者的呼吸道通畅。

在临床实践中，家兔常被用作实验动物，因其结构与人类相似，且易于管理。

本实验旨在探究家兔气管插管的操作方法和效果，以期为临床操作提供参考依据。

实验材料与方法：1. 材料：家兔、气管插管器、氧气供应装置、麻醉药物、消毒液等。

2. 方法：a. 准备工作：将实验器材进行消毒处理，保证操作环境的无菌。

b. 家兔麻醉：采用适量的麻醉药物对家兔进行麻醉，确保其处于无痛状态。

c. 插管操作：将家兔固定在手术台上，使用消毒液清洗家兔口腔和喉部区域。

然后，将气管插管器插入家兔口腔，经过喉部，直至气管。

确认插管位置后，连接氧气供应装置，确保气道通畅。

d. 监测与记录：实时监测家兔的呼吸频率、心率和血氧饱和度等指标，并记录相关数据。

实验结果与讨论：在本次实验中，我们成功地将气管插管器插入家兔的气管，并确保了气道通畅。

通过实时监测，我们发现家兔的呼吸频率和心率在插管后有所变化，这可能是由于插管过程中的刺激所致。

此外，我们还观察到家兔的血氧饱和度在插管后有所下降，这可能是由于插管引起的气道阻塞或通气不足所致。

针对这些结果，我们可以得出以下结论和讨论：1. 气管插管对家兔的生理指标有一定影响。

插管过程中的刺激可能导致呼吸频率和心率的变化，而气道阻塞或通气不足可能导致血氧饱和度下降。

2. 在临床实践中，医务人员应谨慎操作，以减少插管过程中对患者的刺激和不良影响。

3. 在插管后，应及时监测患者的生理指标，并采取相应的措施，以确保气道通畅和患者的安全。

实验的局限性和改进方向：本实验存在一些局限性，如样本数量较小、实验环境与临床环境的差异等。

为了提高实验的可靠性和适用性，我们可以采取以下改进方向：1. 增加样本数量，扩大实验规模，以提高实验结果的可靠性和代表性。

2. 在实验过程中，模拟更接近临床环境的操作条件，以更好地反映实际情况。

家兔气管插管实验原理家兔气管插管实验是一种常用的实验方法，用于研究家兔气管插管技术和相关疾病的治疗方法。

本实验旨在通过插入气管插管，模拟气管插管手术过程，探究插管对家兔的影响，并验证插管技术的可行性和安全性。

实验前准备：1.选择健康的家兔，体重适中，免疫系统良好。

2.准备麻醉剂和镇痛剂，确保家兔处于无痛苦和镇静状态。

3.准备气管插管器具，包括气管插管管、导丝、插管固定带等。

实验步骤：1.将家兔置于手术台上，进行全身消毒，确保手术场所无菌。

2.使用注射器将麻醉剂和镇痛剂混合后，通过皮下注射给家兔麻醉。

3.等待麻醉剂起效后，将家兔固定在手术台上，保持舒适的体位。

4.使用无菌手套和器具，进行局部消毒，特别是颈部和喉咙区域。

5.用手指按压家兔的气管，找到气管的位置。

6.将气管插管器的导丝插入家兔的气管中，确保导丝顺利通过气管。

7.将气管插管管沿着导丝缓慢插入家兔的气管，直到插管的一端位于气管末端。

8.固定插管，使用插管固定带将插管与家兔的颈部固定，防止插管脱落。

9.观察家兔的呼吸情况和身体反应，确保插管过程没有引起异常情况。

10.实验结束后，将家兔从麻醉状态中唤醒，观察其恢复情况。

实验原理：1.气管插管可以通过人工方式将插管管插入气管，建立起人工通气通道。

这个通道可以用于给家兔提供氧气和麻醉药物，同时也可以用于清除气道分泌物，预防肺部感染等。

2.插管过程中要注意插管管的长度和位置，确保插管的一端位于气管末端，而不是误插入食道或其他部位。

插管的固定带也要正确使用，保证插管不会松脱。

3.气管插管需要经过严格的消毒和无菌处理，以避免引入细菌或其他病原体，导致感染和并发症。

4.实验中的麻醉剂和镇痛剂的使用，可以减轻家兔的痛苦和不适感，同时也使实验操作更加顺利和安全。

实验结果和意义：1.通过家兔气管插管实验，可以验证气管插管技术的可行性和安全性，为临床操作提供依据。

2.实验结果可以帮助研究人员了解插管对家兔的影响，探究插管对气道和呼吸功能的影响，进一步研究相关疾病的治疗方法。

家免缺氧实验报告篇一：家兔缺氧实验家兔低张性缺氧［实验目的］:缺氧指组织供氧不足或用氧障碍，从而引起细胞代谢，功能以致形态结构发生异常变化的病理过程。

缺氧分为低张性缺氧，血液性缺氧，循环性缺氧，组织性缺氧四种类型。

本次实验通过复制低张性缺氧动物模型，观察急性缺氧过程中机体的代偿适应性变化，分析其发生机制。

［实验动物］:家兔［实验药品及器材］:BL-410生物机能实验系统，动脉插管，气管插管,缺氧瓶，注射器，注射针头,动脉夹，常规手术器械,血气分析仪，针;1%普鲁卡因，钠石灰，肝素生理盐水。

［实验步骤］:1、称重，全麻（3%戊巴比妥钠，1 ml/kg）,固定，剪毛。

2、气管插管，颈总动脉插管，剑突连拉力换能器描记呼吸。

3、描记正常血压，呼吸（频率/节律），心率，口唇颜色。

4、将气管插管与缺氧瓶连接，记录缺氧开始后上述指标变化。

第1页共1页〔实验结果〕血压心率呼吸频率呼吸幅度动脉血液颜色粘膜颜色正常缺氧5min缺氧10 min缺氧20 min〔讨论〕：1、缺氧早期，呼吸加深加快，心率加快，粘膜及血液颜色变化不大。

机制如下：本实验中，家兔的呼吸仅与缺氧瓶相通，呼出的CO2被钠石灰吸收，吸入气体的氧分压不断下降，最终导致PaO2下降，当PaO2V60mmHg的时候，便可以引起如下变化：由于上述机体代偿性改变，PaO2有所恢复，脱氧血红蛋白仍小于5g/dl,故不能出现发绀，血液及粘膜颜色无明显变化。

2.缺氧晚期：PaO2越来越低，过低的PaO2可抑制呼吸、心血管、神经等系统的功能。

使机体处于失代偿状态，出现呼吸减慢或不规则，血压（，心率（此时PaO2（（,CaO2（（。

脱氧血红蛋白可超过58"1,出现发绀（Cyanosis）。

3.由于上分析推出，当吸入气氧分压降低时，PaO2亦降低。

当PaO2V60mmHg时才会引起组织缺氧，同时引起机体的一系列代偿反应，包括增强呼吸和血压等。

符合低张性缺氧的特点。

有机磷酸酯类农药中毒及解救[摘要] 目的：观察有机磷酸酯类农药中毒的症状和中毒机理；了解阿托品和解磷定的药理作用机制；掌握有机磷酸酯类农药中毒的解救方法。

方法：健康成年家兔8只，待给家兔麻醉、气管插管、颈总动脉插管后，耳缘静脉注射0.5%敌敌畏（1ml/kg），待出现中毒症状时，开始抢救（分三组）：（1）甲组：0.1%阿托品（1ml/kg）（2）乙组2.5%碘解磷定（PAM）（2ml/kg）（3）丙组：阿托品+ 碘解磷定（PAM），观察比较每组动物中毒症状消失情况，并记录。

观察项目血压、心电，呼吸频率，瞳孔、口鼻分泌物、有无肌颤等。

结果：家兔被注射0.1%阿托品（1ml/kg）后，会有中毒症状，心率减慢、血压下降、瞳孔缩小、呼吸困难（急促）、大小便失禁、有口鼻分泌物、肌颤【1】；抢救甲组对部分中毒症状有解救作用，但仍有肌颤；抢救乙组对中毒症状有明显解救作用，特别是对于缓解肌肉震颤效果好；而抢救丙组综合甲乙二组，对中毒症状有更好的解救作用。

[关键词] 有机磷酸酯类中毒；有机磷酸酯类解救；阿托品；碘解磷定PAM（前言）有机磷酸酯类农药，常见的有敌百虫、乐果、敌敌畏等，其主要作为农业和环境卫生杀虫剂，其杀虫效力高，但对人畜的毒性大，可通过皮肤、呼吸道引起中毒。

目前常见的为口服有机磷农药引起的中毒【2】，其机制大体为：人体的胆碱能神经包括运动神经、交感神经节前纤维和部分节后纤维以及副交感神经节后纤维，这些神经受刺激后，在其末梢与细胞连接处释放乙酰胆碱支配器官的运动。

在生理情况下释放出的乙酰胆碱在胆碱酯酶的作用下迅速被水解而失去活力，当有机磷进入机体后与胆碱酯酶结合使其失去水解乙酰胆碱的能力，造成体内大量乙酰胆碱蓄积，从而引起生理功能紊乱。

有机磷酸酯类农药中毒症状可分为急性中毒和慢性中毒：1、急性中毒（1）毒蕈碱样症状（M样症状）:主要是副交感神经末梢兴奋所致的平滑肌痉挛和腺体分泌增加。

临床表现为恶心、呕吐、腹痛、多汗、流泪、流涕、流涎、腹泻、尿频、大小便失禁、心跳减慢和瞳孔缩小、支气管痉挛和分泌物增加、咳嗽、气急，严重患者出现肺水肿。