广东省植物发育生物工程重点实验室简介

目录一、实验室简介和历史沿革二、实验室组成三、研究方向与学术队伍四、研究成果与进展代表性成果与研究进展近3获得和承担的科研项目近3年代表性论文近5年获批专利五、实验室工作条件仪器设备基地建设九、学术交流十、人才培养一、实验室历史沿革与简介广东省植物发育生物工程重点实验室是在潘瑞炽、莫熙穆、郭宝江等老一辈植物学家半个多世纪教学和科研工作积累的基础上于1996年成立的，并于1997年通过广东省科技厅的合格验收。

实验室在植物生理研究方面有较长的历史和深厚的积累。

潘瑞炽教授主编的《植物生理学》作为全国高等学校教材从1958年至今已经发行到第六版，在全国广泛使用，影响深远。

在长期传统的植物生理学特别是植物生长物质研究的基础上，紧密跟踪国内外学科发展的前沿，以模式植物拟南芥和水稻为材料，在细胞和分子水平上深入研究植物生长发育的分子机理，同时结合区域生物资源特点与社会经济发展的需要，开展热带亚热带花卉和经济作物的应用基础和资源保育研究，致力于为区域经济和社会发展做出贡献。

作为学校“211工程” 重点建设学科和广东省植物学重点学科的支撑实验室，目前形成了植物生理与生长发育调控、植物基因工程、植物繁殖与保育生物学、植物次生物质代谢以及植物与昆虫相互作用等5个研究方向，建立了一支结构合理、科研实力强的师资队伍。

现有教授13人(其中博士生导师9人)，副教授7人，专职技术管理1人，在站博士后8人。

重点实验室面积约3，000平方米，拥有总值约2，000万元的仪器设备。

在校内外建成3个科研与成果推广基地。

重点实验室注重学术交流和人才培养，5年来培养博士后、博士生、硕士生198名，为国家和地方社会与经济发展输送大批科技人才。

2004年以来，主持国家自然科学基金广东省联合基金重点项目1项，国家自然科学基金重大专项培育项目1项，国家转基因重大专项1项，参加“973”子课题项目3项，“863”子课题1项，国家支撑计划1项；获得国家自然科学基金面上项目24 项，广东省自然科学基金重点项目4项，广东省自然科学基金14项，广东省科技计划24项，科研经费达到2600多万元；发表SCI论文73 篇；获批发明专利12项；出版著作教材5部；获得省部级奖励2项。

油茶林和桉树林下套种牧草的筛选林正眉;侯琼昭;罗刚跃;董川宏;麦荣臻;陈树耿【摘要】在油茶(Camellia oleifera)林和桉树(Eucalyptus spp.)林林下套种葫芦茶(Tadehagi triquetrum)、糙毛假地豆(Desmodium heterocarponvar.strigosum)、大叶山蚂蝗(Desmodium gangeticum)、大翼豆(Macroptilium lathyroides)4种牧草,用株高、分支、冠幅等参数表征其生长状况,检测它们的生长情况的变化.结果表明:桉树林下葫芦茶的株高、分支、冠幅分别为:(81.7±5.5)cm、(9.4±6.2)条、(5685.6±3452.1)cm2,生长良好;而油茶林下糙毛假地豆的株高、分支、冠幅分别为:(20.2±3.4)cm、(44.6±24.6)条、(3673.3±2675.2)cm2,生长状况最好;大叶山蚂蝗在两种林下的成活率低,生长不良;大翼豆容易攀附于上层植物中,不适合在林下种植.葫芦茶和糙毛假地豆都可套种于林下,但葫芦茶更适于桉树林下套种;糙毛假地豆更适于油茶林下套种.【期刊名称】《广东林业科技》【年(卷),期】2018(034)003【总页数】5页(P85-89)【关键词】油茶林;桉树林;牧草;套种【作者】林正眉;侯琼昭;罗刚跃;董川宏;麦荣臻;陈树耿【作者单位】广东省植物发育生物工程重点实验室 / 华南师范大学生命科学学院,广东广州 510631;广东省植物发育生物工程重点实验室 / 华南师范大学生命科学学院,广东广州 510631;中国科学院华南植物园研究生部,广东广州 510650;广东省植物发育生物工程重点实验室 / 华南师范大学生命科学学院,广东广州 510631;广东省植物发育生物工程重点实验室 / 华南师范大学生命科学学院,广东广州510631;广东省江门市四堡林场,广东鹤山 529700;广东省江门市四堡林场,广东鹤山 529700【正文语种】中文【中图分类】S344.3研究表明，林草间作是一种合理的林地经营模式，不仅能节约管理成本，获得林地早期收益，提高林农收入，还可提高土壤肥力，促进林木生长，改善生态环境[1-3]。

柱层析提取法提取青蒿素的工艺研究罗嘉玲;李青嵘;张雅文;陈亚飞;倪贺;李海航【摘要】研究开发了一种柱层析提取法提取青蒿素的新工艺.将干燥粉碎的黄花蒿植物材料用提取溶剂V石油醚∶V95％乙醇=2∶8按m料∶V液=1.0∶3.5湿法装入层析柱中,静置lh后洗脱.少量和放大提取实验都显示:收集3.50、4.75、7.00和10.50倍体积洗脱液时,青蒿素的提取率分别超过90％、95％、97％和99％.结果表明:该提取方法工艺简单、提取率高、溶剂用量少、节能环保、设备和生产成本低,适合工业上提取制备青蒿素.%A new column chromatographic extraction (CCE) method was developed for the extraction of artemisinin from Artemisia annua.Dried material was loaded into a column using 3.5-fold (V/m) extraction solvent of petroleum ether:95％ethanol (2∶ 8).After 1 h when artemisinin is fully dissolved,the column was eluted with the extraction solvent.The extraction efficiency in both small-scale and enlarged-scale experiments reached more than 90％,95％,97％ or 99％when collecting 3.50-,4.75-,7.00-or 10.50-fold eluent,respectively.The results indicated that the CCE method is simple and highly efficient;and the extraction process can be completed in a column at room temperature at low equipment and production costs.It can be used for industrial extraction of artemisinin.【期刊名称】《华南师范大学学报（自然科学版）》【年(卷),期】2018(050)002【总页数】5页(P65-69)【关键词】黄花蒿;青蒿素;柱层析提取;混合溶剂【作者】罗嘉玲;李青嵘;张雅文;陈亚飞;倪贺;李海航【作者单位】华南师范大学生命科学学院∥广东省植物发育生物工程重点实验室,广州510631;华南师范大学生命科学学院∥广东省植物发育生物工程重点实验室,广州510631;华南师范大学生命科学学院∥广东省植物发育生物工程重点实验室,广州510631;华南师范大学生命科学学院∥广东省植物发育生物工程重点实验室,广州510631;华南师范大学生命科学学院∥广东省植物发育生物工程重点实验室,广州510631;华南师范大学生命科学学院∥广东省植物发育生物工程重点实验室,广州510631【正文语种】中文【中图分类】Q819青蒿素(Artemisinin)是20世纪70年代从菊科艾属的草本植物黄花蒿( Artemisia annua L.)中分离得到的一种具有过氧桥结构的倍半萜内酯类化合物[1]. 青蒿素是最有效的抗疟疾药物之一，具有高效、速效和低毒等特点[2-5]. 也有研究[6-7]通过青蒿素的结构修饰，合成出了系列活性更高的青蒿素衍生物，如双氢青蒿素、蒿甲/乙醚和青蒿琥酯等. 青蒿素及其衍生物除抗疟疾外，还有抗肿瘤、抗孕、抗纤维化、抗血吸虫和弓形虫等寄生虫、抗心律失常和治疗各种皮肤病等作用[8-9].青蒿素主要是从青蒿植物材料中提取. 青蒿素在青蒿中的含量很低,不同产地青蒿中青蒿素含量差异显著，最高可达干质量的1%～2%[5]. 目前提取青蒿素通常采用有机溶剂浸泡法,超声或微波辅助的浸泡提取法，也有用超临界CO2 萃取法. 王轶[10]以青蒿叶干粉为原料, 用95%乙醇搅拌提取青蒿素，通过正交实验得到的最佳提取条件为: 原料粒度0.25 mm，溶剂量60 mL/g, 提取温度50 ℃，提取时间120 min，青蒿素提取率可达78.2%. 黄荣岗等[11]用 70%甲醇在5 ℃下低温提取青蒿素3 h，青蒿素的提取率最高达到82.5%. 钱国平等[12]用超临界CO2提取法提取青蒿素，提取率达到95%以上，提取物纯度可达10%以上. 赵兵等[13]在50 ℃下用超声波辅助的石油醚提取青蒿素，提取率可达83%. 郝金玉等[14]用乙醇、三氯甲烷、环己烷、正己烷、石油醚、120#溶剂油和6#溶剂油等不同溶剂提取青蒿素，比较了微波辅助提取与索氏提取、超临界CO2提取和加热搅拌提取法的效果，表明微波辅助萃取可大大提高提取速率,6#油的提取率最高，达到92.1%.目前工业上提取青蒿素主要以汽油等为溶剂加热提取，存在溶剂用量大、能耗高、提取率低和安全性差等问题. 本实验室开发了一种提取天然药物的柱层析提取新方法[15-16]，本研究利用该柱层析提取法开发和优化从黄花蒿中提取青蒿素工艺，旨在为青蒿素的工业化生产提供更安全、低成本的方法.1 材料与方法1.1 实验材料与试剂干燥粉碎的黄花蒿植物材料和青蒿素标准品由广州斯威森科技有限公司提供. HPLC所用甲醇为色谱纯，其它试剂均为分析纯试剂，购自本地试剂公司.1.2 青蒿素HPLC定性定量分析方法的建立用95%乙醇将青蒿素标准品配成质量浓度为312.5 mg/L的溶液， UV759分光光度计(上海精科实业有限公司)测定青蒿素的紫外吸收光谱和吸收峰. 以实验确定的紫外吸收峰为检测波长，用LC-20AT高效液相色谱(日本岛津公司)系统对青蒿素进行定性与定量分析. 所用色谱柱为C18 柱(250 mm ×4.6 mm，5 μm)，流动相为V甲醇∶V水=75∶25，流速为1 mL/min，进样量10 μL. HPLC分析样品经过0.45 μm的膜过滤. 样品中青蒿素的保留时间为青蒿素标准品保留时间. 用10mg/mL的青蒿素标准品溶液，配制成不同质量浓度的溶液[16]，制作青蒿素质量浓度与峰面积之间的定量曲线，计算样品中青蒿素含量.1.3 柱层析法提取青蒿素方法的优化柱层析提取法是将植物材料用最少体积的提取溶剂装入层析柱中，待成分充分溶解后，用同样的溶剂、按柱层析洗脱的原理和方法，将材料中的青蒿素从层析柱中洗脱出来，整个过程在室温下进行. 因此，需要筛选出溶解青蒿素的最佳溶剂，然后测定青蒿材料吸收该溶剂达到饱和时所需要的最小体积的溶剂(Minimum Volume，MV)[15]，材料中青蒿素充分溶解(达到溶解平衡)所需要的时间已事先测定为0.5h.1.3.1 提取溶剂最佳配比的确定干燥的黄花蒿茎叶粉末过42.5 μm筛，作为提取材料. 提取溶剂为不同比例的V石油醚∶V95%乙醇混合溶剂(10∶0、8∶2、6∶4、4∶6、2∶8、0∶10). 在5 mL提取溶剂中加入1 g材料，浸泡0.5 h后，离心取上清液，HPLC测定提取液中青蒿素的含量，选择青蒿素含量高的溶剂作为提取溶剂.1.3.2 材料饱和吸液最小体积(MV)的确定在10 mL提取溶剂中加入1 g提取材料，在25 ℃下、200 r/min分别震荡浸泡0.5、1.0、2.0、3.0、4.0、5.0 h，过滤，测定剩余提取液的体积(V余)，1 MV=10-V余.1.3.3 柱层析法少量提取青蒿素方法的建立称取青蒿材料9 g，按比m料∶V液=1.0∶3.5加入提取溶剂，按柱层析湿法装柱的方法，装入层析柱. 静置0.5 h，待青蒿素充分溶解后，以1.0 MV/h的流速洗脱. 依次按1.0、0.5、0.5、1.0 MV的体积收集洗脱液，共收集4份、总体积3 MV 的洗脱液. 残渣用10倍体积的提取溶剂超声辅助的浸泡提取1次,超声功率为240 W、频率为40 kHz，时间为1 h. HPLC测定每份提取液中青蒿素的含量，计算提取率(以收集的3 MV和残渣中的青蒿素总量作为100%，计算各部分的提取率). 每个实验重复3次，结果为3次重复的平均值，计算重复之间的标准差(Standard Error，SE).1.3.4 柱层析法大量提取青蒿素方法的建立用直径为8 cm，柱高为80 cm的层析柱放大80倍进行实验，填料质量为750 g. 青蒿素的提取及检测方法与柱层析少量提取法相同.2 结果与分析2.1 青蒿素定性定量分析青蒿素在190～400 nm的紫外光范围内只有一个显著的吸收峰(图1A)，吸收峰波长为208 nm，选择该波长为HPLC的检测波长. 图1B为青蒿素标品HPLC图谱，根据青蒿素标准品的保留时间，确定提取液中青蒿素保留时间为8 min. 在质量浓度为1～6 g/L范围内，青蒿素与其峰面积之间有良好的线性关系(图1C). 在采用的实验分析条件下，提取液中的青蒿素能与杂质达到基线分离(图1D)，可准确测定溶液中的青蒿素含量.图1 青蒿素HPLC定性定量分析方法的建立Figure 1 Qualitative and quantitative analysis of artemisinin by HPLC2.2 柱层析法提取青蒿素的最佳条件确定2.2.1 提取溶剂的筛选通过浸泡实验测定了不同比例的石油醚与95%乙醇组成的混合溶剂对青蒿素提取的影响. 结果表明(图2)，在V石油醚∶V95%乙醇在10∶0到0∶10范围内，青蒿素的提取率随 95%乙醇比例的增加而提高；在V石油醚∶V95%乙醇为2∶8时，青蒿素提取率最高；此后再增加提取液中95%乙醇的比例，青蒿素提取率逐渐下降. 因此，确定青蒿素在该溶剂系统中的最佳提取溶剂为V石油醚∶V95%乙醇=2∶8.图2 提取液不同配比对青蒿素提取效率的影响Figure 2 Effect of ether and ethanol proportions in the extraction solvent on the extraction efficiency of artemisinin2.2.2 植物材料饱和最小吸液体积的测定植物材料1 g在浸泡0.5～5.0 h后，吸收的提取液体积基本一样，介于3.0～3.5 mL/g之间(图3)，表明材料吸收提取溶剂的速度很快，浸泡0.5 h已达到吸收饱和. 因此，确定青蒿材料对最佳提取溶剂的饱和吸液时间为0.5 h，材料的饱和最小吸液体积为3.5 mL/g，即1 MV=3.5. 根据以上结果，确定从植物材料中提取青蒿素的条件为：提取液V石油醚∶V95%乙醇=2∶8. 按m植物材料∶V提取液=1.0∶3.5将植物材料装入层析柱中，放置0.5 h后，再用该溶剂将层析柱中的青蒿素洗脱出来.图3 植物材料饱和吸液最小体积(MV)的确定Figure 3 Determination of minimum volume (MV) of solvent for the plant material fully absorbed2.3 柱层析法提取青蒿素条件的优化及其放大提取实验收集的4份(1.0、0.5、0.5、1.0 MV)提取洗脱液和残渣浸泡提取液其青蒿素质量分数分别为92.3%、4.3%、1.4%、1.8%、0.2%(图4A). 结果表明：收集前1.0、1.5 MV的提取液(分别为材料干质量的3.50倍和4.75倍体积的溶剂)，青蒿素的提取率可分别达到92.3%和96.6%. 收集3 MV体积的提取液时(即材料干质量的10.5倍体积提取液)，青蒿素的提取率可达到99.8%，残渣中的青蒿素质量分数只有0.2%.实验室条件下，将以上提取实验放大80倍，步骤和试剂不变，收集前4份、总体积3 MV的提取液和残渣的浸泡提取液，分析结果如图4B所示. 前1.0 MV和1.5 MV 的提取液中青蒿素提取率分别达到90.2%和95.1%，收集3 MV体积的洗脱液，青蒿素的提取率可达到99.4%，植物材料中残留的青蒿素为0.6%. 为了减少提取液的体积和节省提取时间，生产中可以只收集前1.5 MV提取液，青蒿素的提取率均可达到95%以上.图4 柱层析法提取青蒿素的提取效果Figure 4 Extraction efficiency of artemisinin by the columnchromatographic extraction柱层析法提取的青蒿素，经过减压浓缩回收溶剂，蒸干后得到提取物. 实验所用的植物材料中青蒿素的质量分数为1.85%，经柱层析浓缩后，提取物少量提取实验和放大提取实验中青蒿素的质量分数达22.5%.3 讨论与结论传统的青蒿素提取方法主要是用有机溶剂浸泡或加热回流提取，或同时加超声波、微波辅助提取，通常需要经过多次提取才能达到比较高的提取率. 这些方法存在溶剂用量大、操作复杂、能耗高等问题[17]. 而超临界CO2萃取法的设备成本和提取物生产成本高，在工业上的应用受到限制.本研究用最新开发的柱层析法提取青蒿素，具体工艺流程为：干燥粉碎的黄花蒿植物材料用提取溶剂(V石油醚∶V95%乙醇=2∶8)按m料∶V液=1.0∶3.5的量，湿法装入层析柱中，静置1 h后，用提取溶剂洗脱. 收集前1.5 MV提取液，青蒿素的提取率可达到95%以上. 文中选用的青蒿素提取的溶剂为石油醚与 95% 乙醇组成混合溶剂系统. 该系统可通过 2 种不同极性有机溶剂之间的不同比例，配制从低极性的石油醚到高极性的95%乙醇呈不同极性的混合溶剂. 该提取液可直接或加入少量水后即可使石油醚相与醇水相自动分离，达到不同目标成分的分离；同时，2 种有机溶剂都可以分离回收和重复使用[18]. 此外，柱层析提取法的所有操作都在室温下完成，避免了青蒿素的受热分解，降低了能耗.综上所述：用柱层析提取法提取青蒿素，工艺简单、提取率高、溶剂用量少、节能环保、设备和生产成本低，适合工业上大量制备青蒿素.参考文献：[1] HSU E. 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广东省重点实验室验收流程???????? ?1、实验室建设期满，由省科技厅通知各实验室依托单位验收。

??? 2、各实验室依托单位向省科技厅报送验收材料，验收材料主要包括实验室建设情况总结及相关的证明材料和附件。

实验室建设情况总结应对应其批准的实施方案和签定的合同，分别进行阐述和自我评价。

??? 3、省科技厅初审相关材料后，决定验收与否并安排验收时间。

??? 4、验收形式以现场验收为主，验收组专家原则上由5—7人组成。

验收会议议程主要包括实验室建设总体情况汇报、现场考察、答疑和核对相关材料、专家组形成验收意见。

广东省重点实验室立项、验收汇总表?广东省重点实验室-简介二十年来，在省委、省政府的正确领导和相关部门的大力支持下，省重点实验室紧紧围绕我省经济和社会发展需求，实行“开放、流动、竞争、协作”的运行机制，开展应用基础和应用开发研究工作，取得了显着的成效，已成为我省科技自主创新的核心力量；成为拥有自主知识产权科研成果的创新基地；成为聚集、培养高层次科技人才的基地和科技合作与交流的窗口，对推动我省科技进步和科技体制改革，提高自主创新能力和促进社会、经济的发展发挥了重要的作用，作出了重大的贡献。

一、建设基本情况国家重点实验室建设始于1984年，我省则从“七五”期间落实科技体制改革，开展省重点实验室建设。

1986年12月，省科委和省计委共同建设第一家省重点实验室，拉开了广东省重点实验室的建设序幕。

随后，我省重点实验室的建设步伐不断加快，主要体现在三个方面：一是总体规模不断壮大。

经过20年的建设，我省重点实验室不断发展壮大，从“七五”的8家发展到目前的94家，其中70家已建成验收。

与兄弟省市相比，北京有市级重点实验室66家，上海54家，江苏有省级重点实验室19家，浙江40家，我省重点实验室的建设规模走在全国前列。

二是分布领域日益广泛。

我省的重点实验室分布在科研机构的有41家，在高校的有49家，在相关部门和企业的有4家，分别占％、％和％。

2005,34(2):66-69.Ｓｕｂｔｒｏｐｉｃａｌ　Ｐｌａｎｔ　Ｓｃｉｅｎｃｅ　王再花李 玲　广东省植物发育生物工程重点实验室摘 要也是限速酶运用生物信息学方法推测这些基因可能存在特殊时空表达来调控细胞分裂素的合成途径关键词异戊烯基转移酶Q946.885+.4; Q789 文献标识码1009-7791(2005)02-0066-04A Review of the Advances in Cytokinin Biosynthesis ipt GeneWU Ji-lin, WANG Zai-hua, YE Qing-sheng, LI Ling(Guangdong Key Lab of Biotechnology for Plant Development, College of life science, South China Normal University, Guangzhou 510631, Guangdong China)Ａｂｓｔｒａｃｔ：Isopentenyl-transferases catalyze the first and rate-limiting steps of cytokininbiosynthesis, and the corresponding genes have been cloned. A family of genes from Arabidopsiscoding for cytokinin biosynthesis enzymes have been identified by a bioinformatic approach. It isspeculated that these genes might be expressed in distinct spatial and temporal patterns toregulate cytokinin biosynthesis. This review specially introduced the functions and advances ofipt in cytokinin biosynthesis.Ｋｅｙ　ｗｏｒｄｓ： cytokinin; isopentenyl-transferases; ipt细胞分裂素在植物生长发育的许多方面行使重要功能光合作用自从20世纪60年代初期首次分离获得天然细胞分裂素——反式-玉米素以来天然细胞分裂素N6-取代基腺嘌呤衍生物一般包含一个类异戊二烯基或芳香环衍生物侧链已研究了几种与细胞分裂素生物合成有关的酶的特性编码细胞分裂素生物合成限速步骤合成酶异戊烯基转移酶的基因首先在根癌农杆菌中得到鉴定后来称为ipt2000年Arabidopsis为ipt的研究提供了新机遇拟南芥的异戊烯基转移酶是被一个小的多基因家族编码进行基因产物的生化分析还揭示了ADP和ATP是反应的优先底物[5]本文简要介绍细胞分裂素合成基因ipt编码酶的特性及其与细胞分裂素合成的关系一类修饰腺嘌呤的tRNA EC.2.5.1.8修饰的核收稿日期吴吉林湖南涟源人从事植物发育与分子生物学研究叶庆生为通讯作者第2期吴吉林，等影响转录的保真度及其效率dimethylallyl diphosphate的异戊烯基转移到前体tRNA分子的腺嘌呤残基上另一类催化形成iPMP IPT其结构与tRNA-IPT相似多年来人们推测细胞分裂素可能来源于tRNA分子顺式-玉米素核苷异戊烯基腺苷顺式-甲硫基-ZR 及反式-甲硫基-ZR因此推测它源于tRNA的降解发现tRNA降解不是细胞分裂素的主要来源主要是由于顺-反异构酶参与互变过程[2]Akiyoshi等鉴定了根癌农杆菌中的ipt/tmr基因产生根状肿瘤在一些细菌中也发现ipt基因在拟南芥中已经证实编码该酶的基因家族有9个成员进化系统树分析表明AtIPT2和AtIPT9与tRNA-IPT更相似其编码基因与细菌ipt/tmr基因同源性更大[10]其余7种AtIPT基因的重组蛋白除皆能使E.coli产生具活性的细胞分裂素[6]这与根癌农杆菌ipt过表达的结果一致[9]AtIPT1和AtIPT３iP t-Z从而证实了IPT的活力并鉴定出它们具有催化合成细胞分裂素的活性[6,9]此基因在酵母中的表达能弥补MOD5缺失突变体的抗抑制因子表型[5]随后转化到酵母突变菌株MT-8中表达表明拟南芥IPT cDNA编码的蛋白可替代MOD5蛋白的功能说明植物IPT蛋白识别酵母tRNA前体的效率低于MOD5说明植物IPT对底物的要求有所不同了解细胞分裂素从头合成至少存在3条途径运用快速的IPT 测试法测定放射性元素标记从AMP融合到了iPA中[4]细菌IPT酶催化DMAPP上的异戊烯基侧链转移到AMP的N6位点[9]第34卷　﹒68﹒3.2 ATP/ADP 途径生化分析揭示了AtIPT4重组酶优先利用ATP 和ADP 这与细菌IPT 不同[9]随后通过羟化作用形成玉米素类型的细胞分裂素[9]该基因活性显著抑制可能是由于放射性标记的AMP 和未标记的ATP 和ADP 之间存在底物竞争[9]这可能为细胞分裂素的产生部位提供新的见解[6]alternative pathway iPMP在内源羟化酶活性促进下也能转化成ZMP [12]后来证实ZMP 的主要前体不是胞质中的iPMP直接通过IPT 从AMP 合成ZMP 目前不知如何识别侧链前体 目前对植物中细胞分裂素生物合成的认识大部分来源于对根癌农杆菌模拟系统的研究在转基因植物中ipt 过表达导致细胞分裂素水平的增加因此推测植物细胞细胞分裂素合成机制与根癌农杆菌细胞分裂素合成机制相似大麦Takei 等报道N 首先刺激玉米中iPMP 的积累在拟南芥中观察到重新提供硝酸盐时这表明N-诱导细胞分裂素的合成是高等植物的普遍特性除了N 例如外源细胞分裂素反作用于根这些发现提示细胞分裂素合成可能受许多大量元素的有效性变化的调节受到具生物活性的细胞分裂素降解速率和互变途径的影响[18]从矮牵牛和拟南芥中获得影响细胞分裂素合成的突变体SHO(shooting)和PGA22(plant growth acticator)[19,20]可观察到SHO 和PGA22突变体表型PGA22类似AtIPT8具IPT 活性[21]但hoc 以隐性突变出现可能对细胞分裂素合成进行反向调节[20]从而导致一系列反常的发育延缓叶片衰老在地塞米松诱导的启动子调控下但构建的ipt转化株很第2期吴吉林，等从而可能导致植物在遗传上可传递的畸变[26]在太阳花茎块再生期间从而促使茎块再生效率与茎中标记基因表达恢复的效率同时得到提高[27]因此作为标记基因对建立和优化转化方案是非常重要的发现ipt基因的过表达有利于转化植物的再生表明有可能凭此策略得到转基因植株Endo等运用GST-M A T载体系统而GST-II启动子作为特异位点重组系统的R基因的启动子ipt和iaaM/H基因能导致转化组织中生长素和细胞分裂素的产生结果表明充当选择标记时iaaM/H比单独使用ipt效果更好iaaM/H和ipt基因的联合更有效地产生转基因植株和无标记的转基因植株[30]﹒80﹒第34卷　[9] 牛俊玲,等. 果园生草对果树光合特性影响的研究[J]. 山西农业大学学报, 2000,20(4): 353-355.[10] 李国怀,等. 生草栽培对桔园环境和柑桔产量的影响[J]. 中国农业气象, 1997, 18(4): 18-21.[11] 韩素英,等. 山地丘陵旱地苹果园覆草技术经济效益评价[J]. 农业技术经济, 1995,(1): 55-58.[12] 肖润林,等. 红壤旱坡地桔园覆盖的生态效应及经济效益评价[J]. 生态学杂志, 1996,15(5): 16-22.[13] 巩传银,等. 沙地梨园生草模式及效应试验[J]. 河北果树, 2002,(5): 10-11.[14] 丁玉川,等. 山楂园的百脉根生草覆盖效应研究[J]. 河北林果研究, 1996,11(增): 181-184.[15] 严毓华,等. 苹果园种植覆盖作物对于树上捕食性天敌群落的影响[J]. 植物保护学报, 1988,15(1): 23-26.[16] 杜相革,等. 苹果园混合覆盖植物对害螨和东亚小花蝽的影响[J]. 生物防治通报, 1994,10(3): 114-117.[17] 于毅,等. 东亚小花蝽的发生和扩散与苹果园和邻近农田植被的关系[J]. 中国生物防治, 1998,14(4): 148-151.[18] 陈川,等. 生草苹果园主要害虫和天敌的生态位研究[J]. 西北农业学报, 2002,11(3): 78-82.[19] 左华清,等. 柑橘根际土壤微生物种群动态及根际效应的研究[J]. 生态农业研究, 1995,3(1): 39-47.[20] 黄韶华,等. 土壤微生物与土壤肥力的关系研究初报[J]. 新疆农垦科技, 1995,(3): 6-7.[21] 姚政,等. 施用不同有机物后土壤微生物量的动态变化[J]. 上海农业学报, 1997,13(l): 47-48.[22] 洪坚平,等. 不同施肥条件下土壤微生物生物量的研究[J]. 山西农业大学学报, 1996,16(1): 19-21.[23] 张丹,等. 四川紫色土微生物数量与土壤肥力相关性初步研究[J]. 四川农业大学学报, 2000,18(2): 173-175.[24] 马玉珍,等. 旱地秋季深施肥对土壤微生物的影响[J]. 土壤, 1997,29(6): 311-314.[25] 张成娥,等. 黄土源区果园套种对土壤微生物及酶活性的影响[J]. 土壤与环境, 2001,10(2): 121-123.[26] 高美英,等. 秸秆覆盖对苹果园土壤固氮菌数量年变化的影响[J]. 果树科学, 2000,17(3): 185 -187.[27] 高美英,等. 覆盖对果园土壤氨化细菌数量年变化的影响[J]. 土壤通报, 2000,31(6): 273-274.[28] 曾明,等. 桔园生草对丛枝菌根形成及果实品质的影响[J]. 西南农业大学学报, 2004,26(2): 105-107.[29] 李国怀,等. 果园生草栽培应注意的若干问题[J]. 浙江柑桔, 1997,14(4): 5-6.(上接第69页)[18] Horgan R. 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A new GST-MAT vector containing both ipt and iaaM/H genes can produce marker-free transgenic tobaccoplants with high frequency[J]. Plant Cell Reports, 2002,20: 923-928.。

附件一：广东省重点实验室建设情况考评名单（160家）序号实验室名称依托单位材料学（7家）1 广东省稀土合金材料重点实验室广东省钢铁研究所2 广东省显示材料与技术重点实验室中山大学3 广东省高性能与功能高分子材料重点实验室华南理工大学4 广东省新型涂料研究开发重点实验室中国电器科学研究院5 广东省电子有机聚合物材料重点实验室中国科学院广州化学研究所6 广东省高分子材料环境适应性评价与检测技术重点实验室中国电器科学研究院7 广东省超材料微波射频重点实验室深圳光启高等理工研究院资源环境（11家）1 广东省遥感与地理信息系统应用重点实验室广州地理研究所2 广东省城市化与地理环境空间模拟重点实验室中山大学地理科学与规划学院3 广东省环境资源利用与保护重点实验室中国科学院广州地球化学研究所4 广东省矿产资源开发和综合利用重点实验室广州有色金属研究院5 广东省环境污染控制与修复技术重点实验室中山大学环境科学与工程学院6 广东省地质过程与矿产资源探查重点实验室建设中山大学地球科学系7 广东省稀土开发及应用重点实验室广州有色金属研究院8 广东省水环境污染控制重点实验室广东省工程技术研究所9 广东省矿物物理与材料研究开发重点实验室中国科学院广州地球化学研究所10 广东省水与大气污染控制技术重点实验室环境保护部华南环境科学研究所11 广东省大气环境与污染控制重点实验室华南理工大学环境学院工程学（20家）1 广东省金属新材料制备与成形重点实验室华南理工大学2 广东省建筑工程新技术研究重点实验室广东省建筑科学研究院3 广东省现代控制技术重点实验室广东省科学院自动化工程研制中心4 广东省汽车工程研究重点实验室华南理工大学、广东工业大学5 广东省水动力学应用研究重点实验室广东省水利水电科学研究院6 广东省地震工程与应用技术重点实验室广州大学7 广东省海洋资源与近岸工程重点实验室中山大学8 广东省建筑节能与应用技术重点实验室广州大学土木工程学院9 广东省消防科学技术重点实验室中山大学、广东省公安厅10 广东省农产品干燥加工工程重点实验室广东省农业机械研究所11 广东省传感技术与生物医疗仪器重点实验室中山大学工学院12 广东省精密制造技术与装备重点实验室华南理工大学机械与汽车工程学院13 广东省微纳加工技术与装备重点实验室广东工业大学机电工程学院14 广东省滨海土木工程可持续发展技术重点实验室深圳大学土木工程学院15 广东省石化装备故障诊断重点实验室广东石油化工学院16 广东省地震监测预警与重大工程地震安全诊断重点实验室广东省地震局17 广东省制造装备数字化重点实验室东莞华中科技大学制造工程研究院18 广东省光伏技术重点实验室中山大学物理科学与工程技术学院19 广东省计算机集成制造重点实验室广东工业大学20 广东省现代几何与力学计量技术重点实验室广东省计量科学研究院化学（9家）1 广东省新能源和可再生能源研究开发与应用重点实验室中国科学院广州能源研究所2 广东省现代表面工程技术重点实验室广州有色金属研究院3 广东省工业表面活性剂重点实验室广东省石油化工研究院4 广东省化学危害应急检测技术重点实验室广东省测试分析研究所5 广东省绿色化学产品技术重点实验室华南理工大学6 广东省绿色能源技术重点实验室华南理工大学7 广东省低碳化学与过程节能重点实验室建设中山大学物理科学与工程技术学院8 广东省分布式能源系统重点实验室东莞理工学院9 广东省燃料电池技术重点实验室华南理工大学化学与化工学院信息（16家）1 广东省信息安全技术重点实验室中山大学信息科学与技术学院2 广东省数字信号与图像处理技术重点实验室汕头大学3 广东省智能交通系统（ITS）重点实验室中山大学4 广东省计算机网络重点实验室华南理工大学5 广东省光电子器件与系统重点实验室深圳大学6 广东省软件共性技术重点实验室广东拓思软件科学园有限公司7 广东省电子商务市场应用技术重点实验室广东商学院8 广东省数字音频重点实验室广州广晟数码技术有限公司9 广东省数字电视系统重点实验室深圳清华大学研究院10 广东省高性能计算重点实验室广东省计算中心11 广东省机器人与智能系统重点实验室深圳先进技术研究院12 广东省短距离无线探测与通信重点实验室华南理工大学电子与信息学院13 广东省数字植物园重点实验室中国科学院华南植物园14 广东省计算科学重点实验室中山大学数学与计算科学学院15 广东省物联网信息技术重点实验室广东工业大学自动化学院16 广东省微纳光子功能材料与器件重点实验室华南师范大学信息光电子科技学院农学（40家）1 广东省发酵与酶工程重点实验室华南理工大学生物科学与工程学院2 广东省生物医学工程重点实验室华南理工大学材料科学与工程学院3 广东省激光生命科学重点实验室华南师范大学4 广东省菌种保藏与应用重点实验室广东省微生物研究所5 广东省畜禽育种与营养研究重点实验室广东省农科院畜牧研究所6 广东省水稻育种新技术重点实验室广东省农业科学院水稻研究所7 广东省食品添加剂重点实验室广东省食品工业研究所8 广东省海洋生物技术重点实验室汕头大学9 广东省畜禽疫病防治研究重点实验室广东省农业科学院兽医研究所10 广东省植物保护新技术重点实验室广东省农业科学院植物保护研究所11 广东省植物发育生物工程重点实验室华南师范大学12 广东省功能食品研究重点实验室广东省农业科学院农业生物技术研究所13 广东省农业害虫综合治理重点实验室广东省昆虫研究所14 广东省农作物遗传改良重点实验室广东省农业科学院作物研究所15 广东省热带亚热带果树重点实验室广东省农业科学院果树研究所16 广东省蔬菜新技术重点实验室广东省农业科学院蔬菜研究所17 广东省农业环境综合治理重点实验室广东省生态环境与土壤研究所18 广东省果蔬深加工重点实验室广东省农业科学院蚕业与农产品加工研究所19 广东省水生经济动物良种繁育重点实验室中山大学20 广东省渔业生态环境重点实验室中国水产科学研究院南海水产研究所21 广东省果蔬保鲜重点实验室华南农业大学22 广东省动植物与食品进出口技术措施研究重点实验室广州出入境检验检疫局23 广东省植物分子育种重点实验室华南农业大学24 广东省水产经济动物病原生物学及流行病学重点实验室广东海洋大学25 广东省应用海洋生物学重点实验室南海海洋研究所26 广东省动物源性人兽共患病预防与控制重点实验室华南农业大学27 广东省甘蔗改良与生物炼制重点实验室广州甘蔗糖业研究所28 广东省食品质量安全重点实验室华南农业大学29 广东茶树资源创新利用重点实验室广东省农科院茶叶研究所30 广东省水产健康安全养殖重点实验室华南师范大学生命科学学院31 广东省农业动物基因组学与分子育种重点实验室华南农业大学动物科学学院32 广东省热带亚热带植物资源与利用重点实验室中山大学生命科学学院33 广东省天然产物绿色加工与产品安全重点实验室华南理工大学轻工与食品学院34 广东省特色植物种质创新与利用重点实验室华南农业大学35 广东省兽药研制与安全评价重点实验室华南农业大学36 广东省水产动物免疫技术重点实验室中国水产科学研究院珠江水产研究所37 广东省森林病虫害生物防治重点实验室广东省林业科学研究院38 广东省园林花卉种质创新综合利用重点实验室广东省农业科学院花卉研究所39 广东省土地利用与整治重点实验室华南农业大学信息学院40 广东省养分资源循环利用与耕地保育重点实验室广东省农业科学院农业资源与环境研究所医学（57家）1 广东省华南结构性心脏病重点实验室广东省心血管病研究所2 广东省运动测试重点实验室广东省体育科学研究所3 广东省呼吸疾病研究重点实验室广州医科大学4 广东省冠心病防治研究重点实验室广东省心血管病研究所5 广东省中医药研究开发重点实验室广东省中医研究所6 广东省药物新剂型重点实验室广东药学院7 广东省中医急症研究重点实验室广东省中医院8 广东省天然药物开发研究重点实验室广东医学院9 广东省鼻咽癌诊治研究重点实验室中山大学肿瘤防治中心10 广东省中医证侯临床研究重点实验室广东省中医院11 广东省海洋药物重点实验室中国科学院南海海洋研究所12 广东省眼科视觉科学重点实验室中山大学中山眼科中心13 广东省组织构建与检测重点实验室南方医科大学14 广东省蛋白质组学重点实验室南方医科大学基础部15 广东省肾脏病重点实验室中山大学附属第一医院16 广东省生物工程药物重点实验室暨南大学17 广东省药用功能基因研究重点实验室中山大学18 广东省应急病原学检测重点实验室广东省疾病预防控制中心19 广东省化学生物学重点实验室清华大学深圳研究生院20 广东省生物芯片重点实验室南方医科大学21 广东省中药新药研发重点实验室广州中医药大学22 广东省肝脏疾病研究重点实验室中山大学附属第三医院23 广东省医学分子影像重点实验室汕头大学医学院24 广东省分子肿瘤病理重点实验室南方医科大学25 广东省医学休克微循环重点实验室南方医科大学26 广东省新药筛选重点实验室南方医科大学、广州中医药大学27 广东省热带病研究重点实验室南方医科大学28 广东省肾功能衰竭研究重点实验室南方医科大学29 广东省医学生物力学重点实验室南方医科大学30 广东省中药制剂重点实验室南方医科大学31 广东省病毒性肝炎研究重点实验室南方医科大学32 广东省医学图像处理重点实验室南方医科大学33 广东省骨科矫形技术及植入材料重点实验室广州军区广州总医院广州医科大学附属第一医院34 广东省实验动物重点实验室广东省实验动物监测所35 广东省化学基因组学重点实验室北京大学深圳研究生院36 广东省神经科学疾病研究重点实验室广州医科大学附属第二医院37 广东省男性生殖与遗传重点实验室北京大学深圳医院38 广东省营养膳食与健康重点实验室中山大学39 广东省胃肠疾病重点实验室南方医科大学南方医院40 广东省生物活性药物研究重点实验室广东药学院41 广东省重大神经疾病诊治研究重点实验室中山大学附属第一医院42 广东省结直肠盆底疾病研究重点实验室中山大学附属第六医院43 广东省心理健康与认知科学重点实验室华南师范大学教育科学学院44 广东省医学分子诊断重点实验室广东医学院45 广东省中医治法与中药创制重点实验室广州中医药大学46 广东省分子流行病学重点实验室广东药学院47 广东省泌尿外科重点实验室广州医学大学附属第一医院48 广东省法医遗传学重点实验室广州市刑事科学技术研究所49 广东省新药设计与评价重点实验室中山大学药学院50 广东省口腔医学重点实验室建设中山大学附属口腔医院51 广东省代谢性疾病中医药防治重点实验室广州中医药大学52 广东省生物医学信息检测与成像重点实验室深圳大学53 广东省产科重大疾病重点实验室广州医科大学54 广东省感染病与分子免疫病理重点实验室汕头大学医学院55 广东省干细胞与再生医学重点实验室中国科学院广州生物医药与健康研究院56 广东省新发传染病诊治重点实验室深圳市第三人民医院57 广东省医用电子仪器及高分子材料制品重点实验室广东省医疗器械研究所。

光、糖与激素影响植物花色素苷合成与积累的研究进展(综述)程海燕;李德红【摘要】次生代谢物质花色素苷存在于植物的叶片、花、果实和种子的表皮细胞的液泡中,是一类使这些器官呈现从红色到黑色等系列颜色的水溶性色素.其合成过程不仅受到基因的调控,还受多种因素影响.首先是光通过信号转导途径直接或间接地调节相关酶基因表达的过程;其次是糖,常与光相互作用协调控制花着色;激素也是影响花色素苷合成的一个重要因素,往往通过影响植物体内的代谢过程和植物基因的表达来影响花色素苷的合成和积累.本文综述近20年来该领域的研究进展.【期刊名称】《亚热带植物科学》【年(卷),期】2010(039)003【总页数】5页(P82-86)【关键词】花色素苷;光;基因调控;糖;激素【作者】程海燕;李德红【作者单位】华南师范大学,生命科学学院,广东省植物发育生物工程重点实验室,广东,广州,510631;华南师范大学,生命科学学院,广东省植物发育生物工程重点实验室,广东,广州,510631【正文语种】中文【中图分类】Q945.1花青素是植物体内一类次生代谢物质，广泛存在于开花植物（被子植物）中，据初步统计，27科73属植物中含花青素。

目前已知有20种花青素，但应用于食品的仅6种，即天竺葵色素（pelargonidin）、矢车菊素（cyanidin）、花翠素（delphinidin）、芍药花苷配基（peonidin）、矮牵牛苷配基（petunidin）和锦葵色素（malvidin）［1］。

花青素与糖形成花色素苷（或称花色苷）。

花色素苷的合成途径已比较清楚，大约有15种结构基因参与，还有调节基因调控花色素苷的合成。

即使同种植物，所生成的花色素苷种类，或与之结合的糖的种类及数量也会发生变化。

花色素苷无毒、无特殊气味，具有多种营养、药理和保健功能，是一种珍稀的天然食用色素，在食品、化妆、医药方面有着巨大应用潜力［2］。

植物花色素苷合成除了受糖、激素、pH等因素的影响外，还受温度、光照、氮、磷等环境因素所支配。