大鼠和小鼠尾静脉注射
关键步骤是:
1. 将小鼠固定好,将尾巴拉直，绷紧，这是成功的第一步。
小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。
或者用这个方法：1 小鼠要固定好，自制一个笼子，前面通气，中间最好有一个挡板，让小鼠不能后退，筒子后面开一个口，尾巴从这里出来，这样固定牢靠；2、注射前尾巴用稍热的水浸泡几分钟，有利于注射；3、先远后尽，不要一开始就从尾根部，那样失败了不好办；4、进血管后注意保持稳定，针尖很容易刺穿血管的。至于能否穿进，个人手感如何，全靠自己啦。多练习，一定很快掌握的，不难，绝对不难！我练习10余只小鼠就比较熟练了
2. 用酒精棉球擦拭尾巴,使血管扩张;或者用热水或者热毛巾焐热，使静脉扩张；选用适当的针头，越细越好；在尾部较靠近上段的地方注射，这里血管比较大。用酒精或热水擦拭，擦拭的时候，可把尾巴用力扯在桌面上。注射状态为尾巴发白，紧靠白色的尾骨两侧清晰可见两根红色静脉。
3.用左手的食指,中指,无名指及大拇指将小鼠尾巴固定,; 手法：握住1ml注射器前面0.1ml处。右手小指搭在拽着鼠尾的左手拇指处按此手形进针；看针尖前面那个斜面有3/4（关键），如果血管充盈则进1/2，进入，停，上挑针头，进针；左右轻摆动，如可动，可注射。
原则是：把你第一次打进的手形，完全固定下来，每次都重复。
4.注射:注射时左手扯尾，使尾巴紧贴桌面，尾巴与桌边紧贴转弯处为进针部位，一般选择距尾尖1/4或1/3处进针，此处皮肤较薄，血管清晰，进针容易。进针时针头与桌面平行，针尖稍稍朝下，从中指及无名指与拇指接触处稍上方进针，一旦进入，须将针头稍稍上挑进入，针头沿血管进入，肉眼可关察到针头前进。如果针头在血管中前进，可明显地感觉到针行通畅，毫无阻力。若针头不在血管中，手感针行有阻力，有一种堵的感觉。进针时不要太深，针头入皮肤后马上把针头略往上，平行进针，针扎入时有落空感，推液时无阻力则说明成功了！如针头处出现皮丘则说明在皮下，推出重来。进针处最好在尾巴的1/3-1/2处，甚至可以更下一点。这样一次失败了还可以往上再来，不要马上在最高处打，因为你们要打这么多天。要为以后作准备。用热水、酒精、红外都可以扩张血管。可以视情况而用。总而言之，最重要的是“熟能生巧”。你最好先练习一下或请高手相助。不然到了最后几天，真的很难打的。
2。注射：针进入后，切记手不可发抖，因为血管壁非常薄，容易扎穿。推药时，要缓推。若进针成功，推药顺畅，无阻力；若推药时感觉有阻力，说明针头不在血管中，须及时拔出，重新进针。一般选用4号或4号半针头。最好用打疫苗的2毫升一次性注射器。尾静脉注射并不难，主要是一种感觉。若用上十只鼠练手，你必会找到感觉。心要静，手要稳，要有耐心。我研一的时候尾静脉注射让我头疼万分，越急越打不进去。后来静下心来，边注射边找感觉，很快就熟练了。
祝你找到感觉
5.通过看有无回血来测试针是否在静脉内;
6.注射.
做到以上步骤,保证注射成功!
注：（1）如果做细胞移植时，应该尽量把细胞打散，不然很容易引起栓塞！
（2）练习：建议你先用蓝墨水练手，因为新手往往看不出打入的是皮下还是静脉
其实真的只能熟能生巧一般推荐在尾下1/3处进针，但是我觉得1/2处准确度较好，个人经验针头可以插深入些，防止意外摆动戳破静脉而注入皮下，很多时候你觉得进了血管打的却是皮下，就是因为这个原因。
或者用：经常尾经脉注射胎盘兰，比较容易，静脉在侧面比较粗的那个，可以做个容器，我们是用一个50ml的离心管前面弄个开口，后面的螺盖弄个洞，把老鼠装进去，比较容易，把都对准管小鼠自动进去，把尾巴从盖子的洞穿出来，操作极为方便。刮毛，用热水烫一下，血管涨起来就可以，具体的感觉还要自己实践一下掌握，不过还容易，有3－4只就可以掌握。
（3）规律：动物越小越好操作，小鼠比大鼠容易，幼年大鼠比成年大鼠容易；对于小鼠最好还是尾静脉注射，这样损伤最小；成年大鼠实在不行可以选股静脉注射，相对要容易一些；最重要的一点，必须多练，进针时的那种感觉必须自己好好体会，熟能生巧，这是常识。
注射的心得体会 篇一：小鼠尾静脉注射的心得体会 小鼠尾静脉注射的心得体会 IV比IP困难许多，我练习了非常久了之后，才抓到窍门。由于当时没有一个人能指导我，所以我的IV技术可说是完全自己摸索出来的。当我遇到困难时，找了许多课本、络，可是读了却做不出来，果然theory跟practical之间还是有差距的。一般书本所形容的IV很简洁，但实际情况要复杂许多，因此不先训练，是一定打不好静脉针的。 照例，打针之前，先量体重、准备要打的液体、做好稀释、load好进针筒里面。准备好完这些后，就开始要抓老鼠了。 但打IV不能靠普通的restraint方法，因为打静脉要很固定的，不能有丝毫动摇。因此需要一个restrainer，就是一个小小的塑胶东东，来困住老鼠，但它的尾巴可以掉出来。你就抓住它的尾巴，然后往尾巴上的静脉打针。 这个restrainer一定要把老鼠牢牢地关在里面，一点都不能动才可以。这时就要尽量把老鼠压在里面，压成一团也没问题，只要不要弄到它骨折，或者呼吸困难就可以了。 一般老鼠虽然喜欢关在一个圆圆的筒子里，但因为IV 需要的是绝对的动弹不得，所以它会被关压到蛮不舒服的。而且老鼠不喜欢别人去碰它的尾巴的，所以打尾巴针对它们
来说是相当痛的。如果不牢牢困住，就算有一点点的位置，它也会挣扎的，它一挣扎，你就打不到了。 为什么那么困难呢？就是因为老鼠尾巴的静脉其实不大，很小而已，只要稍微移动，很容易就打错地方了。 打静脉的针头我一般用30G，是比26G更加细的针头。 我把步骤简化如下： 1) 把针尖向下，即bevel up，这样比较容易刺进去，位置也能很精准 2) 从尾巴的最后面开始试，不要一开始就刺比较靠近身体的部位，因为如果弄错了，还可以一直往上继续试，但如果一刺就刺靠近身体的，就没办法再上了 3) 老鼠尾巴有静脉的地方会泛有红色的，就对准红色的线条 4) 尾巴要抓紧，不要有丝毫动摇，有时候老鼠会挣扎，就要大力一点抓尾巴 5) 刺进去时，尽量把针摆得跟尾巴越平行越好，因为稍微有一点角度就打不进去了(平行的话针就会在血管里面，如果有角度可能会刺过血管到血管下面的组织去) 6)可以尽量刺深一点，只要是平行就好，刺得够深的话整支针可以挂在那里不会掉下来的 7)往后拉一拉plunger，如果看到血，位置就对了！ 8)位置对的话，保持针的不动，然后注射，注射的时候
1. 将小鼠固定好，将尾巴拉直，绷紧，这是成功的第一步。 小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用特殊的固定装置进行固定，如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作，如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。 或者用这个方法： 1 小鼠要固定好，自制一个笼子，前面通气，中间最好有一个挡板，让小鼠不能后退，筒子后面开一个口，尾巴从这里出来，这样固定牢靠； 2、注射前尾巴用稍热的水浸泡几分钟，有利于注射； 3、先远后尽，不要一开始就从尾根部，那样失败了不好办； 4、进血管后注意保持稳定，针尖很容易刺穿血管的。至于能否穿进，个人手感如何，全靠自己啦。多练习，一定很快掌握的，不难，绝对不难！我练习10余只小鼠就比较熟练了2. 用酒精棉球擦拭尾巴，使血管扩张；或者用热水或者热毛巾焐热，使静脉扩张；选用适当的针头，越细越好；在尾部较靠近上段的地方注射，这里血管比较大。用酒精或热水擦拭，擦拭的时候，可把尾巴用力扯在桌面上。注射状态为尾巴发白，紧靠白色的尾骨两侧清晰可见两根红色静脉。 3. 用左手的食指，中指，无名指及大拇指将小鼠尾巴固定，; 手法：握住1ml注射器前面0.1ml 处。右手小指搭在拽着鼠尾的左手拇指处按此手形进针；看针尖前面那个斜面有3/4（关键），如果血管充盈则进1/2，进入，停，上挑针头，进针；左右轻摆动，如可动，可注射。 原则是：把你第一次打进的手形，完全固定下来，每次都重复。 4. 注射注射时左手扯尾，使尾巴紧贴桌面，尾巴与桌边紧贴转弯处为进针部位，一般选择距尾尖1/4或1/3处进针，此处皮肤较薄，血管清晰，进针容易。进针时针头与桌面平行，针尖稍稍朝下，从中指及无名指与拇指接触处稍上方进针，一旦进入，须将针头稍稍上挑进入，针头沿血管进入，肉眼可关察到针头前进。如果针头在血管中前进，可明显地感觉到针行通畅，毫无阻力。若针头不在血管中，手感针行有阻力，有一种堵的感觉。进针时不要太深，针头入皮肤后马上把针头略往上，平行进针，针扎入时有落空感，推液时无阻力则说明成功了！如针头处出现皮丘则说明在皮下，推出重来。进针处最好在尾巴的1/3-1/2处，甚至可以更下一点。这样一次失败了还可以往上再来，不要马上在最高处打，因为你们要打这么多天。要为以后作准备。用热水、酒精、红外都可以扩张血管。可以视情况而用。总而言之，最重要的是“熟能生巧”。你最好先练习一下或请高手相助。不然到了最后几天，真的很难打的。 2注射：针进入后，切记手不可发抖，因为血管壁非常薄，容易扎穿。推药时，要缓推。若进针成功，推药顺畅，无阻力；若推药时感觉有阻力，说明针头不在血管中，须及时拔出，重新进针。一般选用4号或4号半针头。最好用打疫苗的2毫升一次性注射器。尾静脉注射并不难，主要是一种感觉。若用上十只鼠练手，你必会找到感觉。心要静，手要稳，要有耐心。我研一的时候尾静脉注射让我头疼万分，越急越打不进去。后来静下心来，边注射边找感觉，很快就熟练了。 祝你找到感觉 5 通过看有无回血来测试针是否在静脉内; 6 .注射. 做到以上步骤，保证注射成功!
小鼠灌胃 小鼠灌胃方法比较简单，需要关注的只有两点： 一是要保持小鼠的头部和颈部成一直线，方便灌胃针头进入； 二是动作要轻柔，从口角进入，防止损失食道。做的多了自然就熟练了。 具体操作过程如下： 1.准备灌胃针头。一般可以从市场上面买到，实在没有的话，可以用12号的针头，剪去针尖，用砂纸将头端磨平，也可以用。但是买的灌胃针头的头端用锡或者适宜的方法处理了针头的锐口，自己用砂纸不可能将所有的锐口都磨掉，用这样的针头灌胃，损失小鼠食道的可能性比较大。 2.抓住小鼠，使其头、颈和身体呈一直线。抓小鼠的动作很简单，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部即可。因为小鼠始终在活动中，若一次抓的感觉不是很顺手，要放开重新抓，不要逞强进行下一步操作。 3.抓好小鼠就可以灌胃了，一般用1ml的注射器配灌胃针头。灌胃针头从小鼠的嘴角进入，压住舌头，抵住上颚，轻轻向内推进，进入食管后会有一个刺空感，进入食道后就可以推注药液了。（我认为，所谓的灌胃，不必要灌胃针头进入小鼠的胃部，进入食管后就可以推药了，这样对小鼠食道的损伤要小点，特别是要长期灌胃给药的情况下。）当然，灌胃针头也可以再往里面深入一点，防止药液从口中流出。 4.灌胃容积一般是0.1～0.2ml/10g，最大0.35ml/10g，每只小鼠的灌胃最大容积不超过0.8ml。 小鼠腹腔注射 腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。 1.小鼠腹腔注射可以用1ml的注射器，配合4号针头。
2.腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部，使小鼠的头部向下。这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。 3.尤其是对于体重较小的小鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。 4.小鼠腹腔注射的给药容积一般为5～10ml/kg。 小鼠静脉注射 这也是常见的操作，稍微有点难度，没有指导的话，一开始可能会感觉有点手足无措。但是可以肯定的说，只要掌握了方法，小鼠的尾静脉注射还是很容易的。 操作步骤： 1.首先要固定小鼠，最简单的固定方法就是把小鼠放在盒子里面，让它的尾巴伸在盒盖的外面，用手抓住小鼠尾巴，轻轻往外拽，就可以固定好小鼠了。这种固定方法，小鼠可以在盒子里面活动，固定的也不是很牢固，但是只要你尾静脉注射的手法很熟练，就足以用来注射了。 还有的固定方法就是用一个小的圆筒，最好是金属做的，（可以在当地的铁匠铺，或者买白铁铺里面定做）首先是金属比较结实，而且可以用来固定在铁架台上，方便操作。圆筒的一段有个盖子可以拿下来，盖子中间有个小孔，可以让小鼠的尾巴伸出来（中间的小孔可以用胶布缠一下，防止锐利的边缘割伤小鼠尾巴）。另外一段可以用金属网的结构，网的形状可以做成子弹头的头端形状。网状结构可以让光线透近来，方便小鼠钻进圆筒里面。圆筒的长度约10cm，直径约3～4cm，可以做个系列长度和直径的圆筒，适合不同大小的小鼠。 2.固定好小鼠后就是注射了，一般用一次性的1ml的注射器就可以了，玻璃的1ml的注射器也可以用，针头用4号的就可以了。
小鼠尾静脉注射的心得体会 IV 比IP 困难许多，我练习了非常久了之后，才抓到窍门。由于当时没有一个人能指导我，所以我的IV 技术可说是完全自己摸索出来的。当我遇到困难时，找了许多课本、网络，可是读了却做不出来，果然theory 跟practical 之间还是有差距的。一般书本所形容的IV 很简洁，但实际情况要复杂许多，因此不先训练，是一定打不好静脉针的。照例，打针之前，先量体重、准备要打的液体、做好稀释、准备好完这些 load 好进针筒里面。后，就开始要抓老鼠了。 但打IV 不能靠普通的restraint 方法，因为打静脉要很固定的，不能有丝毫动摇。因此需要一个restrainer ，就是一个小小的塑胶东东，来困住老鼠，但它的尾巴可以掉出来。你就抓住它的尾巴，然后往尾巴上的静脉打针。 这个restrainer 一定要把老鼠牢牢地关在里面，一点都不能动才可以。这时就要尽量把老鼠压在里面，压成一团也没问题，只要不要弄到它骨折，或者呼吸困难就可以了。 一般老鼠虽然喜欢关在一个圆圆的筒子里，但因为IV 需要的是绝对的动弹不得，所以它会被关压到蛮不舒服的。而且老鼠不喜欢别人去碰它的尾巴的，所以打尾巴针对它们来说是相当痛的。如果不牢牢困住，就算有一点点的位置，它也会挣扎的，它一挣扎，你就打不到了。 为什么那么困难呢？就是因为老鼠尾巴的静脉其实不大，很小而已，只要稍微移动，很容易就打错地方了。 打静脉的针头我一般用30G是比26G更加细的针头。 我把步骤简化如下：
1）把针尖向下，即bevel up ，这样比较容易刺进去，位置也能很精准 2）从尾巴的最后面开始试，不要一开始就刺比较靠近身体的部位，因为如果弄错了，还可以一直往上继续试，但如果一刺就刺靠近身体的，就没办法再上了 3）老鼠尾巴有静脉的地方会泛有红色的，就对准红色的线条 4）尾巴要抓紧，不要有丝毫动摇，有时候老鼠会挣扎，就要大力一点抓尾巴 5）刺进去时，尽量把针摆得跟尾巴越平行越好，因为稍微有一点角度就打不进去了（平行的话针就会在血管里面，如果有角度可能会刺过血管到血管下面的组织去）6）可以尽量刺深一点，只要是平行就好，刺得够深的话整支针可以挂在那里不会掉下来的 7）往后拉一拉plunger ，如果看到血，位置就对了！ 8）位置对的话，保持针的不动，然后注射，注射的时候会觉得很顺畅，而且可以亲眼看到红色的血管慢慢被你所注射的液体所flushed ，所以红色就会慢慢变成白色 9）最后把针拉出来，针口的位置会流一点血（代表真的是血管嘛），然后用一块棉花按按扎针的部位就可以了
大鼠和小鼠尾静脉注射技巧与心得 2009/04/01 16:02[分子|细胞|病毒|免疫 ] 1. 将小鼠固定好,将尾巴拉直，绷紧，这是成功的第一步。 小鼠性情较温顺，一般不会咬人，比较容易抓取固定。通常用右手提起小鼠尾巴将其放在鼠笼盖或其它粗糙表面上，在小鼠向前挣扎爬行时，用左手拇指和食指捏住其双耳及颈部皮肤，将小鼠置于左手掌心、无名指和小指夹其背部皮肤和尾部，即可将小鼠完全固定。在一些特殊的实验中，如进行尾静脉注射时，可使用特殊的固定装置进行固定,如尾静脉注射架或粗的玻璃试管。如要进行手术或心脏采血应先行麻醉再操作,如进行解剖实验则必须先行无痛处死后再进行。 或者用这个方法：1 小鼠要固定好，自制一个笼子，前面通气，中间最好有一个挡板，让小鼠不能后退，筒子后面开一个口，尾巴从这里出来，这样固定牢靠；2、注射前尾巴用稍热的水浸泡几分钟，有利于注射；3、先远后尽，不要一开始就从尾根部，那样失败了不好办；4、进血管后注意保持稳定，针尖很容易刺穿血管的。至于能否穿进，个人手感如何，全靠自己啦。多练习，一定很快掌握的，不难，绝对不难！我练习10余只小鼠就比较熟练了 2. 用酒精棉球擦拭尾巴,使血管扩张;或者用热水或者热毛巾焐热，使静脉扩张；选用适当的针头，越细越好；在尾部较靠近上段的地方注射，这里血管比较大。用酒精或热水擦拭，擦拭的时候，可把尾巴用力扯在桌面上。注射状态为尾巴发白，紧靠白色的尾骨两侧清晰可见两根红色静脉。 3.用左手的食指,中指,无名指及大拇指将小鼠尾巴固定,; 手法：握住1ml注射器前面0.1ml处。右手小指搭在拽着鼠尾的左手拇指处按此手形进针；看针尖前面那个斜面有3/4（关键），如果血管充盈则进1/2，进入，停，上挑针头，进针；左右轻摆动，如可动，可注射。 原则是：把你第一次打进的手形，完全固定下来，每次都重复。 4.注射:注射时左手扯尾，使尾巴紧贴桌面，尾巴与桌边紧贴转弯处为进针部位，一般选择距尾尖1/4或1/3处进针，此处皮肤较薄，血管清晰，进针容易。进针时针头与桌面平行，针尖稍稍朝下，从中指及无名指与拇指接触处稍上方进针，一旦进入，须将针头稍稍上挑进入，针头沿血管进入，肉眼可关察到针头前进。如果针头在血管中前进，可明显地感觉到针行通畅，毫无阻力。若针头不在血管中，手感针行有阻力，有一种堵的感觉。进针时不要太深，针头入皮肤后马上把针头略往上，平行进针，针扎入时有落空感，推液时无阻力则说明成功了！如针头处出现皮丘则说明在皮下，推出重来。进针处最好在尾巴的1/3-1/2处，甚至可以更下一点。这样一次失败了还可以往上再来，不要马上在最高处打，因为你们要打这么多天。要为以后作准备。用热水、酒精、红外都可以扩张血管。可以视情况而用。总而言之，最重要的是“熟能生巧”。你最好先练习一下或请高手相助。不然到了最后几天，真的很难打的。 2。注射：针进入后，切记手不可发抖，因为血管壁非常薄，容易扎穿。推药时，要缓推。若进针成功，推药顺畅，无阻力；若推药时感觉有阻力，说明针头不在血管中，须及时拔出，重新进针。一般选用4号或4号半针头。最好用打疫苗的2毫升一次性注射器。尾静脉注射并不难，主要是一种感觉。若用上十只鼠练手，你必会找到感觉。心要静，手要稳，要有耐心。我研一的时候尾静脉注射让我头疼万分，越急越打不进去。后来静下心来，边注射边找感觉，很快就熟练了。 祝你找到感觉 5.通过看有无回血来测试针是否在静脉内; 6.注射. 做到以上步骤,保证注射成功! 注：（1）如果做细胞移植时，应该尽量把细胞打散，不然很容易引起栓塞！ （2）练习：建议你先用蓝墨水练手，因为新手往往看不出打入的是皮下还是静脉 其实真的只能熟能生巧一般推荐在尾下1/3处进针，但是我觉得1/2处准确度较好，个人经验针头可以插深入些，防止意外摆动戳破静脉而注入皮下，很多时候你觉得进了血管打的却是皮下，就是因为这个原因。 或者用：经常尾经脉注射胎盘兰，比较容易，静脉在侧面比较粗的那个，可以做个容器，我们是用一个50ml的离心管前面弄个开口，后面的螺盖弄个洞，把老鼠装进去，比较容易，把都对准管小鼠自动进去，把尾巴从盖子的洞穿出来，操作极为方便。刮毛，用热水烫一下，血管涨起来就可以，具体的感觉还要自己实践一下掌握，不过还容易，有3－4只就可以掌握。
KW-XXY小鼠尾注射静脉显像仪说明书 一、概述： 我们同行都知道小鼠尾静脉注射是很不容易的事，需要手感、需要练习、需要耐心，实验时，多次打不进去，还会产生一种崩溃的心情。大家一致认为尾注没有任何投机取巧的方法。要想掌握它只有多打、勤练，找感觉，感觉找到了，你就有了自信，这样即便有了自信你也很难做到百分之百的把握，追其原因和难点无非有这样三条，一是动物的保定牢固与否，二是鼠尾血管的充盈程度，三是针入血管的去向问题。如果这三条变成了动物保定牢固、血管十分充盈、能看到针尖进入血管与否，那么尾注还有什么难度吗？其实我们研发的静脉可视尾注固定器就是解决了这样的问题：一、使用鼠筒，装鼠速度快、保定牢固、鼠位舒适，不会前窜，保证了注射时的稳定：二、使用特殊的光照射鼠尾，使鼠尾的血管显现出来，在可视的情况下使针尖的刺入做到有的放矢，不再是单凭手感的盲打，针是否进入血管，摆动针头看血管是否跟着动就知道针是否在血管中，不再追求那种针进血管中的落空感（其实这种手感，一般短时间内很难体会出来）。这三个难点都解决了，以后尾注将不再是难事了，估计再也没有那么多人在网上讨论尾注的事了，人们将彻底地从尾注的烦恼中解放出来。我们这款尾注固定器就是这样针对这三个难点，经过三年的潜心研究，用新思维、新理念，精心设计制造出来的，这款小型仪器它将用新的原理和新的操作方式让使用者耳目一新。这也将成为鼠尾静脉注射道路上的一个重要里程碑。 二、技术参数： 1、快装鼠筒可盛装17-40g的小鼠 2、1W透射光源 3、透射光强度无级可调 4、自动压尾，无需人工手按 5、压尾器可手控和脚控两种方式 6、光源0~35mm行程调节，可注射不同位置 7、电源适配器：输出12v 2A 8、电源适配器：输入：AC100-220V 50Hz 9、功率:<10W 10、整机尺寸：275*160*120mm 11、整机重量：2Kg 三、使用方法： ① 速装鼠筒的使用： 快速装鼠筒一改过去那种小鼠钻入式的装鼠方式，（小鼠钻入式的装鼠方式首次使用还可以，动物在不知的情况下，很容易进入，但动物经过几次后知道进入的不适感觉，再让其进入就较困难了。）快速装鼠筒是后拉尾式装鼠方式，0型的鼠筒前端能顺利地将鼠拉入筒内，为了避免鼠在筒内滚转身体，可用前堵头将其堵在里面，前堵头的孔是根据小鼠头骨的生理曲线设计的，能有效地控制鼠的头部，但又不影响正常的呼吸，同时还能让小鼠的前肢找到一个舒适的位置，堵头的固定位置应以动物不能自由活动但又不影响动物肺部扩张，正常呼吸为准（通过透明的有机玻璃可观察调整）。 ②装好鼠的筒放置于主机上面板的槽上，鼠尾通过开口的档板，将其放置在鼠尾挤压板下板的沟槽里，打开开关，透射灯亮，观察鼠尾血管是否摆正，这时可以根据黄光透射血管的情况调整黄光亮度旋钮，使血管达到最清楚（环境的亮度变化会影响血管的显现情况，建议在较暗的室内操作，应避开强光直射）。 ③注射位置的调整：不管使用多大的小鼠均应从鼠尾部的下1／3处进针，这样逐渐从下向上打可避开打过的针眼出现漏液现象。因使用动物的品系、大小不同，尾长度也不同，这样就需要调整注射时的位置 ④注射：注射使用的针头应在5号针以下，4.5或4号较为合适，过粗的针对血管损伤过大，用后止血困难。目前也有用头皮针后接1毫升注射器用的。这还是为了看回血情况来判断是否进入血管，不管用什么
小鼠尾静脉注射的心得体 会 Prepared on 22 November 2020
小鼠尾静脉注射的心得体会 IV比IP困难许多，我练习了非常久了之后，才抓到窍门。由于当时没有一个人能指导我，所以我的IV技术可说是完全自己摸索出来的。当我遇到困难时，找了许多课本、网络，可是读了却做不出来，果然theory跟practical之间还是有差距的。一般书本所形容的IV很简洁，但实际情况要复杂许多，因此不先训练，是一定打不好静脉针的。 照例，打针之前，先量体重、准备要打的液体、做好稀释、load好进针筒里面。准备好完这些后，就开始要抓老鼠了。 但打IV不能靠普通的restraint方法，因为打静脉要很固定的，不能有丝毫动摇。因此需要一个restrainer，就是一个小小的塑胶东东，来困住老鼠，但它的尾巴可以掉出来。你就抓住它的尾巴，然后往尾巴上的静脉打针。 这个restrainer一定要把老鼠牢牢地关在里面，一点都不能动才可以。这时就要尽量把老鼠压在里面，压成一团也没问题，只要不要弄到它骨折，或者呼吸困难就可以了。
一般老鼠虽然喜欢关在一个圆圆的筒子里，但因为IV需要的是绝对的动弹不得，所以它会被关压到蛮不舒服的。而且老鼠不喜欢别人去碰它的尾巴的，所以打尾巴针对它们来说是相当痛的。如果不牢牢困住，就算有一点点的位置，它也会挣扎的，它一挣扎，你就打不到了。 为什么那么困难呢就是因为老鼠尾巴的静脉其实不大，很小而已，只要稍微移动，很容易就打错地方了。 打静脉的针头我一般用30G，是比26G更加细的针头。 我把步骤简化如下： 1)把针尖向下，即bevelup，这样比较容易刺进去，位置也能很精准
小鼠尾静脉注射技巧 一小鼠保定：据说有专门給小鼠尾静脉注射用的保定装置，叫什麽我不知道，因为我没用，但这个可以用。师姐给我做示范的时候，是用一个小烧杯罩住小鼠，把尾巴拽出来操作，这种方法好像好多人都在用，可是，需要另一个人按住烧杯才行。我在网上看到有个人把50ml的离心管帽中央打了一个可以把小鼠尾巴伸出来的洞，离心管尖端锯开一个小口通气，试验时把小鼠放进离心管，拽住尾巴塞入帽上的小孔，把帽拧上就行了。我觉得这招挺好，照着做了一个，不用怕小鼠回身咬人，很安全也很省钱，不用买仪器了，而且，我找了个铁架台（带夹子那种的），把小鼠塞进离心管后，可以把离心管固定在铁架台上，操作就更方便了。 二小鼠尾静脉：把小鼠塞进离心管前，我先在小鼠尾巴正背侧用记号笔画了一个竖道，拧上帽后，不管小鼠在离心管里面怎麽翻转打滚，把尾巴拉出来可以轻松地判定尾巴的背侧方向，不会整混了。可以注射的静脉有两根，在正背侧的两边，很容易就能看到，但看到不代表能把针插进去，想进针顺利，尾静脉能够膨胀就行了，开始我把小鼠尾巴放到50度热水里泡这，静脉也膨胀了，也可以进针，可就是尾巴湿漉漉的，很容易滑手，水还得勤热着，不然就凉了，要不就得在旁边放个水浴锅或者电磁炉什麽地，太麻烦了。后来，还是我师姐厉害，她让我拿个打火机，把尾巴拉出来，一燎，就完事了，而且还能把尾巴上的毛燎掉，我现在就用这种方法，很好使，打火机在尾巴上来回快速燎两下，等两三秒钟侧面的尾静脉颜色就变得特别深，深红色吧好像，不过燎的时间一定把握好，时间短了，静脉不膨胀，长了尾巴会烫坏甚至着火，建议开始时快一点燎，多燎两次就知道应该多久是最好地了。 三进针：我用的是1ml的针，每次注射大约100~200ul。按照上述方法处理完尾静脉后，左手中指和食指夹住鼠尾大约二分之一处，大拇指和无名指夹住尾巴下部，别太靠近尾尖，容易失手，还有，就是中指和食指固定位置后把鼠尾前部分顺着离心管帽上的孔往里塞，直到这两根手指卡到官帽，放置注射的时候小鼠挣扎而打偏。这四根手指头之间留出一段尾静脉，选个地方进针就行了。进针位置大约和资料上说的差不多，尾尖往上三分之一处，这是最好打的地方了，皮薄，针尖以大约30°角斜刺入（皮薄的地方感觉破皮了就行，尾巴二分之一往上得刺得深一些）开始往上挑针，进去后平行走针，正常进入静脉有一种行空感，我看资料时也不知道行空感是啥，可打进去了就知道了。针如果进去了，还可以很清楚的看见血管里的针头。推药的时候，如果有阻力那就是针没进到血管里，马上退出来，不用犹豫，正常情况是推药时没有任何阻力，右手推药的大拇指搭在注射器上就可以注进药了，那种感觉就是你拿一个注射器，抽点水，再慢慢打出去一样。 四拔针：推完药，快速拔针，马上用纱布或者脱脂棉按住就行了，别太使劲按，会肿，大约按着20秒左右，血止住了就行，你也不想小鼠尾巴血的呼啦的就回笼子里吧
大鼠尾静脉注射 首先是大鼠的固定，我用的是大鼠固定器，很好用，纹丝不动，然后就是找静脉了。两边一边一个，用酒精棉球反复擦洗后，可以看到发青的一条线，有些隐隐约约的，便是静脉了。 下来就是把尾巴拉直，看清血管走行，再就是下针了。 针，最好用5号半的，而且是头皮针，好处有： 一、针粗细合适，我试过，七号的不行，太粗了。四号的易堵。 二、针进去后，会有回血，这很关键，表示进去了。要是普通的针头，要回抽一下，且针头有些短，不易操作，尽管理论上很容易。 三、不管尾巴如何的动，只要是进去了，就不用担心脱针了。 进针时，手法是最重要的。 左手拉直尾巴，看清血管，针头与水平面成十五度到三十度的角，顺着血管的方向，斜面向上，只要斜面一进去，就立即的成水平的稍向上约1到5度，这是因为尾巴是渐粗的，便尾静脉始终是在表面的。这样的下去，一般都会看到回血了。 进针时，不要怕浅了，越浅越可能进去。 下面我把我自己的经验与大家一起分享： 1 尾静脉注射前保持良好心态，每次注射时都要坚信自己能打进去。我觉得心情很重要，我心情好时基本上每次都能打进去。我每天都要打至少二十来只，多则三四十只。所以每次打前我都保持良好心情。 2 注射前准备：用盐水瓶装好一瓶60-70度的温水，温水是用来浸泡尾静脉的，这也很重要，特别是冬天和温度比较低的天气。
注射针头消毒，准备酒精，棉花，棉签，固鼠器。 3 开始注射：把老鼠固定在固鼠器里，把它的尾巴放进盐水瓶里浸泡半分钟至一分钟，温度高时，可泡短点时间，然后再用酒精搽尾静脉，使静脉显露出来。一定要显露出形状，这样就不会盲打。在离尾静脉末端2-3cm出进针，这个地方最好进针，皮薄，静脉不滑。进去后，回抽下看下有没回血，如有回血就可以把要打进去了，如果没回血，就表明没有进静脉，重试。 打完要后，止血，要用消毒的棉签，防止感染。 如果每天要尾静脉注射的话，我觉得最好先在同一个进针孔进针，这样可以减少老鼠的痛苦，而且尾巴不容易扎坏。 注意：如果没进血管，千万别强打进去，这样的话就打到皮下了，进皮下不容易吸收，这样容易使老鼠尾巴烂掉，以后就没法打了。 鼠尾静脉有三根，左右两侧及背侧各一根，左右两侧尾静脉比较容易固定，多采用，背侧一根也可采用，但位置容易固定。操作时先将动物固定在鼠筒内或扣在烧杯中，使尾巴露出，尾部用45～50℃的温水浸润半分钟或用酒精擦拭使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，用中指从下面托起尾巴，以无名指和小指夹住尾巴的末梢，右手持注射器连4(1/2)号细针头，使针头与静脉平行（小于30°），从尾下四分之一处（约距尾尖2-3 厘米）处进针，此处皮薄易于刺入，先缓注少量药液，如无阻力，表示针头已进入静脉，可继续注入。注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以
小鼠尾静脉注射的心得体会 IV比IP困难许多，我练习了非常久了之后，才抓到窍门。由于当时没有一个人能指导我，所以我的IV技术可说是完全自己摸索出来的。当我遇到困难时，找了许多课本、网络，可是读了却做不出来，果然theory跟practical之间还是有差距的。一般书本所形容的IV很简洁，但实际情况要复杂许多，因此不先训练，是一定打不好静脉针的。 照例，打针之前，先量体重、准备要打的液体、做好稀释、load好进针筒里面。准备好完这些后，就开始要抓老鼠了。 但打IV不能靠普通的restraint方法，因为打静脉要很固定的，不能有丝毫动摇。因此需要一个restrainer，就是一个小小的塑胶东东，来困住老鼠，但它的尾巴可以掉出来。你就抓住它的尾巴，然后往尾巴上的静脉打针。 这个restrainer一定要把老鼠牢牢地关在里面，一点都不能动才可以。这时就要尽量把老鼠压在里面，压成一团也没问题，只要不要弄到它骨折，或者呼吸困难就可以了。 一般老鼠虽然喜欢关在一个圆圆的筒子里，但因为IV需要的是绝对的动弹不得，所以它会被关压到蛮不舒服的。而且老鼠不喜欢别人去碰它的尾巴的，所以打尾巴针对它们来说是相当痛的。如果不牢牢困住，就算有一点点的位置，它也会挣扎的，它一挣扎，你就打不到了。 为什么那么困难呢？就是因为老鼠尾巴的静脉其实不大，很小而已，只要稍微移动，很容易就打错地方了。 打静脉的针头我一般用30G，是比26G更加细的针头。 我把步骤简化如下： 1) 把针尖向下，即bevel up，这样比较容易刺进去，位置也能很精准
2) 从尾巴的最后面开始试，不要一开始就刺比较靠近身体的部位，因为如果弄错了，还可以一直往上继续试，但如果一刺就刺靠近身体的，就没办法再上了 3) 老鼠尾巴有静脉的地方会泛有红色的，就对准红色的线条 4) 尾巴要抓紧，不要有丝毫动摇，有时候老鼠会挣扎，就要大力一点抓尾巴 5) 刺进去时，尽量把针摆得跟尾巴越平行越好，因为稍微有一点角度就打不进去了(平行的话针就会在血管里面，如果有角度可能会刺过血管到血管下面的组织去) 6)可以尽量刺深一点，只要是平行就好，刺得够深的话整支针可以挂在那里不会掉下来的 7)往后拉一拉plunger，如果看到血，位置就对了！ 8)位置对的话，保持针的不动，然后注射，注射的时候会觉得很顺畅，而且可以亲眼看到红色的血管慢慢被你所注射的液体所flushed，所以红色就会慢慢变成白色 9)最后把针拉出来，针口的位置会流一点血(代表真的是血管嘛)，然后用一块棉花按按扎针的部位就可以了
各位高手提供的方法 希望对你有帮助 我今天尾静脉注射，没有经验，针进去也觉得挺顺，但一推生理盐水尾巴就变白，请问如果打到静脉里，尾巴有何反应，会不会变白?变白是不是插到皮下了呢？ 尾巴变白，肯定没有打进血管，进了血管后，注射器推进很顺利，基本没有阻力，血管内也可以看见药液把血液推走。尾巴变白，且注射器推动有阻力，肯定没有进血管。 注射前用热水泡一下尾巴，打左右两侧的静脉，应该是比较好打的。 我推药液时也挺顺的。但推后尾巴变白了，血管内好像也可以看见药液把血液推走。但推走后，看到的就是血管变白了。是不是因为把红色的血液推走了，所以变白了？我说得这种情况有没进血管的可能性呢？我回抽了一下，始终未看到回血。我用的是小鼠，小鼠尾静脉注射时回抽能看到回血吗，好像即使是断尾，也只能采集到0.1ml啊。请指教一下吧？谢谢！小鼠尾静脉注射时是没有回血的，只要注射器推进顺利，且局部没有肿起，一般就是进入血管了 我是麻醉科的，尾静脉注射很熟练。 经验是：1－尾静脉上止血带，使静脉充盈 2－酒精涂搽或温水浸泡 3－剃须刀备皮 4－用套管针而非普通针头，留管后见回血才能确保在静脉内，方能给药。 5－普通细针容易移位和穿破血管。 用温水浸泡时水温应该稍高一点，特别象是在冬天，温度最好是让老鼠不能耐受，即鼠尾会在水中剧烈摆动，此方法特别适用于黑色或褐色的老鼠（当然温度也不能太高，又不是煲汤，呵呵），时间10-20秒即可。进针时角度要小一些，一般15°就行了。进针深度不要太浅，否则当你把手移开准备注射时可能弄破血管。注射时不用看回血，阻力较大即是未进血管，退出重新穿刺。左右两侧的静脉以左侧稍粗，可以首先从这边注射。 在尾静脉注射时，抓住尾巴把小老鼠放在桌上或平的地方，边注射边顺势稍稍往后拉尾巴，小鼠会往前跑而不是回头，这样就能一人注射了。之所以平放是因为老鼠倒提会回头咬人，不安全！这方法是我老师教的我，很不错，一个人熟练的话一个早上能注射60只小鼠，有兴趣的不防试试！ 现在的导师有几个会注射尾静脉的，真难为学生。应该是这样尾注射静脉，由一人操作，取出老鼠放到一个空笼子的食合上，尾巴从食合地金属网中穿出；分别用不同手指拉直尾巴合托起尾巴就可以了注射了，之手法慢慢炼吧。注意： 1. 尾静脉注射一定要从末端开始，注意保护尾静脉，这样你注射失败了还有机会再次注射，否着你注射越来越困难，因饰演后期无法再注射而实验失败可就惨了。除非是你指需要注射一次。 2. 认真体验针头进入血管中的滑润感，如果有了这样的体验你就可以做到一针成功。手感不好找或没有经验建议用玻璃注射器，一次性的注射器力度不好掌握。 3. 注射是轻推注射器，见到血管向上变白就是你成功了，不要想要见到回血，回血后再推你的针头在你到手间可能又穿透血管失败了。 4.不要虐待动物，同时不要让其他老鼠看到同伴遭你折磨，否则你要是做免疫研究要失败的。
小鼠尾静脉注射：高手经验谈 1、固定：小鼠一定要固定好，注射时尾巴不能动。我一直用小鼠固定器固定，另外一人用手指轻轻夹住尾巴的根部，这样一般能固定的很好。（我自己是找一个去500或者1000ml的烧杯，倒卡在桌子上，小鼠放在里面露出尾巴即可）2.对血管的选择,一般来说,小鼠尾部有三条静脉,左右两边各一根而且比较浅,容易穿刺；中间一根位置较深,不是很容易穿到,建议尽量不选择.另外穿刺选择尾部中下2/3~1/2处比较好,因为此处皮肤较薄,我的体会是可以采用75%酒精反复擦拭穿刺血管,使其充盈,并且使皮肤的角质层软化,利于穿刺. 或者在注射之前，小鼠尾巴用温水（水温约50度左右）泡大约2分钟，这样能使血管充分舒张。用干棉球擦干。 血管应选择两侧的血管，从下向上扎。这样的好处是万一一次扎不进，还可以继续使用此血管。 3.针的选择：书上说使用1毫升的注射器.有人在实践中采用的是头皮针,后接1毫升注射器.因为头皮针针头更小,对血管的损伤更小,适合多次连续给药，其次使用头皮针穿刺后,我们可以通过回血来判断穿刺是否成功.（我的体会是4号半1毫升注射器,已经足够且很容易进针） 4、注射手法：左手食指和中指上下夹注你所选择血管的靠近身体的一边,无名指和小指垫起一块纱布或者纸巾(建立一个穿刺的平面的作用),拇指压住所选血管的尾尖端,上下夹住血管的距离应以不影响右手持针上下移动为宜.(否则容易人为建立穿刺的角度,而使右手持穿刺针穿刺过深,导致穿刺失败.)右手持穿刺针,稍微挑起皮肤一点,就可以平着进针,看到回血表明成功,还可以回抽,见到回血后表明穿刺已进入血管,可以给药. 用左手将鼠尾拉直，右手持1ml注射器的中下1/3部位，针斜面向上，在尾部的下1/3-1/2处进针，针与皮肤稍成一角度（10度左右），进针后要将针头稍向上挑，然后将针向里送一点。如果在血管里，则无阻力，并且能看见针。若针看得很清晰，则扎到了皮下，若针看不清，则扎深了。可轻推液体验证。（联系那么多次，发现开始不能很顺利的进针，原因大部分就是插进去然后有个挑起的
实验动物的给药方法 在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态引起的变化，常需要将药物注入动物体内。给药的途径和方法多种多样，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型、剂量等情况确定。 （一）注射给药法 1. 皮下注射 注射时用左手拇指及食指轻轻捏起皮肤，右手持注射器将针头刺入，固定后即可进行注射。 ①小鼠在背部或前肢腋下，大鼠在背部或侧下腹部； ②豚鼠在后大腿内侧、背部等脂肪少的部位； ③兔在背部或耳根部注射； ④蛙可在脊背部淋巴囊注射； ⑤狗多在大腿外侧注射，拔针时，轻按针孔片刻，防药液逸出。 2. 皮内注射 此法用于观察皮肤血管的通透性变化或观察皮内反应。如将一定量的放射性同位素溶液、颜料或致炎物质、药物等注入皮内，观察其消失速度和局部血液循环变化，作为皮肤血管通透性观察指标之一。 方法是：将动物注射部位的毛剪去，消毒后，用皮试针头紧贴皮肤皮层刺入皮内，然后使针头向上挑起并再稍刺入，即可注射药液。注射后可见皮肤表面鼓起一白色小皮丘。 3. 肌肉注射 当给动物注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，常采用肌肉注射。肌肉注射一般选用肌肉发达、无大血管经过的部位，多选臀部。 注射时针头要垂直快速刺入肌肉，如无回血现象即可注射。给大、小鼠作肌肉注射时，选大腿外侧肌肉进行注射。 4. 腹腔注射 先将动物固定，腹部用酒精棉球擦试消毒，然后在左或右侧腹部将针头刺入皮下，沿皮下向前推进约0.5厘米，再使针头与皮肤呈45 度角方向穿过腹肌刺入腹腔，此时有落空感，回抽无肠液、尿液后，缓缓推入药液。此法大小鼠用的较多。 5. 静脉注射
是将药液直接注射于静脉管内，使其随着血液分布全身，迅速奏效。但排泄较快，作用时间较短。 ①小鼠、大鼠的静脉注射： 常采用尾静脉注射。鼠尾静脉共有3根，左右两侧和背侧各1根，两侧尾静脉比较容易固定，故常被采用。操作时，先将动物固定在暴露尾部的固定器内(可用烧杯、铁丝罩或粗试管等物代替)，用75％酒精棉球反复擦试使血管扩张，并可使表皮角质软化，以左手拇指和食指捏住鼠尾两侧，使静脉充盈，注射时针头尽量采取与尾部平行的角度进针。开始注射时宜少量缓注，如无阻力，表示针头已进入静脉，这时用左手指将针和尾一起固定起来，解除对尾根部的压迫后，便可进行注射。如有白色皮丘出现，说明未穿刺入血管，应重新向尾部方向移动针头再次穿刺。注射完毕后把尾部向注射侧弯曲以止血。如需反复注射，尽量从尾的末端开始。一次的注射量为每10g体重0.1～0.2ml。 ②豚鼠的静脉注射： 一般采用前肢皮下头静脉。鼠的静脉管壁较脆，注射时应特别注意。 ③兔的静脉注射： 一般采用外耳缘静脉，因其表浅易固定。注射部位除毛，用75％的酒精消毒，手指轻弹兔耳，使静脉充盈，左手食指和中指夹住静脉的近心端，拇指绷紧静脉的远心端，无名指及小指垫在下面，右手持注射器，尽量从静脉的远端刺入血管，移动拇指于针头上以固定，放开食、中指，将药液注入，然后拔出针头，用手压迫针眼片刻以止血。 ④狗的静脉注射： 狗的静脉注射多采用前肢外侧静脉或后肢外侧的小隐静脉。注射部位除毛后，在静脉血管的近心端用橡皮带扎紧，使血管充盈，从静脉的远心端将注射针头平行血管刺入，回抽注射器针栓，如有回血，即可放开像皮带，将药液缓缓注入。 6. 淋巴囊注射 蛙类常采用此法，其皮下有数个淋巴囊，注入药物甚易吸收。腹部淋巴囊和头部淋巴囊常作为蛙类给药途径。一般多选用腹部淋巴囊给药。注射时将针头从蛙大腿上端刺入，经大腿肌层入腹壁肌层，再进入腹壁皮下，即进入淋巴囊，然后注入药液。 （二）经口给药法 1. 口服法：
常用实验动物的给药途径和方法 在动物实验中，为了观察药物对机体功能、代谢及形态的变化，常需将药物注入动物体内。由于实验目的、动物种类、药物剂型不同，给药途径和方法也多种多样。 一经口给药法 (一)灌胃法 此法给药剂量准确，是借灌胃器将药物直接灌到动物胃内的一种常用给药方法。 1、白鼠灌胃法：抓起小鼠，以左手拇指、食指固定头部，小指、无名指和掌心夹注尾巴，使腹部朝上，颈部拉直，右手持灌胃器，将灌胃针从鼠的口角插入口腔，从舌背沿上腭插入食道。灌胃量0.2～0.5ml/10g。 胃管可用适宜口径的硬质塑料管或磨去针头的8号注射针头弯成适当的弧度制成。 注意，操作时不要用力猛插，以免插破食道或误插入器官造成动物死亡。 2、白鼠灌胃法：左手戴上棉手套，用左手拇指和食指将大鼠头部固定，将大鼠 灌胃器沿腭后壁慢慢插入食道。灌胃针插入时应无阻力，如有阻力或动物挣扎则应退针或将针拔出，重新再插。灌胃器由注射器和特殊的灌胃针构成。灌胃量10～20ml/kg 3 兔、犬等:灌胃一般要借助于开口器、灌胃管进行。先将动物固定，再将开口器固定于上下门齿之间，然后将灌胃管(常用导尿管代替)从开口器的小孔插入动物口中，沿咽后壁而进入食道。插入后应检查灌胃管是否确实插入食道。可将灌胃管外开口放入盛水的烧杯中，若无气泡产生，表明灌胃管被正确插入胃中，未误入气管。此时将注射器与灌胃管相连，注入药液。 4、猪的胃内灌注法：给猪下鼻饲管较困难，因猪的鼻翼与上唇联合形成吻突，鼻腔内上下鼻夹与鼻中隔通道极窄，只能通过F10－12号的导尿管，F14号以上的导尿管不能插入，故一般均给猪采用经口入胃的灌胃方法。具体方法是，预先做好一矩形小木块，中间有一洞，让小猪咬住，将其固定，然后再由此洞下胃管。此种操作较为简便。 5、鸟类：包括鸽、鸡等，经口灌胃给药，可由助手将其身体用毛巾裹住固定好。实验者用左手将动物向后拉，使其颈部倾斜，用左拇指和食指将动物嘴撬开，其他三只手指固定好动物头部，右手取带有灌胃针头的注射器，将灌胃针头由动物舌后插入食管。不要象其它动物灌胃时插的太深，如动物不挣扎，插针头又很顺利，即可将药液经口或食管上端罐入胃内。罐入速度要慢。
一、小鼠腹腔注射： 腹腔注射是常见的给药方式，尤其是在麻醉时。常见的麻醉方法均是麻醉药物腹腔注射。 1. 小鼠腹腔注射可以用 2. 腹腔注射时右手持注射器，左手的小指和无名指抓住小鼠的尾巴，另外三个手指抓住小鼠的颈部，使小鼠的头部向下。这样腹腔中的器官就会自然倒向胸部，防止注射器刺入时损伤大肠、小肠等器官。进针的动作要轻柔，防止刺伤腹部器官。 3. 尤其是对于体重较小的小鼠，腹腔注射时针头可以在腹部皮下穿行一小段距离，最好是从腹部一侧进针，穿过腹中线后在腹部的另一侧进入腹腔，注射完药物后，缓缓拔出针头，并轻微旋转针头，防止漏液。液体外漏的主要原因是抓取小鼠时，腹部过紧而致腹内压过高所致，应该紧抓颈部但使其腹部皮肤松软，此时进针注射，不会外漏。 4. 小鼠腹腔注射的给药容积一般为5～10ml/kg 二、皮下注射给药 将药液推入皮下结缔组织，经毛细血管、淋巴管吸收进入血液循环的过程。作皮下注射常选项背或大腿内侧的皮肤。操作时，常规消毒注射部位皮肤，然后将皮肤提起，注射针头取一钝角角度刺入皮下，把针头轻轻向左右摆动，易摆动则表示已刺入皮下，再轻轻抽吸，如无回血，可缓慢地将药物注入皮下。拔针时左手拇、食指捏住进针部位片刻，以防止药物外漏。注射量约为0.1～0.3ml/10g体重。 三、皮内注射给药 将药液注入皮肤的表皮河真皮之间，观察皮肤血管的通透性变化或皮内反应，接种、过敏实验等一般作皮内注射。先将注射部位的被毛剪掉，局部常规消毒，左手拇指和食指按住皮肤使之绷紧，在两指之间，用结核菌素注射器连接4.5针头穿刺，针头进入皮肤浅层，再向上挑起并梢刺入，将药液注入皮内。注射后皮肤出现一白色小皮丘，而皮肤上的毛孔极为明显。注射量为0.1ml/次。 四、肌肉注射给药 小鼠体积小，肌肉少，很少采用肌肉注射。当给小鼠注射不溶于水而混悬于油或其他溶剂中的药物时，采用肌肉注射。操作时1人固定小鼠，另一人用左手抓住小鼠的1条后肢，右手拿注射器。将注射器与半腱肌呈90°角迅速插入1/4，注入药液，用药量不超0.1ml/10g体重。 五、静脉注射给药
第二章动物实验的基本操作与技术 动物实验方法是多种多样的，在医学的各个领域内都有其不同的应用，其中一些基本方法都是共同性的，如动物的选择、抓取、固定、麻醉、脱毛、给药、采血、采尿、急救、处死、尸检等，不管是从事何种课题的医学研究都要用这套基本方法，因此，动物实验基本方法，已成为医学科技工作者必须掌握的一项基本功。 第一节实验动物的抓取固定方法 一、小鼠抓取固定方法 小鼠温顺，一般不会咬人，抓取时先用右手抓取鼠尾提起，置于鼠笼或实验台向后拉，在其向前爬行时，用左手拇指和食指抓住小鼠的两耳和颈部皮肤（见图2-1之一），将鼠体置于左手心中，把后肢拉直，以无名指按住鼠尾，小指按住后腿即可（图2-1之二）。有经验者可直接用左手小指钩起鼠尾，迅速以拇指和食指、中指捏住其耳后颈背部皮肤亦可。这种在手中固定方式，能进行实验动物的灌胃、皮下、肌肉和腹腔注射以及其他实验操作。如进行解剖、手术、心脏采血和尾静脉注射时，则需将小鼠作一定形式的固定，解剖手术和心脏采血等均可使动物先取背卧位（必要时先行麻醉），再用大头针将鼠前后肢依次固定在腊板上。尾静脉注射时，可用小鼠尾静脉注射架固定（图2-2），先根据动物大小选择好合适的固定架，并打开鼠筒盖，手提鼠尾巴，让动物头对准鼠筒口并送入筒内，调节鼠筒长短合适后，露出尾巴，固定筒盖即可进行尾静脉注射或尾静脉采血等操作。 图2-1 小鼠的抓取固定方法
图2-2 小鼠尾静脉注射方法 二、大鼠的抓取固定方法 大鼠的抓取方法基本同小鼠，只不过大鼠比小鼠牙尖性猛，不易用袭击方式抓取，否则会被咬伤手指。抓取时为避免咬伤，可带上帆布手套。如果进行腹腔、肌肉皮下等注射和灌胃时，同样可采用左手固定法，只是用拇指和食指捏住鼠耳，余下三指紧捏鼠背皮肤，置于左掌心中，这样右手即可进行各种实验操作。也可伸开左手之虎口，敏捷地从后一把抓住。若做手术或解剖等，则需事先麻醉或处死，然后用细棉线绳活结缚腿，背卧位绑在大鼠固定板上；尾静脉注射时的固定同小鼠（只需将固定架改为大鼠固定盒）。 第二节实验动物编号标记方法 动物在实验前常常需要作适当的分组，那么就要将其标记使各组加以区别。标记的方法很多，良好的标记方法应满足标号清晰、耐久、简便、适用的要求。 常用的标记法有染色、烙印、号牌等方法。 一、颜料涂染 这种标记方法在实验室最常使用，也很方便。使用的颜料一般用3-5%苦味酸溶液（黄色），标记时用毛笔或棉签蘸取上述溶液，在动物体的不同部位涂上斑点，以示不同号码。编号的原则是：先左后右，从上到下。 二、烙印法 用刺数钳在动物耳上刺上号码，然后用棉签蘸着溶在酒精中的黑墨在刺号上加以涂抹，烙印前最好对烙印部位预先用酒精消毒。 三、号牌法 用金属制的牌号固定于实验动物的耳上，大动物可系于颈上。 对猴、狗、猫等大动物有时可不做特别标记，只记录它们的外表和毛色即可。 第三节实验动物给药途径和方法 在动物实验中，为了观察药物对机能功能、代谢及形态引起的变化，常需将药物注入动物体内。给药的途径和方法是多种多样的，可根据实验目的、实验动物种类和药物剂型等情况确定。 一、皮下注射